Consideraciones prácticas en el estudio de colonización pulmonar metastásico en Osteosarcoma usando el ensayo de metástasis pulmonar

Summary

El objetivo de este artículo es proporcionar una descripción detallada del protocolo para el ensayo de metástasis pulmonar (PuMA). Este modelo permite a los investigadores a estudiar el crecimiento de células de osteosarcoma metastásico (OS) en el tejido del pulmón usando un widefield fluorescencia o un microscopio de escaneo láser confocal.

Abstract

El ensayo de metástasis pulmonar (PuMA) es un ex vivo el explante de pulmón y el sistema de cultivo de célula cerrada que permite a los investigadores a estudiar la biología de la colonización del pulmón en osteosarcoma (OS) por microscopía de fluorescencia. Este artículo proporciona una descripción detallada del protocolo y discute ejemplos de obtención de datos de imagen en crecimiento metastático con campo amplio o plataformas de microscopia confocal de la fluorescencia. La flexibilidad del modelo PuMA permite a los investigadores a estudiar no sólo el crecimiento de las células de la OS en el microambiente del pulmón, sino también evaluar los efectos de la terapéutica anti-metastásico con el tiempo. La microscopia confocal permite la proyección de imagen de alta resolución, sin precedentes de las interacciones de la célula de OS con la parenquimia de pulmón. Por otra parte, cuando se combina el modelo de PuMA con colorantes fluorescentes o reporteros genético proteína fluorescente, los investigadores pueden estudiar el microambiente del pulmón, las estructuras celulares y subcelulares, funciones de los genes y actividad del promotor en células metastásicas de OS. El modelo PuMA proporciona una nueva herramienta para los investigadores de osteosarcoma a descubrir la nueva biología de la metástasis y evaluar la actividad de nuevas terapias anti-metastásicas, dirigidas.

Introduction

Mejores resultados para los pacientes pediátricos con osteosarcoma metastático (OS) sigue siendo una crítica necesidad clínica ¹. Esto subraya la importancia de desarrollar nuevas terapias dirigidas molecularmente. Quimioterápicos convencionales que la proliferación de células de tumor de destino no han demostrado para ser eficaces en el tratamiento de enfermedad metastásica y, por tanto, estrategias novedosas deben apuntar el proceso metastático sí mismo ². El actual artículo discute los aspectos prácticos de un tipo relativamente nuevo de ex vivo el modelo metástasis de pulmón, el ensayo de metástasis pulmonar (PuMA) desarrollado por Mendoza y colaboradores³, que proporciona una herramienta útil para descubrir nuevas Controladores moleculares en la progresión de la metástasis de pulmón en OS ^4,5. Antes, sin embargo, sería prudente mencionar brevemente varios modelos actuales de la metástasis y cómo el modelo PuMA ofrece varias ventajas sobre los convencionales en vitro ensayos.

Modelos más experimentales utilizados para estudiar la metástasis forman parte de sistemas in vitro e in vivo que recapitulan un determinado paso o varios pasos de la cascada metastásica. Estos pasos incluyen: células de tumor 1) migrar lejos el tumor primario, 2) intravasación en vasos cercanos (arterial o linfática) y tránsito dentro de la circulación, 3) detener en el sitio secundario, 4) la extravasación y la supervivencia en el sitio secundario, 5) formación de micrometástasis y 6) crecimiento en metástasis vascularizadas (figura 1). Modelos in vitro de la metástasis pueden incluir migración (2D) 2 dimensiones y 3 dimensiones (3D) ensayos de invasión de Matrigel cuales son revisados en detallan en otra parte ⁶. Para los modelos en vivo , los dos sistemas modelo utilizados incluyen: 1) el modelo de metástasis espontáneas es donde las células de un tumor son orthotopically inyectado en un tipo de tejido específico para formar un tumor local que espontáneamente arroja las células metastásicas a sitios distantes; 2) el modelo experimental de metástasis es donde las células del tumor se inyectan en los vasos sanguíneos contra la corriente del órgano blanco. Por ejemplo, una cola vena inyección de células de tumor en el pulmón de desarrollo metástasis^5,7,8. Otros modelos de metástasis experimentales incluyen la inyección de las células del tumor en el bazo o en la vena mesentérica que se traduce en el desarrollo de las metástasis del hígado^9,10. Consideraciones prácticas de estos modelos en vivo se discuten en detalle por Welch ¹¹. Otro en vivo modelo usado para estudiar la metástasis en sarcomas pediátricos es el modelo de implantación del tumor subcapsular renal riñones que resulta en la formación local del tumor y la metástasis espontánea a los pulmones ^12,13. Una técnica más técnicamente exigente como videomicroscopía intravital puede visualizar directamente, en tiempo real, interacciones entre las células de cáncer metastásico y la microvascularización de un sitio metastásico (es decir. pulmón o hígado) descrito por MacDonald¹⁴ y Entenberg¹⁵o extravasación de células de cáncer en la membranas corioalantoideas como descrito por Kim ¹⁶.

