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Artículo de método

Rescate y Caracterización del Virus Recombinante de un Nuevo Mundo Zika Virus Infectious Clone

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DOI:

10.3791/55857

⸱

7 de junio de 2017

 ,  ,  ,  , 
1Department of Microbiology, Immunology, and Pathology, Colorado State University, 2Division of Vector-Borne Diseases, Centers for Disease Control and Prevention

En este artículo

Resumen

Este protocolo describe la recuperación del virus Zika infeccioso a partir de un clon de ADNc infeccioso de dos plásmidos.

Resumen

Los clones de cDNA infecciosos permiten la manipulación genética de un virus, facilitando así el trabajo sobre vacunas, patogénesis, replicación, transmisión y evolución viral. Aquí se describe la construcción de un clon infeccioso para el virus Zika (ZIKV), que actualmente está causando un brote explosivo en las Américas. Para evitar la toxicidad a las bacterias que se observa comúnmente con los plásmidos derivados de flavivirus, se generó un sistema de dos plásmidos que separa el genoma en el gen NS1 y es más estable que las construcciones de longitud completa que no pudo ser recuperado con éxito sin mutaciones. Después de la digestión y la ligación para unir los dos fragmentos, ARN viral de longitud completa puede ser generado por transcripción in vitro con ARN polimerasa T7. Tras la electroporación del ARN transcrito en las células, se recuperó el virus que exhibía cinética de crecimiento in vitro similar y fenotipos de virulencia e infección in vivo en ratones y mosquitos, respectivamente.

Introducción

El virus Zika (ZIKV, Familia Flaviviridae : Género Flavivirus ) es un flavivirus transmitido por mosquitos que llegó a Brasil en 2013-14 y posteriormente se asoció con un brote masivo de enfermedad febril que se extendió a través de las Américas 1 . Además, ZIKV se ha relacionado con graves resultados de la enfermedad, como el síndrome de Guillain-Barré en adultos y microcefalia en fetos y neonatos [ 2] . Poco se sabía acerca de ZIKV antes de su rápida propagación en el hemisferio occidental. Esto incluyó la falta de herramientas moleculares, dificultando así la investigación mecanicista. Las herramientas moleculares para los virus, como los clones de cDNA infecciosos, facilitan el desarrollo terapéutico de las vacunas y antivirales y permiten la evaluación de factores genéticos virales relacionados con la patogénesis viral diferencial, la respuesta inmune y la evolución viral.

Se sabe que los clones infecciosos de flavivirus son altamente inestables en bacterias debido a crY promotores prokaryotic yptic presentes en sus genomas 3 . Se han utilizado varios enfoques para mitigar este problema; Incluyendo la inserción de repeticiones en tándem aguas arriba de las secuencias víricas 4 , mutación de las secuencias putativas del promotor procariótico 5 , división del genoma en múltiples plásmidos 6 , vectores de bajo número de copias (incluidos los cromosomas artificiales bacterianos) 7 , 8 e inserción de intrones en el genoma viral 9 . Se ha descrito un sistema de longitud completa sin modificaciones para ZIKV; Sin embargo, este clon parecía estar atenuado en cultivo celular y en ratones 10 . Otros grupos han introducido intrones en el genoma ZIKV, permitiendo la interrupción de secuencias inestables en bacterias que pueden ser empalmadas en células de mamíferos in vitro para la producción de virus infeccioso 11, 12 . Además, se ha utilizado con éxito un sistema basado en PCR denominado Infectious Subgenomic-Amplicons para rescatar la cepa MR766 de ZIKV 13 . El enfoque aquí descrito no requiere secuencias foráneas, sino que altera el genoma en la región de alta inestabilidad mediante el uso de múltiples plásmidos, que se ha utilizado previamente con éxito con la fiebre amarilla 6 , dengue 14 , 15 y virus del Nilo Occidental 16 . Además, la adición de la secuencia de ribozima de hepatitis D en los extremos genómicos víricos facilita la creación de un extremo 3 'auténtico sin la necesidad de la adición de un sitio de linealización. Además, ambos plásmidos se construyen en un vector de número de copias bajas (pACYC177, ~ 15 copias por célula) para mitigar cualquier toxicidad residual 17 . El virus recuperado muestra un perfil de crecimiento comparable alParental en curvas de crecimiento in vitro en 8 líneas celulares que comprenden una variedad de tipos de células derivadas de mamíferos e insectos, y ha exhibido perfiles patógenos idénticos en ratones y tasas de infección, diseminación y transmisión en mosquitos 18 .

