Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

Artículo de método

No invasiva

8.3K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/55180

⸱

8 de mayo de 2017

 ,  ,  ,  , 
1Werner Siemens Imaging Center, Department of Preclinical Imaging and Radiopharmacy, Eberhard Karls University of Tübingen, 2Department of Nuclear Medicine, Eberhard Karls University of Tübingen, 3Department of Dermatology, Eberhard Karls University of Tübingen

En este artículo

Resumen

Este documento explica la aplicación de imagen fluorescente utilizando una sonda de formación de imágenes óptico activable para visualizar la actividad in vivo de las metaloproteinasas de matriz de teclas en dos modelos experimentales diferentes de inflamación.

Resumen

Este documento describe un método no invasivo para metaloproteinasas de la matriz de formación de imágenes (MMP) -Actividad por una sonda fluorescente activable, a través de fluorescencia in vivo de imágenes ópticas (OI), en dos modelos diferentes de ratón de inflamación: a la artritis reumatoide (RA) y un contacto reacción de hipersensibilidad (CHR) modelo. La luz con una longitud de onda en la ventana de infrarrojo cercano (NIR) (650 - 950 nm) permite una penetración más profunda del tejido y la absorción de la señal mínima en comparación con las longitudes de onda por debajo de 650 nm. Las principales ventajas utilizando fluorescencia OI es que es barato, rápido y fácil de implementar en diferentes modelos animales.

sondas fluorescentes activables son ópticamente silenciosa en sus estados inactivados, pero se convierten en altamente fluorescente cuando es activado por una proteasa. MMP activadas conducen a la destrucción de tejidos y juegan un papel importante para la progresión de la enfermedad en las reacciones de hipersensibilidad de tipo retardado (DTHRs) como la AR y CHR. Además, las MMPs sonLas proteasas clave para el cartílago y la degradación ósea y son inducidas por macrófagos, fibroblastos y condrocitos en respuesta a citoquinas pro-inflamatorias. Aquí se utiliza una sonda que se activa por la clave MMPs como MMP-2, -3, -9 y -13 y describir un protocolo de imagen para la fluorescencia infrarroja cercana OI de MMP actividad en la AR y el control de ratones 6 días después de la inducción de la enfermedad, así Como en ratones con reuma aguda (1x desafío) y crónica (5x desafío) en el oído derecho en comparación con oídos sanos.

Introducción

Las enfermedades autoinmunes tales como la artritis reumatoide (RA) o psoriasis vulgar se clasifican como de tipo retardado reacciones de hipersensibilidad (DTHRs). 1 RA es una enfermedad autoinmune común caracterizada por sinovitis erosiva y destrucción de las articulaciones. 2 articulaciones artríticas inflamadas demuestran la infiltración y proliferación de células inflamatorias, un aumento de la expresión de las células pro-inflamatorias que conducen a la formación de pannus, cartílago y destrucciones óseas. 3, 4 La escisión de moléculas de matriz extracelular, como el colágeno por metaloproteinasas de la matriz (MMPs), es esencial para la conversión de tejido y la angiogénesis y causa destrucciones tisulares. 5, 6 de contacto reacciones de hipersensibilidad (CHR) se caracterizan por la agregación de los neutrófilos que conduce a un estallido oxidativo. 7 De manera similar a la AR, las MMP en CHR son INVOLved en la conversión de tejido, la migración celular y la angiogénesis con el fin de establecer la inflamación crónica.

Para investigar RA, se utilizó la isomerasa de glucosa-6-fosfato (GPI) de inyección -suero modelo de ratón. 8 El suero de los ratones K / BxN transgénicas que contienen anticuerpos contra GPI, se inyectó en ratones BALB / c tratados previamente después de lo cual la inflamación reumática comenzó a desarrollar dentro de las 24 h con un máximo de la hinchazón del tobillo en el día 6 después de la inyección GPI-suero (véase 1.1). Para analizar CHR crónica, C57BL / 6 ratones fueron sensibilizados con trinitroclorobenceno (TNCB) en el abdomen. La oreja derecha fue desafiado hasta 5 veces empezando 1 semana después de la sensibilización (véase también 1.1 y 1.2).