El modelo de PuMA es una ex vivo, explantes de tejido pulmonar, el sistema de cultivo cerrado donde el crecimiento de las células del tumor fluorescente puede longitudinalmente observar mediante microscopía de fluorescencia durante un período de un mes (ver figura 2A). Este modelo recoge las etapas iniciales de la colonización del pulmón (pasos 3 a 5) en la cascada metastásica. Algunas ventajas importantes del modelo PuMA sobre modelos convencionales en vitro son: 1) ofrece una oportunidad para medir el crecimiento de la célula de cáncer metastásico en un microambiente 3D que conserva muchas características del microambiente pulmón longitudinalmente en vivo ³; 2) puMA permite al investigador evaluar si la caída de un candidato gene o droga tiene actividad anti-metastásico en el contexto de un microambiente de pulmón 3D; 3) el modelo de PuMA es flexible con muchos tipos de plataformas de la microscopia de la fluorescencia (figura 2B) como microscopía de fluorescencia de campo amplio o microscopia confocal de láser, ejemplos de cada uno se muestran en la figura 2 y D, respectivamente. Este artículo discutirá cómo utilizar el modelo de PuMA para obtener datos de imágenes longitudinales sobre el crecimiento metastásico de mayor proteína verde fluorescente (eGFP)-expresar, las células de osteosarcoma metastásico altas y bajas humanas (MNNG y HOS células, respectivamente) mediante fluorescencia de campo amplio de baja magnificación. También se discuten ejemplos de la imagen un tinte fluorescente que las etiquetas de la parenquimia de pulmón y una proteína fluorescente roja reportero genética que etiquetas mitocondrias en OS de células en el modelo de PuMA con microscopía de escaneo láser confocal.

Protocol

Todos los protocolos de animal de que se obtuvieron datos de proyección de imagen fueron realizados con la aprobación del cuidado Animal y uso Comité de Instituto Nacional del cáncer, institutos nacionales de salud. Todos los protocolos animales discuten y retratado en el artículo video han sido aprobados por el Comité de cuidado Animal de Universidad de British Columbia.

1. preparación de las células tumorales para la inyección y materiales para el modelo de PuMA

Nota: La cantidad de soluciones y células será suficiente para 1 ratón. Ampliar según sea necesario si más ratones se utilizan en el estudio. Recetas de medios de comunicación, consulte la tabla 1 y tabla 2.