En el presente documento, detallamos un protocolo que describe cómo cultivar los plásmidos de clones infecciosos, genera ARN viral de longitud completa (el genoma viral) in vitro y recupera el virus infeccioso en cultivo celular. En primer lugar, se describe la propagación de los plásmidos en bacterias o sin bacterias de amplificación mediante amplificación de círculo de rodadura (RCA). A continuación, se muestra cómo se digieren los dos plásmidos y luego se ligan entre sí para generar el virus de longitud completa. Por último, se describe la producción de ARN transcrito y su posterior electroporación en células Vero, seguido de la valoración del virus recuperado ( Figura 1 ]. El enfoque descrito es rápido,R recuperación de las poblaciones de virus infecciosos en 1-2 semanas.

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Protocolo

1. Transformación y recuperación de plásmidos de clones infecciosos

  1. Transformar ambos plásmidos (por separado) utilizando un protocolo de transformación comercial ( por ejemplo , NEB 5 Minute Transformation Protocol) con algunas modificaciones. Ambos plásmidos contienen un gen que codifica la resistencia a ampicilina, por lo tanto, usan ampicilina o carbenicilina para la selección. Se prefiere la carbenicilina, ya que es más estable.
    1. Retirar las células (ver tabla de materiales) de -80 ° C congelador y descongelar en hielo durante 5-10 min. Caldo de lysogénesis pre-calcinado (LB) (conteniendo 10 g / L de NaCl y 25 μg / mL de carbenicilina, llamado LB-carb) y el caldo con catabolita (SOC (sin antibióticos) - a 37 ° C.
    2. Añadir entre 100 pg-10 ng en 1 μl de ADN plasmídico a un tubo que contenga 50 μl de células competentes; Mezcle suavemente haciendo chasquear el tubo.
    3. Incubar los tubos en hielo durante 5 min.
    4. Tubos de choque térmico a 42 ° C durante 30 sEn un baño de agua. Regrese al hielo por 2 minutos inmediatamente después del choque térmico.
    5. Pipetee 950 μL de temperatura ambiente en cada tubo y mezcle por pipeteado. Se disemina 100 μL de la mezcla bacteriana sobre una placa de LB-carb e incuba durante la noche a 37 ° C (aproximadamente 12-14 h).
  2. Quitar las placas de 37 ° C incubadora después de 12-14 h de incubación. Colocar las placas en un cajón oscuro a temperatura ambiente para permitir que las colonias continúen creciendo (aproximadamente 8-9 h).
  3. Utilizando 5 mL de Caldo Terrific (TB, que contiene 25 μg / mL de carbenicilina, llamado TB-carb), crecen 5-10 pequeñas colonias para cada plásmido durante la noche a 30 ° C en un agitador bacteriano (aproximadamente 14-16 h).
    NOTA: Las colonias pequeñas son un indicador de que el plásmido está intacto; Las colonias con plásmidos que contienen delecciones, reordenamientos o mutaciones (en lo sucesivo denominados eventos de inestabilidad) crecerán más rápidamente y, por tanto, serán más grandes. Por lo tanto, uno debe tratar de recoger las colonias más pequeñas en la placa, específicamente noT seleccionando las colonias más grandes presentes. También se pueden seleccionar algunas colonias de tamaño medio para que sean completas. La temperatura más baja utilizada reduce la probabilidad de que las células crezcan demasiado (DO 600 de más de 0,6-0,8). Como la mayoría de los investigadores realizan crecimiento durante la noche, permite más control y menor probabilidad de crecimiento excesivo.
  4. Compruebe si hay turbidez en los cultivos líquidos (aproximadamente DO 600 de 0,6-0,8). Coloque los tubos turbios a 4 ° C y permita que otros tubos se vuelvan turbios creciendo por más tiempo.
    NOTA: No cultivar bacterias a valores de DO 600 mayores de lo recomendado, ya que pueden ocurrir eventos de inestabilidad plasmídica.
  5. Extraer el ADN del plásmido de las bacterias con un kit comercial de miniprep de plásmido (Ver Tabla de Materiales). Eluir en 15 μL de tampón de elución precalentado (hasta 70 ° C en un bloque de calentamiento). Dejar que el tampón de elución se incube en la columna durante 5 minutos antes de la centrifugación.
    NOTA: Preserve al menos 1 mL de este cultivo de arranque a 4 ° C paraUso adicional en la siguiente etapa.
  6. Digerir 10 μL de los plásmidos recuperados para evaluar si los eventos de inestabilidad del plásmido se produjeron durante el cultivo.
    NOTA: Digerir p1 con SalI / NheI y p2 con BamHI / HindIII a 37 ° C durante 1 h. Confirme la presencia de las bandas correctas después de la digestión ( Figura 2a ) por electroforesis en gel y continúe con el paso 2. Si se prepara ADN de plásmido mediante amplificación en círculo rodante (RCA), reserve parte del eluido de miniprep para servir como molde.