No invasiva pequeña OI animal es una técnica basada en la investigación in vivo de fluorescent-, chemiluminescent- y bioluminiscentes señales, que se utilizan principalmente en la investigación preclínica. Los datos semi-cuantitativos adquirida da una visión de la Molecmecanismos Ular en los órganos y tejidos del saludables, así como modelos animales experimentales enfermas, y permite longitudinal seguimiento mediciones (por ejemplo, para evaluar los perfiles de respuesta terapéutica in vivo). Una gran ventaja de estudios longitudinales es la reducción del número de animales, como los mismos animales se pueden medir en los estudios de seguimiento en varios puntos de tiempo en lugar de utilizar diferentes ratones por punto de tiempo. La resolución de OI permite imágenes funcionales detalladas de los órganos y estructuras de tejido incluso más pequeños en animales de experimentación.

El uso de filtros de excitación y emisión específicos con un espectro de transmisión estrecha, una protección contra la luz dispersada por una prueba de luz "caja oscura" y un dispositivo de carga acoplada sensible (CCD), que se enfría en muchos dispositivos hasta -70 ° C , permite altamente específica y mediciones sensibles de señales de fluorescencia.

Mediante el uso de agentes fluorescentes con excitación-yLos espectros de emisión en la ventana de fluorescencia del infrarrojo cercano (650 - 950 nm), se pueden mejorar significativamente las relaciones señal / ruido. La ventana de fluorescencia del infrarrojo cercano se caracteriza por una absorción relativamente baja de la señal por la hemoglobina y el agua, así como por una baja fluorescencia de fondo. 9 Esto permite una profundidad de penetración de hasta 2 cm en el tejido de animales pequeños. Las sondas OI pueden dirigirse directamente a un objetivo ( por ejemplo, mediante un anticuerpo marcado con fluorescencia) o pueden activarse en el tejido diana ( por ejemplo, por proteasas). Las sondas OI activables son opticamente silenciosas en su forma inactivada debido a la transferencia de energía de resonancia de Förster (FRET) a un resto de extinción, que transfiere la energía de excitación dentro de la molécula a otro dominio. Si el colorante es escindido (por una proteasa, por ejemplo) la energía ya no se transfiere dentro de la molécula y una señal fluorescente puede ser detectada por OI. Esto permite el diseño de sondas OI con alta especificidadY para distintos procesos biológicos y excelentes relaciones señal / ruido.

El siguiente protocolo explica en detalle la preparación de los animales, las mediciones de OI usando una sonda de OI Activable para visualizar la actividad de MMP-2, -3, -9 y -13 in vivo y dos modelos experimentales de inflamación (RA, CHR).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

Todos los procedimientos descritos en este documento siguieron las directrices y estándares internacionales de cuidado y uso de animales de laboratorio y fueron aprobados por el Comité de Bienestar y Ética Animal de la Comisión Nacional de Tuebingen, Alemania. Se mantuvieron ratones BALB / c y C57BL / 6 de 8 - 12 semanas de edad en un ciclo de luz: oscuridad de 12 h: 12 h y se alojaron en IVCs y condiciones ambientales estandarizadas a 22 ± 1ºC en grupos de 2 - 5 con agua y Acceso al alimento ad libitum .