1. Precalentar 5 mL de un-Media en un tubo cónico de 15 mL en un baño de agua de 37 ^oC.
2. Derretir la solución 1.2% baja fusión agarosa (en agua estéril) usando el microondas de laboratorio.
3. Transferir 5 mL de agarosa fundido en un tubo cónico de 15 mL y calentarse en baño María a 37 ^oC. Asegúrese de que la agarosa fundida está a 37 ^oC y líquido antes del paso de insuflación pulmonar.
4. Pre-enfriar 30 mL de grado cultivo celular PBS suplementado con 1 X pluma/estreptococos en un cubo de hielo.
5. En un pocillo de una placa de 6 pozos, pre-empape una esponja de gelatina en 1,5 mL de B-medios de comunicación. La esponja será el ancla de apoyo para las lonchas de pulmón.
6. Las células OS sean unos 70-90% confluente en el día del procedimiento. No utilice las células confluentes excesivamente o si los medios de comunicación son de color naranja a amarillo ya que las células generalmente se estresan y han disminuido la viabilidad en este punto. Para las líneas celulares de osteosarcoma, MNNG y HOS, 5 x 10⁵ en un volumen de 100 μL se utilizará para inyectar en la vena de la cola del 1 ratón. De lujo por consiguiente si más ratones se utilizan para el estudio.
7. Las células del tumor usando 0.25% tripsina-EDTA (3 mL para un frasco de T75 o 2 mL en una placa de cultivo de 10 cm) de la cosecha. Cuando las células están comenzando a levantar la placa, neutralizar el tripsina-EDTA con los medios de comunicación completa. Desactivación de las células y enjuague una vez con grado cultivo celular PBS. Resuspender el precipitado en 5 mL de PBS.
8. Realizar un recuento de células por métodos estándar. Es mejor hacer la suspensión más de lo que realmente se necesita desde pérdida de suspensión de células a menudo se produce durante la confección de la aguja e inyección intentos fallidos.
9. Realizar un análisis de exclusión azul de tripano en una muestra de la suspensión de células para evaluar la viabilidad de las células. Proceda sólo si la celda Mostrar viabilidad 90% o superior.
10. Inyectar 5 x 10⁵ células en un volumen de 100 μL. Para preparar un exceso de 2 X de esta cantidad, 1 x 10⁶ células deben girar hacia abajo y resuspendió en 0,2 mL de HBSS.
11. Colocar suspensión celular en un cubo de hielo mientras se preparan los ratones para la inyección.

2. inyección en la vena y la insuflación pulmonar la cola

Nota: La cantidad de soluciones y células en esta sección será suficiente para 1 ratón. Ampliar según sea necesario si más ratones se utilizan en el estudio. Para una lista de los equipos, materiales y los instrumentos quirúrgicos utilizados en los pasos siguientes, consulte la tabla 3 y tabla 4.