2. Preparación de ADN plasmídico suficiente para la ligadura

NOTA: La ligadura y la electroporación subsecuente requieren una cantidad suficiente de ADN plasmídico que debe generarse a través de maxiprep o RCA. Mientras que el maxiprep es el enfoque tradicionalmente utilizado, RCA ofrece la ventaja de no requerir bacterias, eliminando así el potencial de toxicidad inducida por plásmidos en bacterias que pueden dar lugar a eventos de inestabilidad.

  1. Realice el siguiente procedimiento maxiprep.
    1. Para cada plásmido que demostró el patrón de digestión de la enzima de restricción correcto en la sección anterior, añadir 500 μl de cultivo de arranque a 1 L de caldo de TB-Carb (25 μg / mL de carbenicilina) y agitar durante la noche a 30 ° C (aproximadamente 14-16 h , Aproximadamente OD $ _ $ de 0,6-0,8).
      NOTA: No permita que el cultivo crezca sobre este valor de OD 600 . Esto resultará potencialmente en eventos de inestabilidad dentro de los plásmidos.
    2. Coseche las bacterias y realice maxipreps por el protocolo del fabricante (véase la tabla de materiales).
  2. Utilizando el miniprep guardado desde el paso 1.6, realice lo siguiente para el procedimiento RCA.
    1. Transferir 1 μl de ADN plasmídico a un tubo que contenga 50 μl de tampón de muestra.
    2. Desnaturalizar por calor la muestra a 95 ° C durante 3 min, e incubar después a 4 ° C hasta que esté listo para usar.
    3. Preparar la amplificación comercialPremezcla (ver tabla de materiales ). Se combinan 50 μl de tampón de reacción con 2 μl de mezcla enzimática en un conjunto de tubos sobre hielo.
      NOTA: La premezcla de amplificación debe mantenerse en hielo hasta que esté lista para su uso. Es conveniente preparar una mezcla maestra combinando reactivos suficientes para el número requerido de reacciones de amplificación. Cualquier premezcla no utilizada debe desecharse.
    4. Transferir 50 μl de premezcla de amplificación preparada a la muestra desnaturalizada.
    5. Incubar los tubos de reacción a 30 ° C durante 18 h.
    6. Incubar los tubos a 65 ° C durante 10 min para inactivar la DNA polimerasa ø29.
    7. Guarde los tubos de reacción a 4 ° C o -20 ° C hasta que estén listos para su uso.
      NOTA: En este punto, se debe cuantificar el ADN plasmídico preparado a través de ambos métodos (utilizando absorbancia a 260 nm) y el genoma ZIKV debe ser secuenciado completamente por Sanger para confirmar que no ocurrieron eventos de inestabilidad (deleciones y reordenamientos) durante la preparación.
Primer Nombre Secuencia (5 '- 3')
ZIKV PRVABC59 1Para. AGTTGTTGATCTGTGTGAATCAGAC
ZIKV Conservado 632Para. GCCCTATGCTGGATGAGG
ZIKV Conserved 692Rev. GGTTCCGTACACAACCCAAGTTG
ZIKV Conservado 1313Rev. CTCCCTTTGCCAAAAAGTCCACA
ZIKV Conservado 1201Para. CCAACACAAGGTGAAGCCTAC
ZIKV conservado 1663For. GCAGACACCGGAACTCCACACT
ZIKV Conservado 2008For. CAGATGGCGGTGGACATGC
ZIKV Conservado 2350Rev. GTGAGAACCAGGACATTCCTCC
ZIKV conservado 2605 para. TACAAGTACCATCCTGACTCCC
ZIKV Conservado 3499Rev. GCCTTATCTCCATTCCATACCA
ZIKV Conservado 3961Rev. TTGCCAACCAGGCCAAAG
ZIKV Conservado 4132Para. CATTTGTCATGGCCCTGG
ZIKV Conservado 4561Rev. CTATTGGGTTCATGCCACAGAT
ZIKV conservado 4665For. GACCACAGATGGAGTGTACAGAGT
ZIKV Conservado 5189Rev. AAGACAGTTAGCTGCTTCTTCTTCAG
ZIKV conservado 5219For. GAGAGTTCTTCCTGAAATAGTCCGTGA
ZIKV Conservado 6086Rev. CTTGCTTCAAGCCAGTGTGC
ZIKV Conservado 6119Para. GCCTCATAGCCTCGCTCTATCG
ZIKV Conservado 6721Rev. CCATTCCAAAGCCCATCTTCCC
ZIKV Conservado 6769Para. CCAGCCAGAATTGCATGTGTCC
ZIKV Conservado 7209Rev. ATCATTAGCAGCGGGACTCCAA
ZIKV Conservado 7343Para. GTTGTGGATGGAATAGTGGT
ZIKV conservado 8243Para. TGCCCATACACCAGCACTATGA
ZIKV PRVABC59 8893Rev. TGCATTGCTACGAACCTTGTTG
ZIKV conservado 9133For. AGCCCTTGGATTCTTGAACGAGGA
ZIKV PRVABC59 9673Rev. AACGCAATCATCTCCACTGACT
ZIKV Conservado 9686Para. GATGATAGGTTTGCACATGCC
ZIKV Conservado 10321Rev. GTCCATGTACTTTTCTTCATCACCTAT
ZIKV Conservado 10455Para. CAGGAGAAGCTGGGAAACC
ZIKV Conservado 10621Rev. CAGATTGAAGGGTGGGGAAGGTC