1. Preparación del material

  1. Diluir el colorante OI para la obtención de imágenes de fluorescencia en el infrarrojo cercano de acuerdo con la hoja de datos respectiva directamente antes de la inyección. El colorante OI activable (sonda comercial con una excitación a 680 nm) para medir las MMP in vivo está listo para su uso a una concentración de 20 nmol en 1,5 ml 1x PBS. Agite suavemente o vórtice la solución antes de usarla. El colorante OI puede almacenarse a 2-8 ° C durante hasta 6 meses cuando está protegido de la luz.
  2. Para la administración intravenosa (iv) las inyecciones se preparan de un catéter venoso. Use un 20 U (0,5 ml) jeringa de insulina lleno de solución salina al 0,9% (que contiene 10 unidades de inyección de heparina en 50 ml), y una aguja de calibre 30 unida a un catéter de polietileno. Inyectar la dosis recomendada de 2 nmol por ratón del colorante OI.

2. La inducción de la artritis reumatoide y la reacción de contacto hipersensibilidad crónica

  1. Artritis reumatoide:
    1. Diluir 100! L de suero (a base de ratones K / BxN 10) anticuerpos que contienen (AB) contra isomerasa de glucosa-6-fosfato (GPI) 1: 1 con 1x PBS (200 l) para inducir la RA. Almacenar el suero diluido a -80 ° C. Los procedimientos detallados para la inducción de la RA se describen por Monach et al. 8.
    2. Para inducir la RA, levante cada ratón suavemente por la cola y se inyecta 200 l de la intraperitoneal suero diluido (ip) en el día 0 de tEl experimento Después de la inyección, coloque el ratón directamente en su jaula.
    3. Opcionalmente, se miden los diámetros del tobillo de cada tobillo, antes de las inyecciones de AB y se define una "puntuación artrítica" ( Figura 1A ). Continuar midiendo la hinchazón del tobillo diariamente hasta el día 6 después del suero GPI usando un dispositivo de medición mecánico (micrómetro).
    4. Inyectar el colorante OI activable (paso 1.1 - 1.2), para medir la actividad MMP in vivo iv en la vena de la cola de ratones RA Al día 5 después de la inyección de GPI-suero y en la vena de la cola de ratones de control. Realizar experimentos de imagen óptica 24 h después de la inyección de la vena de la cola.
  2. Reacción de hipersensibilidad de contacto:
    1. Para la sensibilización de ratones C57BL / 6, preparar una solución de TNCB al 5% disuelta en una mezcla 4: 1 de acetona / aceite.
    2. Anestesiar los ratones C57BL / 6 usando isoflurano al 1,5% vaporizado en oxígeno al 100% (1,5 l / min). Una vez que los ratones son anestesiados, colóquelo en un loco (Un corte de 5 ml de jeringa de polietileno, conectado al tubo de 1,5% en volumen de isoflurano) y mantener la anestesia. Aplique el ungüento del ojo del veterinario en los animales anestesiados para prevenir sequedad de los ojos mientras que anestesiado.
    3. Afeitar el abdomen con cuidado (2 x 2 cm) usando un pequeño cortador de pelo animal. Evite dañar la piel, ya que esto puede llevar a señales fluorescentes inespecíficas dentro del animal y puede influir en los resultados del estudio.
    4. Aplique lentamente 80 μL de la solución de TNCB al 5% en el área del abdomen afeitado usando una pipeta de 100 μl para sensibilizar al animal. Coloque el ratón suavemente de nuevo en su jaula teniendo cuidado de asegurar que los ojos del ratón no entrar en contacto con la ropa de cama para evitar lesiones de la córnea y evitar las bajas temperaturas del cuerpo durante la fase de recuperación.
    5. Seis días después de la sensibilización, se prepara una solución de TNCB al 1% (disuelta en una mezcla 9: 1 de acetona / aceite) y se aplican 20 μl en la oreja derecha utilizando una pipeta para provocar CHSR aguda y crónica."> 1
      1. Comience con el desafío st 1 en ambos lados de la oreja derecha con 20 l de solución de TNCB 1% usando una pipeta de 100 l y repetir el reto cada segundo día hasta cinco veces (día 15 después de la sensibilización) para provocar CHR (Figura 1B) . Medir grosor de la oreja al día, utilizando un dispositivo de medición micrómetro.
    6. Inyectar el colorante OI activable (una sonda comercial con excitación a 680 nm) (etapa 1/1 a 1/2) para medir la actividad de MMP in vivo en ratones CHR 12 h después del desafío. Realizar experimentos de imagen 24 h después de la inyección en vena de cola óptica (iv).