1. Caliente un ratón hembra (edad 6-8 semanas) bajo una lámpara de calentamiento durante 5 minutos para hacer la cola de la vena más visible aparente. Para las células murinas de K7M2 o K12, usar ratones Balb/c; para MG63.3 humano, células MG63, MNNG y HOS, usar ratones de inmunodeficiencia combinada severa.
2. Asegúrese de que la suspensión de células es uniforme agitando suavemente el tubo. Elaborar cuidadosamente la suspensión de células en la jeringa de 1 mL sin la aguja. Aguja g tapa la jeringa con un 27. Asegúrese de que el bisel de la aguja está en el mismo lado que las marcas de volumen de la aguja.
3. Coloque el ratón en el limitador y limpiar la cola con un paño con alcohol.
4. Proceder a realizar una inyección de la vena de la cola e inyectar 100 μL de la suspensión de células. 5 minutos después de la inyección, coloque el ratón en una cámara de₂ CO y comenzar el procedimiento de funcionamiento estándar de eutanasia (como esquema por su Comité institucional de cuidado animal). Dislocación cervical no debería utilizarse como una forma de eutanasia ya que lo daña la tráquea.
5. Una vez que el ratón es eutanasia, comienzan la preparación de la campana de flujo laminar para la insuflación del pulmón del ratón con la solución de agarosa/un-media. Dentro de la campana de flujo laminar, establecer un área de trabajo con su pad estéril. En esta almohadilla colocará sus instrumentos esterilizados, catéter IV, IV extensión fijada y aparato de perfusión de gravedad (véase figura 1 complementaria).
6. Coloque el ratón en recumbancy dorsal. Con pequeñas tijeras estériles, diseccionar cuidadosamente hacia fuera el esternón para exponer la cavidad torácica. Tenga cuidado de no perforar el pulmón ya que se utilizará una solución de agarosa/un-media para insuflar el pulmón.
7. Cuando la disección por el esternón, disecar más allá de la entrada torácica a ambos lados la tráquea. Exponer la tráquea por disección a los tejidos blandos circundantes.
8. Canule la tráquea con un catéter IV de 20 calibre. Sin apretar un nudo quirúrgico mediante sutura catgut estéril alrededor de la tráquea canulada.
9. Instale una extensión de IV de la tráquea cateterizada en la jeringa de 10 mL de los aparatos de perfusión de gravedad.
10. Combinar la agarosa al precalentado 37 ^oC (5 mL) y un-media (5 mL) en una mezcla 1:1. Verter la solución de agarosa/un-media líquida en la jeringa de 10 mL del dispositivo de perfusión de gravedad. Antes de la insuflación de los pulmones con la solución de agarosa/un-media, asegúrese de que toda la longitud de la extensión fijada ha sido preparada con agarosa/un-media, negando tal modo insuflación accidental de muestras de pulmón con el aire.
11. Llenar los pulmones de la solución de agarosa/un-media hasta que los pulmones se insuflan completamente.
12. Una vez que los pulmones se insuflan completamente, retire la cánula y atar firmemente el nudo quirúrgico para evitar la fuga de la solución de agarase/un-media a través de la tráquea.
13. Proceda a disecar hacia fuera el pluck (tráquea, corazón y pulmón) de la cavidad torácica. Tenga cuidado de no perfore o dañar la superficie del pulmón.
14. Lugar el pluck (en ninguna orientación particular) en el pre enfriado 30 mL de PBS suplementado con 1 X pluma/strep y permiten el agarosa, un-media solidificar por 20 min.
15. Usando tijeras finas y pinzas, cortadas pequeños trozos de pulmón (3 x 1,5 mm) como se muestra en la figura 1A. Pequeñas lonchas de pulmón pueden ser reflejadas fácilmente usando un objetivo de X 2.5. Varias rebanadas pueden cortarse por condición experimental, por lo general 4-10 rebanadas por grupo.
    Nota: Para cada grupo experimental, colocar las lonchas de pulmón en un pozo independiente (placa de 6 pozos) que contiene una esponja de gelatina de 2 x 2 cm previamente empapada en B-medios de comunicación. La cantidad de medios de comunicación por el bien debe ser 1,5 mL. Cambiar el medio cada 2-3 días. Para estudios de medicamentos, la frecuencia de cambio de las medios de comunicación y las drogas es usuario determinado.

3. imágenes de fluorescencia Widefield de lonchas de pulmón y el análisis

Nota: Para fluorescencia de campo amplio imágenes, pequeñas rebanadas se cortan (3 x 1,5 x 1 mm) para ajustar la sección del pulmón en 1 imagen con un objetivo X 2.5.

Adquisición de imágenes en un microscopio de fluorescencia de campo amplio:

1. Lonchas de pulmón son típicamente reflejadas en 0, 3, 7 y después de la inyección 14 días. En el ambiente estéril del gabinete biológico, transferir cuidadosamente los trozos de pulmón de la gelatina de esponjas para un fondo de cristal de 35 mm estéril ronda plato. Tenga cuidado de dab fuera el exceso de líquido de la rebanada del pulmón como el exceso de líquido actuará como un espejo y reflejar la luz fluorescente proveniente de las células del tumor.
2. Arreglar los trozos de pulmón de manera similar, representada en la figura 1A. Cada columna representa una diversa condición experimental. Tenga cuidado de no Cruz-contaminar los pulmones con las pinzas. Enjuagar con etanol al 70% y seca antes de manipular segmentos de pulmón de otro grupo experimental.
3. Optimizar los parámetros de proyección de imagen (es decir. ganancia, offset, exposición tiempo, binning) que ofrece el mejor contraste entre las células del tumor fluorescente y tejido pulmonar de fondo del control (vehículo sin tratamiento) grupo. Utilice los mismos parámetros del grupo de control para los grupos experimentales de la imagen. Guardar como formato de imagen tiff.
4. Para una referencia de escala, tomar una foto digital de un micrómetro en el mismo objetivo.
5. Desde pulmón auto-fluorescencia cambia con el tiempo, los parámetros de proyección de imagen se deben ajustar a los pulmones control cada sesión de imagen. Los parámetros de proyección de imagen para una sesión podrán no necesariamente ser óptimos para posteriores sesiones de proyección de imagen.