TABLA 1: Cebadores para la secuenciación de clones de cDNA. Los plásmidos pueden secuenciarse completamente con los cebadores enumerados. Primers marcados como "conservados" indiQue son capaces de secuenciar / amplificar todos los genotipos de ZIKV. Primers etiquetados como "PRVABC59" son específicos de esta cepa, pero también puede trabajar para otras cepas de genotipo asiático y, posiblemente, otros genotipos.

3. Preparación del ARN transcrito in vitro

  1. Establecer la reacción de digestión de maxiprep o RCA preparado ADN.
    1. Para la digestión con p1, mezclar 10 μl de tampón de reacción 10x, 3 μl de ApaLI, 3 μl de BamHI-HF, 3 μl de rSAP o CIP y 3,3 μg de ADN p1. Añadir ddH $ ₂ $ O a 100 μl.
    2. Para la digestión con p2, mezclar 10 μl de tampón de reacción 10x, 3 μl de ApaLI, 3 μl de EcoRI-HF y 13,3 μg de ADN p2. Añadir ddH $ ₂ $ O a 100 μl.
    3. Incubar a 37 ° C durante 1-2 h.
    4. Purificar usando un gel comercial y un kit de limpieza de PCR (Ver Tabla de Materiales). Eluir en 30 μl de tampón de elución precalentado a 70 ° C en un bloque de calentamiento (incubar elColumna durante 5 min antes de hilar).
      NOTA: Mantenga 1 μL para que funcione en un gel más tarde.
  2. Preparar la reacción de ligadura.
    1. Se combinan 10 μl de tampón de reacción de ligación de ADN T4 10x, 3 μl de ADN ligasa T4 (400 U / μl), 29 μL de p1 purificado y 29 μL de p2 purificado. Añadir ddH $ ₂ $ O a 100 μl.
    2. Incubar a temperatura ambiente durante 2 h o 16 ° C durante la noche.
    3. Purificar usando un gel comercial y un kit de limpieza de PCR (Ver Tabla de Materiales). Eluir en 10 μl de tampón de elución precalentado a 70 ° C en un bloque de calentamiento (incubar la columna durante 5 minutos antes de centrifugar).
      NOTA: Mantenga 1 μL para que funcione en un gel más tarde.
  3. Ejecutar plásmidos no digeridos, plásmidos digeridos y ligación en un gel de agarosa. El producto de ligación debe tener una banda de mayor peso molecular (alrededor de 11 kb) que cualquiera de los plásmidos digeridos solo, lo que indica que la ligación fue exitosa ( Figura 2b ).
  4. Establecer T7 reacción de transcripción in vitro .
    1. Combinar 10 μL 2x ARCA / NTP Mix, 2 μL de T7 RNA polimerasa y 8 μL de la reacción de ligación purificada para un volumen final de 20 μL.
      NOTA: El ARCA incluido en la mezcla es un análogo de tapa que se incorpora exclusivamente en la orientación correcta. Los análogos de tapa estándar pueden dar como resultado que sólo ~ 50% de los transcritos tengan una tapa en la orientación correcta.
    2. Incubar durante 4 h a 37 ° C.
    3. Medir la concentración de ARN a través de un espectrofotómetro UV. Opcionalmente, ejecute un gel de agarosa desnaturalizante para confirmar la longitud del transcrito de ARN.

4. Rescate del Virus Infeccioso por Electroporación