3. Preparación de los animales para Imaging óptico

  1. Chow Interruptor de ratón (al menos 3 días antes de imagen) a la baja o no de fluorescencia Chow (por ejemplo, libre de manganeso) para evitar la interferencia de auto-fluorescencia (alrededor de 700 nm) con la señal de fluorescencia de los agentes de OI utilizados.
  2. Colocar el animal enA una caja de anestesia y anestesiar usando isoflurano al 1,5% en volumen vaporizado con oxígeno (1,5 l / min) (el oxígeno puede ser reemplazado por aire, pero necesita ser estandarizado dentro de un experimento).
  3. Cuando el ratón está visiblemente anestesiado, colóquelo en un cono de nariz hecho a sí mismo (construido por una jeringa de polietileno de 5 ml cortada, conectada al tubo de isoflurano al 1,5% en volumen) y mantenga la anestesia.
  4. Afeitar el animal cuidadosamente en el sitio de destino (2 cm x 2 cm) usando un pequeño cortador de pelo animal. Evite dañar la piel, ya que esto puede llevar a señales fluorescentes inespecíficas dentro del animal y puede influir en los resultados del estudio.
    NOTA: Los pelos pueden absorber la señal de fluorescencia durante OI (dependiendo de la cepa del ratón, se observa más o menos absorción) dependiendo de la región de interés (ROI).
  5. Para la inyección intravenosa, coloque la cola del ratón en agua caliente, para inducir vasodilatación, limpie suavemente la piel en el lugar de la inyección con alcohol y comience colocando el catéter enel sitio distal de la cola. Colocar el "corte" borde de la aguja en, en un ángulo de 20 ° en la vena de la cola y probar la correcta colocación del catéter por la re-suspensión de la jeringa.
  6. Si el catéter está colocado correctamente, sustituir la jeringa e inyectar la sonda OI (2 nmol). Después de la inyección, reemplazar la jeringa e inyectar 25 l de solución salina al 0,9% a totalmente claro el volumen muerto del tubo de polietileno.
    NOTA: El tejido tiempo de vida media del colorante OI utilizado (una sonda comercial con excitación a 680 nm) para medir la actividad de MMP in vivo es de 72 h. Para garantizar un juego completo, una re-inyección del colorante no se recomienda antes de 7 días después de una inyección previa.

4. imágenes ópticas

  1. Colocar un plástico negro o una hoja de papel en el cuadro negro de la OI-escáner en el centro del campo de visión (FOV).
  2. Establecer un protocolo de medición y elegir la longitud de onda adecuada (excitación: 680 ± 10 nm y correoMisión: 700 ± 10 nm) y de imagen parámetros.
    NOTA: En algunos sistemas de OI, la configuración para varios colorantes de imagen es predefinido.
  3. Para elegir el protocolo correcto para obtener imágenes de fluorescencia, abra el software de imagen (proporcionado por el fabricante) e inicializar el sistema. La mayoría de las cámaras CCD necesitan para enfriar a su temperatura de trabajo, y esto puede tomar 10 minutos. Para obtener resultados fiables, espere hasta que el sistema está listo.
  4. Observe el vivo de imágenes panel de control de adquisición de sistema en Pop Up y cada par filtro seleccionado representará una imagen de la secuencia. En este caso, adquirir una imagen con los pares de filtros para el colorante comercial con y una excitación y de emisión de longitud de onda de 680 ± 10 nm y 700 ± 10 nm, respectivamente, y comenzar la medición (Pulse "Adquirir secuencia"). Para obtener instrucciones más detalladas, consulte el manual del fabricante.
  5. Etiquetar las imágenes de manera adecuada y guardar la información en el "Editar imagenEtiquetas" ventana, que aparecerá después de la 'secuencia de Acquire'.
  6. Tome una exploración de referencia de cada animal antes de la inyección del colorante OI, o utilizar animales de control no tratados previamente para diferenciar la señal de fondo.
  7. h después de la inyección en vena de cola del colorante OI, colocar los animales en el centro del FOV, en una posición para medir la señal más alta en el sistema de OI, y empezar las mediciones.
    NOTA: Importante: La hipotermia puede influir significativamente en la distribución de los agentes de imagen. Asegúrese de que la etapa se calienta hasta 37 ° C para evitar la hipotermia del animal. Imaging puede realizarse simultáneamente con los animales en grupos de 1 a 5 ratones. Seleccione el tamaño del campo de visión en función del número de animales para medir al mismo tiempo. Puede tomar una imagen de campo claro para comprobar si cada ratón es visible.