Análisis de la imagen:
Nota: Los siguientes pasos del proceso de imagen se realizan con ImageJ 1,51 h software paquete ¹⁷.

1. Abrir un archivo de imagen en ImageJ (Figura 3A).
2. Quitar fondo: proceso > restar fondo > radio bola de balanceo (inicio con 50 píxeles), desmarque "Luz de fondo" (figura 3B).
3. Convertir imagen a formato de 8 bits: imagen > tipo > 8 bits (figura 3).
4. Establece las unidades en píxeles: imagen > Enter "Píxeles" en la unidad de longitud, escriba 1 en "Píxeles altura de la anchura","Pixel", "Profundidad de Voxel". La casilla "Global" para aplicar a las imágenes posteriores.
5. Con la herramienta de selección de polígono, delinear la forma de la rebanada del pulmón entero y determinar el área (pixel²) de la división pulmonar total. Este valor se utilizará para calcular la carga por ciento tumor del pulmón.
6. Imagen de umbral: imagen > ajustar > umbral > destacar "Por defecto" y "B & W" > Utilice el control deslizante al umbral de la imagen que la mayoría de las células del tumor se destaca con precisión. Pulsar "Aplicar" se traducirá en una imagen en blanco y negro donde el pulmón es todo negro, y las lesiones fluorescentes son de color blancas (figura 3D). Al presionar "Aplicar" una segunda vez se invierta la imagen donde todas las estructuras fluorescentes ahora son formas negras (figura 3E).
7. Cuantificación del número y forma de las lesiones:
   Analizar > establecer medidas > Compruebe "Área". Desactive todas las casillas.
   Analizar partículas de > tamaño (pixel²): 0-infinito representa la gama de formas que enumerar ImageJ. Determinar empíricamente la lesión más pequeña que se considera que una célula solo tumor en imágenes del vehículo de día 0. Utilizar el área de esta célula de tumor único como el límite inferior para las restantes imágenes del conjunto de datos. El trabajo presentado en este documento, se establece como el límite inferior 11 pixel² . El trabajo presentado en el video ejemplo, 24 pixel² se establece como el límite inferior. Va gama de "Circularidad" como 0-1. "Show" puede establecerse en "Nada". Por otra parte, si se selecciona "Show" y "Contornos", se genera un dibujo de todas las formas de contorno. Comprobar "Mostrar resultados" para una ventana independiente de mediciones a pop-up. Opcionalmente, tener marcada la casilla "Add to manager" guardará todas las formas cuantificadas a un encargado del retorno de la inversión, que puede guardarse para referencia futura. Después de pulsar OK, aparecerá una ventana de "Resultados" hasta que contenga todas las formas enumeradas y medidas de área (figura 3F).
8. Copiar y pegar los datos desde la ventana de "Resultados" en una hoja de cálculo. Utilice la función matemática de suma en Excel para sumar todas las áreas de las lesiones metastáticas por ese trozo de pulmón particular. Para evaluar la carga de tumor pulmonar por ciento del segmento de pulmón, dividir la suma de las áreas de lesiones metastásicas por el área total del trozo de pulmón. Este parámetro es también conocido como fracción del área (un_A) que se describe más lejos por Underwood ¹⁸.
   Carga del tumor de pulmón = suma del área de áreas/total de lesión metastática de rebanada de pulmón
9. Calcular la carga de tumor de pulmón para el resto de las secciones del pulmón en el grupo control y los restantes grupos. Parcela la carga del tumor pulmonar promedio por grupo sobre 0, 3, 7 y 14 días. Imágenes fluorescentes representante widefield de alta y baja metastásicas células humanas de OS en el modelo de PuMA en tiempo progresivo se muestran (Figura 4A). Un gráfico de línea que muestra el cambio de doblez (normalizado a día 0) en carga del tumor metastásico por ciento con el tiempo se muestra (Figura 4B).