  1. Días antes de la electroporación, se prepara un matraz T182 de células Vero (entre T150 y T182 es aceptable, se desarrolla en DMEM + suero bovino fetal al 10% (FBS)) por constructo que se va a recuperar. Incluir 1 T182 como un control de transfección simulada. CeLls debe utilizarse en un 70-80% de confluencia.
  2. Cuando las células estén listas, coloque 12 ml / reacción de DMEM + 15% de FBS + 10 mM de HEPES en un baño de agua calentado a 37 ° C.
  3. Se separan las células por tripsinización con un protocolo estándar y se recuperan las células en medio con FBS al 10% para inactivar tripsina; Centrifugar las células a 150 xg durante 5 min a 4 ° C.
  4. Lavar las células en 1x solución salina tamponada con fosfato (PBS), sedimentar las células a 150 xg durante 5 min a 4 ° C. Repita este paso dos veces para un total de tres lavados.
  5. Resuspender las células en 200 μ l de RPMI 1640 + 10 mM HEPES (estéril) por # de muestras. Transferir 200 μl de suspensión celular a un tubo estéril. Las células deben ser ~ 0,5 x 10 7 células / mL.
  6. Añadir 20 μl de agua (control negativo simulador) o 20 μL de ARN (preferiblemente 5-10 μg) producido en la etapa 3.4 a cada conjunto de células. Mezclar suavemente golpeando el tubo y transferir el contenido del tubo a una cubeta de electroporación de espacio de 2 mm.
  7. Establecer una electrOporator a 170 V LV, omega (resistencia) a 0 y 950 μF (aproximadamente 625 V / cm y 20 ms de constante de tiempo para otras máquinas). Ajuste la resistencia al valor más bajo disponible, ya sea 0 o ∞ si está disponible.
  8. Pulse una vez e inmediatamente añada 600 μL de DMEM + 15% de FBS + 10 mM de HEPES que se calentó en el paso 4.2. Enjuague el interior de la cubeta a fondo para eliminar todas las células. Se añaden células a un matraz de cultivo de tejido T75 que contiene 10 ml de medio precalentado. Retire los medios adicionales de la cubeta usando el cuentagotas que se incluye con la cubeta. Tenga cuidado de mantener la esterilidad.
  9. Frasco de remolino para mezclar los medios y las células y colocar en incubadora a 37 ° C.
  10. Compruebe el día siguiente para la viabilidad celular, y hacerlo todos los días hasta 50-75% de muerte celular se observa. La muerte celular se observa comparando con el control electroporado simulado.
    NOTA: El efecto citopático ZIKV (CPE) es bastante pronunciado en células Vero, dando lugar a células redondeadas que se separan y flotan en el medio de cultivo. TenemosObservó un rango de 8-10 días como ideal para la cosecha.
  11. Colocar el sobrenadante en un tubo cónico y centrifugar para eliminar los desechos celulares a> 3.000 xg durante 10 min a 4 ° C.
  12. Eliminar el sobrenadante clarificado a un nuevo tubo y completar con una concentración final de FBS al 20% (a partir de 100% de stock). Adicionalmente, se añade HEPES estéril a una concentración final de 10 mM como agente tamponador para preservar la infectividad del virus mientras se congela (a partir de un stock estéril 1 M).
  13. Mezcle el virus agitando vórtice y alícuota en viales de tapa roscada. Almacenar a -80 ° C para uso futuro.