Análisis 5. Datos

NOTA: Realizar un análisis de los datos utilizando el software siguiente imagenel protocolo del fabricante.

  1. Para las mediciones de la AR, utilice la unidad de calibrado de la emisión de fotones como se muestra en la Figura 2, mientras que crónica CHSR se representa como intensidad de la señal en porcentaje (eficiencia).
  2. Para dibujar regiones de interés de forma manual, utilice la placa de herramienta. Para el análisis de las imágenes con AR utilizar un círculo estandarizada, colocado alrededor de la señal más alta de todos los tobillos y las patas de cada animal. Para analizar la CISS, colocar las regiones de interés alrededor de todo el oído derecho y el izquierdo según la imagen de campo claro.
  3. Para medir la emisión de fotones o señal de valores de intensidad en la ROI, pulse "medida" específica dibujada. El sistema proporcionará valores de la ROI dibujado para el análisis estadístico descriptivo.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

Para inducir la artritis reumatoide (RA) en ratones BALB / c ingenuos, se inyectaron ip animales con autoanticuerpos (dilución 1: 1 con 1x PBS) frente a GPI el día 0. La inflamación máxima (hinchazón de tobillo) en este suero GPI inducido El modelo RA es el día 6 después de la inyección 11 . Por lo tanto, se prepararon 2 nmol del colorante OI activable e inyectaron iv en la vena de cola de ratones artríticos y animales de control sanos al día 5. ...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

OI es una herramienta muy útil, rápida y barata para la imaginería molecular in vivo no invasiva en la investigación preclínica. Una fuerza particular de OI es la capacidad de monitorear procesos altamente dinámicos como respuestas inflamatorias. Por otra parte, OI permite que uno siga el curso de una enfermedad por un período extenso de tiempo, extendiéndose de días a las semanas.