4. proyección de imagen de confocal de la fluorescencia del modelo PuMA

Nota: Para la proyección de imagen confocal, las procesamiento de tejido es similar a la de la sección anterior excepto que lonchas de pulmón más grandes se cortan (secciones transversales completas, 1-2 mm de espesor) para permitir más ROIs a ser reflejada.

Etiquetado de parénquima pulmonar con DAR4M:

1. Sumerja las rebanadas del pulmón en 10 μμM de DAR4M (en HBSS) por 45 min a 37 ° C. DAR4M etiquetas de especies de nitrógeno reactivo dentro de las células del pulmón.
2. Después de 45 minutos de incubación, lavar los trozos de pulmón con HBSS fresco.
3. Coloque el trozo de pulmón en un fondo de cristal de 35 mm redonda de plato y la imagen en el microscopio confocal.
4. Los parámetros de proyección de imagen para las imágenes de ejemplo que se muestra en la figura 5 se enumeran en la tabla 5.
5. Adquirir una pila de Z para una región de interés. Use el espesor de corte sugerido de Z para el muestreo de Nyquist. Una película representativa de una pila de 3D mostrando células de OS fluorescentes verdes en el tejido pulmonar marcada con DAR4M se suministra en 1 película y 1 película suplementario.

Para las imágenes confocales de ejemplo que se muestra en la figura 5, la sesión de imágenes era terminal. Si la proyección de imagen longitudinal se requiere, se recomienda el uso de un 2-fotón o varios fotones confocal LSM microscopio equipado para la proyección de imagen ya que hay menos fotodaño a la vida de los tejidos^19,20.
Proyección de imagen de mito-RFP expresando MG63 las células en el modelo de PuMA:

1. Realizar el protocolo de PuMA como contorno en paso 1 y 2 con el uso de células MG63 expresando la construcción del mito-RFP.
2. Coloque el trozo de pulmón en un fondo de cristal de 35 mm redonda de plato y la imagen en el microscopio confocal.
3. Los parámetros de proyección de imagen para las imágenes de ejemplo que se muestra en la figura 6 se muestran en la tabla 6. Una película representativa de una pila de 3D mostrando verde fluorescente OS las células con mitocondrias fluorescentes es siempre de rojo en la película 2 y adicional 2 de la película.

Results

Microscopía de fluorescencia de campo amplio de baja magnificación

Para microscopía de fluorescencia de campo amplio de lonchas de pulmón PuMA, imágenes representativas y cuantificación de datos se muestra en la figura 2y Figura 4A y B. Las propensiones metastásicas para líneas de alta y baja metastático de la célula son visual...

Discussion

El siguiente artículo técnico describe algunos aspectos prácticos del modelo PuMA en el estudio de colonización pulmonar en OS. Algunos pasos críticos en el protocolo donde los investigadores deben tomar cuidado adicional son los siguientes:

a) canulación de la tráquea. La tráquea puede ser dañada fácilmente mientras que disecar el músculo circundante y el tejido conectivo. Además, la aguja del catéter puede introducirse fácilmente a través de la tráquea. Preste atención a cómo el bisel de la ...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Tabla 2
de cultivo celular para medios A, medios B y medios completos
fuertesMNNG-HOS	LÍNEA	CELULAR DE SO altamente metastásico	CRL-1543
			celular de SG poco metastásico
MG63.3	Laboratorio Amy LeBlanc (NCI)	N/A línea	celular de SG altamente metastásica
MG63	ATCC	CRL-1427	celular de OS poco metastásico
10X M199 medios	Thermofisher	11825015	Medios base para medios A y medios B
Agua destilada (esterilizada)	Thermofisher	15230-147	Componente de medios A & B-media
7.5% solución de bicarbonato de sodio	Thermofisher	25080094	componente de A-media & B-media
Hidrocortizone	Sigma-Alrich	H6909	Componente de A-media & B-media
Acetato de retinol-soluble en agua	Sigma-Alrich	R0635-5MG	Componente de A-media & B-media
Penicilina/estreptomicina 10X solución concentrada (10000 U/ml)	Thermofisher		15140122 Componente de A-media & B-media, medios completos.
Solución de insulina bovina (10 mg / ml)	Sigma-Alrich	I0516-5ML	Componente de A-media & B-media
DMEM, alto contenido de glucosa	Thermofisher	11965092	medio base de Complete
Media L-glutamina (200 mM)	Thermofisher	25030081	componente de Complete Media
Fetal Bovine	Serum Thermofisher	16000044	componente de Complete Media
Dulbecco' s Thermofisher 14190144 solución salina tamponada con fosfato			se utiliza en el cultivo celular.
Hank' s Solución de sales tamponadas, sin calcio, sin magnesio, sin rojo fenol	Thermofisher	14175095	Se utiliza para resuspender el pellet celular antes de la inyección
Tripsina-EDTA (0,25%), rojo	fenol Thermofisher	25200114	Se utiliza en cultivo celular.
DAR4M	Enzo	ALX-620-069-M001	Se utiliza para marcar el parénquima pulmonar.
Nombre	Company	Número de catálogo	Comentarios
Table 3
Materiales para PuMA
Zeiss 710 Confocal LSM	Zeiss	N/A	Confocal LSM vertical microscopio
Zeiss 780 Confocal LSM	Zeiss N	/A	Microscopio confocal LSM invertido
ratones SCID	Charles River	N/A	NOD. CB17-Prkdcscid/NcrCrl, mujer, 6-8 semanas
de edad GelFoam	Harvard Apparatus	59-9863	Se utiliza como soporte para secciones de tejido pulmonar.
SeaPlaque Agarose	Lonza	50100	Se utiliza durante la insuflación del pulmón.
Jeringa de 1 ml con aguja de calibre 27	Fisherscientific	14-826-87	Se utiliza para la inyección en la vena de cola.
Jeringa de 10 ml	BD 309604		Se utiliza para la insuflación pulmonar.
Catéter de calibre 20	Terumo	SR-OX2032CA	Se utiliza durante la insuflación del pulmón.
Juego de extensión Abbott IV (30", Estéril)	Medisca	8342	Se utiliza durante la insuflación del pulmón.
Hisopos con alcohol	BD 326895		Para limpiar la vena de la cola antes
Guantes quirúrgicos estériles	Fisherscientific	Varía según el tamaño	Manejo escéptico de los pulmones de ratón Regla de
30 cm	Grapas		Se utilizan para la insuflación del pulmón.
Soporte de soporte para regla	Pipette.com	HS29022A	Se utiliza para la insuflación del pulmón.
Placa de cultivo con fondo de vidrio de 35 mm	Ibidi	81158	Se utiliza para la obtención de imágenes de cortes de pulmón
Almohadillas absorbentes con barrera contra la humedad impermeable	VWR	56617-014	Se utiliza para revestir el área de trabajo estéril en la campana biológica.
Catgut Sutura Lisa Absorbible	Braun	N/A	Se utiliza para atar la tráquea canulada.
Nombre	Company	Número de catálogo	Comentarios
>Table 4
Instrumentos quirúrgicos para PuMA
Micro Tijeras de disección 3.5" rectas afiladas/afiladas	Roboz	RS-5910	Para cortar secciones de pulmón
de 4" (10 cm) Punta Larga Dentada Recta Extra Delicada de 0,5 mm	Roboz	RS-5132	Para manipular/sujetar secciones pulmonares.
4" (10 cm) Punta larga dentada de curva ligera de 0,8 mm	Roboz	RS5135	Para manipular/sujetar secciones pulmonares.
pinzas de vendaje para el pulgar; Dentado; Delicado; 4.5" de longitud; 1,3 mm Ancho de punta	Roboz	RS-8120	Para disección general.
Pinzas de vendaje para el pulgar de 4,5" dentadas de 2,2 mm Ancho de punta	Roboz	RS-8100	Para disección general.
Tijeras de disección micro extrafinas de 3,5" rectas afiladas/afiladas, hoja de 20 mm	Roboz	RS-5880	para disección general.
Tijeras Knapp; Recto; Punzante-contundente; Longitud de la hoja de 27 mm; Longitud total de 4"	Roboz	RS-5960	Para disección general.