5. Titulación del virus recuperado

  1. Sembrar el número apropiado de placas de 6 o 12 pocillos de células Vero el día antes de la titulación.
  2. Eliminar el virus del congelador y hacer diluciones en serie de 10 veces en DMEM + 2% de FBS en tubos o placas de 96 pocillos.
    NOTA: El título esperado de clones recuperados está entre 1 x 10 6 y 5 x 10 7 PFU / mL.
  3. Añadir 200 oR 400 μl de cada dilución en duplicado a un pocillo de una placa de 12 ó 6 pocillos, respectivamente.
  4. Coloque las placas en una incubadora a 37 ° C y roca cada 15 min, durante un período de adsorción total de ~ 1-1,5 h.
  5. Elimine el inóculo viral y añada 1 mL de recubrimiento de DMEM-Tragacanto de (12 pocillos) o 2 mL (6 pocillos) a cada pocillo.
    NOTA: Es posible utilizar agarosa, agar, metilcelulosa u otros medios de recubrimiento aquí.
  6. Incubar las células en un incubador a 37 ° C durante 5 días. El tiempo para la formación adecuada de placa variará dependiendo de la superposición utilizada.
  7. Para fijar las células, retire las placas de la incubadora y decántela suavemente en desinfectante.
  8. Añadir suficiente 20% de etanol / 0,1% de violeta de cristal (CV) a cada pocillo para cubrir y remolinar para mezclar.
    NOTA: Existen muchos otros fijadores y se pueden utilizar aquí. Además, si se utiliza una capa de agarosa o agar, puede utilizarse una segunda capa de recubrimiento junto con un rojo neutro para visualizar las placas sin fijación. El 20% de etanol ha demostrado serEficaces en la inactivación de virus envueltos en estudios previos; No utilice esta cantidad para los virus no envueltos ya que no serán inactivados 19 .
  9. Incubar las placas durante 30-60 min a temperatura ambiente (en un gabinete de bioseguridad de clase II); Desechar el CV (según las regulaciones locales) y lavar los platos con agua del grifo.
  10. Permita que las placas se sequen y cuente manualmente las placas.
    NOTA: La referencia 20 puede usarse como una referencia adicional para realizar ensayos de placa.

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Resultados

El protocolo descrito aquí permite la recuperación de virus Zika derivados de clones infecciosos. Manipular el sistema de clones infecciosos de dos plásmidos es sencillo cuando se realiza con cuidado, en comparación con las versiones de longitud completa que son altamente inestables (datos no mostrados). Después de la digestión y la ligación de las dos piezas distintas, ARN tapado se produce utilizando la transcripción in vitro con T7 polimerasa que luego se electropora...