OI tiene varias ventajas sobre otras modalidades de imagen in vivo, tales c...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Damos las gracias a Daniel Bukala, Natalie Altmeyer y Funda Cay por su excelente soporte técnico. Agradecemos a Jonathan Cotton, Greg Bowden y Paul Soubiran por editar el manuscrito. Este trabajo fue apoyado por la Werner Siemens-Fundación y la Facultad de Medicina de la Universidad Eberhard Karls de Tübingen ('' Promotionskolleg '') y por el DFG a través de la CRC 156 (proyecto C3).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
CornergelGerhard Mann GmbH1224635ungüento oftálmico 
ForeneAbbott GmbH4831850insulina de isoflurano
U40Becton Dickinson and Company324876
HeparinSintetica6093089
High-Med-PE 0,28 x 0,61 mmReichelt Chemietechnik GmbH+Co28460tubo de polietileno, diámetro interior 0,28 mm, diámetro exterior 0,61  mm 
BD Agujas Biseladas Regulares, 30 GBecton Dickinson & Co. Ltd.305106cánula de inyección de 30 G
RTA-0011 Vaporizador de isofluranoVetland Medical Sales and Services LLC-Artagainde
dibujoStrathmore Artist Paper446-8negro carbón
IVIS SpectrumPerkin Elmer124262Sistema óptico de imagen
BD Agujas biseladas regulares, 25 gBecton Dickinson and Company305122
2-cloro-1,3,5-trinitrobencenoSigma Aldrich GmbH7987456FTNCB
MMPSense 680Perkin Elmer NEV10126colorante fluorescente para imágenes
Oditest Koreplin GmbHC1X018medición mecánica
Miglyol 812SASOL-Oil
  BALB/C, C57BL/6Laboratorios Charles River -Ratones utilizados para experimentos
PBSSigma Aldrich GmbHPara la dilución del suero de AR 
Pipeta (100 µ L)Eppendorf Utilizado para la aplicación TNCB  
afeitadora Wahl 9962Recortadora de pelo de animales
Living Image Perkin Elmer Software de adquisición de imágenes para medir la OI
jeringa de papel

Referencias

  1. Veale, D. J., Ritchlin, C., FitzGerald, O. Immunopathology of psoriasis and psoriatic arthritis. Ann Rheum Dis. 64, 26(2005).
  2. Harris, E. D. Rheumatoid arthritis. Pathophysiology and implications for therapy. N Engl J Med. 322 (18), 1277-1289 (1990).
  3. Lee, D. M., Weinblatt, M. E. Rheumatoid arthritis. Lancet. 358 (9285), 903-911 (2001).
  4. Firestein, G. S. Immunologic mechanisms in the pathogenesis of rheumatoid arthritis. J Clin Rheumatol. 11, S39-S44 (2005).
  5. Pap, T., et al. Differential expression pattern of membrane-type matrix metalloproteinases in rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum. 43 (6), 1226-1232 (2000).
  6. Firestein, G. S., Paine, M. M. Stromelysin and tissue inhibitor of metalloproteinases gene expression in rheumatoid arthritis synovium. Am J Pathol. 140 (6), 1309-1314 (1992).
  7. Schwenck, J., et al. In vivo optical imaging of matrix metalloproteinase activity detects acute and chronic contact hypersensitivity reactions and enables monitoring of the antiinflammatory effects of N-acetylcysteine. Mol Imaging. 13, (2014).
  8. Monach, P. A., Mathis, D., Benoist, C. The K/BxN arthritis model. Curr Protoc Immunol. 15, 22(2008).
  9. Zelmer, A., Ward, T. H. Noninvasive fluorescence imaging of small animals. J Microsc. 252 (1), 8-15 (2013).
  10. Kouskoff, V., et al. Organ-specific disease provoked by systemic autoimmunity. Cell. 87 (5), 811-822 (1996).
  11. Fuchs, K., et al. In vivo imaging of cell proliferation enables the detection of the extent of experimental rheumatoid arthritis by 3'-deoxy-3'-18f-fluorothymidine and small-animal PET. J Nucl Med. 54 (1), 151-158 (2013).
  12. Schwenck, J., et al. Fluorescence and Cerenkov luminescence imaging. Applications in small animal research. Nuklearmedizin. 55 (2), 63-70 (2016).
  13. Mahling, M., et al. A Comparative pO2 Probe and [18F]-Fluoro-Azomycinarabino-Furanoside ([18F]FAZA) PET Study Reveals Anesthesia-Induced Impairment of Oxygenation and Perfusion in Tumor and Muscle. PLoS One. 10 (4), 0124665(2015).
  14. Fuchs, K., et al. Oxygen breathing affects 3'-deoxy-3'-18F-fluorothymidine uptake in mouse models of arthritis and cancer. J Nucl Med. 53 (5), 823-830 (2012).
  15. Fuchs, K., et al. Impact of anesthetics on 3'-[18F]fluoro-3'-deoxythymidine ([18F]FLT) uptake in animal models of cancer and inflammation. Mol Imaging. 12 (5), 277-287 (2013).
  16. Liu, N., Shang, J., Tian, F., Nishi, H., Abe, K. In vivo optical imaging for evaluating the efficacy of edaravone after transient cerebral ischemia in mice. Brain Res. 1397, 66-75 (2011).
  17. Sheth, R. A., Maricevich, M., Mahmood, U. In vivo optical molecular imaging of matrix metalloproteinase activity in abdominal aortic aneurysms correlates with treatment effects on growth rate. Atherosclerosis. 212 (1), 181-187 (2010).
  18. Chen, J., et al. Near-infrared fluorescent imaging of matrix metalloproteinase activity after myocardial infarction. Circulation. 111 (14), 1800-1805 (2005).
  19. Wallis de Vries, B. M., et al. Images in cardiovascular medicine. Multispectral near-infrared fluorescence molecular imaging of matrix metalloproteinases in a human carotid plaque using a matrix-degrading metalloproteinase-sensitive activatable fluorescent probe. Circulation. 119 (20), e534-e536 (2009).
  20. Weissleder, R., Tung, C. H., Mahmood, U., Bogdanov, A. In vivo imaging of tumors with protease-activated near-infrared fluorescent probes. Nat Biotechnol. 17 (4), 375-378 (1999).
  21. Cortez-Retamozo, V., et al. Real-time assessment of inflammation and treatment response in a mouse model of allergic airway inflammation. J Clin Invest. 118 (12), 4058-4066 (2008).
  22. McIntyre, J. O., et al. Development of a novel fluorogenic proteolytic beacon for in vivo detection and imaging of tumour-associated matrix metalloproteinase-7 activity. Biochem J. 377, 617-628 (2004).
  23. Scherer, R. L., VanSaun, M. N., McIntyre, J. O., Matrisian, L. M. Optical imaging of matrix metalloproteinase-7 activity in vivo using a proteolytic nanobeacon). Mol Imaging. 7 (3), 118-131 (2008).
  24. Olson, E. S., et al. In vivo characterization of activatable cell penetrating peptides for targeting protease activity in cancer. Integr Biol (Camb. 1 (5-6), 382-393 (2009).
  25. Duijnhoven, S. M., Robillard, M. S., Nicolay, K., Grull, H. Tumor targeting of MMP-2/9 activatable cell-penetrating imaging probes is caused by tumor-independent activation). J Nucl Med. 52 (2), 279-286 (2011).
  26. Schafers, M., Schober, O., Hermann, S. Matrix-metalloproteinases as imaging targets for inflammatory activity in atherosclerotic plaques. J Nucl Med. 51 (5), 663-666 (2010).
  27. Wagner, S., et al. A new 18F-labelled derivative of the MMP inhibitor CGS 27023A for PET: radiosynthesis and initial small-animal PET studies. Appl Radiat Isot. 67 (4), 606-610 (2009).
  28. Waschkau, B., Faust, A., Schafers, M., Bremer, C. Performance of a new fluorescence-labeled MMP inhibitor to image tumor MMP activity in vivo in comparison to an MMP-activatable probe. Contrast Media Mol Imaging. 8 (1), 1-11 (2013).
  29. Vogl, T., et al. Alarmin S100A8/S100A9 as a biomarker for molecular imaging of local inflammatory activity. Nat Commun. 5, 4593(2014).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

Imagen de fluorescencia in vivodetecci n de la actividad de las MMPsonda fluorescente activableimagen en el infrarrojo cercanomodelo de artritis reumatoidemodelo de hipersensibilidad por contactoesc ner de im genes pticasan lisis de la se al de fluorescenciametaloproteinasas de matrizimagen de la inflamaci n
No invasiva
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Términos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.