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Discusión

Aquí describimos un método para la recuperación de un sistema de clonación de ADNc infeccioso bipartito para ZIKV. Los clones descritos anteriormente para ZIKV sufren de atenuación o requieren la adición de intrones, lo que hace que los plásmidos sean más grandes y evita el rescate en las células de insectos. El virus infeccioso se puede recuperar utilizando el sistema de clones de dos plásmidos en células de mamíferos o insectos (datos no mostrados). Además, el virus recuperado de este sistema se comporta de manera simi...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Los autores desean agradecer a Kristen Bullard-Feibelman, a Milena Veselinovic ya Claudia Rückert por su ayuda en la caracterización del virus derivado de clones. Este trabajo fue apoyado en parte por subvenciones del Instituto Nacional de Alergias y Enfermedades Infecciosas, NIH bajo las concesiones AI114675 (BJG) y AI067380 (GDE).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
NEB Stable CompetentE. coliNew England BioLabsC3040H
Carbenicillina, Sal DisódicaVarios
Kit de Minipreparación de Plásmidos ZyppyZymo ResearchD4036
ZymoPURE Plasmid Maxiprep KitZymo ResearchD4202
SalI-HFNew England BioLabsR3138S20,000 unidades/ml
NheI-HFNew England BioLabsR3131S20.000 unidades/ml
ApaLINew England BioLabsR0507S10.000 unidades/ml
EcoRI-HFNew England BioLabsR3101S20.000 unidades/ml
BamHI-HFNew England BioLabsR3136S20.000 unidades/ml
HindIII-HFNew England BioLabsR3104S20.000 unidades/ml
illustra TempliPhi 100 Kit de amplificaciónGE Healthcare Life Sciences25640010
NucleoSpin Gel y limpieza de PCRMacherey-Nagel740609.5
Camarones Fosfatasa alcalina (rSAP)New England BioLabsM0371S1.000 unidades/ml
Fosfatasa alcalina, ternera intestinal (CIP)New England BioLabsM0290S10.000 unidades/ml
ADN T4 LigasaNew England BioLabsM0202S400,000 unidades/mL
HiScribe T7 ARCA mRNA KitNew England BioLabsE2065S
Células VeroATCCCCL-81
ECM 630 Sistema de electroporación de alto rendimientoBTX45-0423Se aceptan otras máquinas.
LB Caldo con agar (Miller)SigmaL3147También se puede hacer en casa.
Excelente caldoSigmaT0918También se puede hacer en casa.
Placa de PetriCelltreat229693
tubos de cultivo VWRInternational60818-576
Matraces T75Celltreat229340
Matraces T182Celltreat229350
1x PBSCorning21-040-CV
RPMI 1640 con L-glutaminaCorning10-040-CV
DMEM con L-glutamina y 4,5 g/L de glucosaCorning10-017-CV
Suero fetal bovino (FBS)Atlas BiologicalsFP-0500-A
Tragacantth PowderMP BioMP 104792
Crystal VioletAmresco0528-1006
Etanol DesnaturalizadoVWR InternationalBDH1156-1LP
Placade 6 pocillosCelltreat229106
placa de 12 pocillosCelltreat229111
Secuenciación OligosIDT, consulte la tabla 1
Qubit 3.0ThermoFisherQubit 3.0otros métodos son aceptables.
Qubit dsDNA BR Assay Kit ThermoFisherQ32850otros métodos son aceptables.
Qubit RNA HS Assay Kit ThermoFisherQ32852otros métodos son aceptables.
El gabinete de bioseguridad de clase IIvaríaN/AEsto es necesario para el trabajo con virus vivos.

Referencias

  1. Kindhauser, M. K., Allen, T., Frank, V., Santhana, R. S., Dye, C. Zika: the origin and spread of a mosquito-borne virus. Bull World Health Organ. 94 (9), 675C-686C (2016).
  2. Oehler, E., et al. Zika virus infection complicated by Guillain-Barre syndrome--case report, French Polynesia, December 2013. Euro Surveill. 19 (9), (2014).
  3. Li, D., Aaskov, J., Lott, W. B. Identification of a cryptic prokaryotic promoter within the cDNA encoding the 5' end of dengue virus RNA genome. PLoS One. 6 (3), e18197(2011).
  4. Pu, S. Y., et al. A novel approach to propagate flavivirus infectious cDNA clones in bacteria by introducing tandem repeat sequences upstream of virus genome. J Gen Virol. 95 (Pt 7), 1493-1503 (2014).
  5. Pu, S. Y., et al. Successful propagation of flavivirus infectious cDNAs by a novel method to reduce the cryptic bacterial promoter activity of virus genomes. J Virol. 85 (6), 2927-2941 (2011).
  6. Rice, C. M., Grakoui, A., Galler, R., Chambers, T. J. Transcription of infectious yellow fever RNA from full-length cDNA templates produced by in vitro ligation. New Biol. 1 (3), 285-296 (1989).
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