Se describe un método para laminotomy en cerdos que proporciona acceso a los ganglios de raíz dorsal lumbar (GRD) para la inyección de intraganglionic. Avance de la inyección se controla intraoperatively e histológico confirmado hasta 21 días después de la cirugía. Este protocolo podría ser utilizado para futuros estudios preclínicos con inyección de DRG.
Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.
Artículo de método
Laminotomía para acceso de ganglio de raíz Dorsal Lumbar y de la inyección en los cerdos
En este artículo
Resumen
Resumen
Ganglios de raíz dorsal (GRD) son estructuras anatómicamente definidas que contienen todas las neuronas sensoriales primarias por debajo de la cabeza. Este hecho hace objetivos atractivos DRG para la inyección de nuevas terapias encaminadas a tratar el dolor crónico. En modelos animales pequeños, laminectomía se ha utilizado para facilitar la inyección de DRG porque implica la extirpación quirúrgica del hueso vertebral que rodea cada DRG. Se demuestra una técnica para inyección intraganglionic de DRG lumbar en una especie de animal grande, a saber, porcina. Laminotomía se realiza para permitir el acceso directo a DRG utilizando materiales, instrumentos y técnicas neuroquirúrgicas habituales. Comparado con el retiro de hueso más extenso mediante laminectomía, implementamos laminotomía para conservar la anatomía vertebral logrando acceso suficiente de DRG. Progreso intraoperativa de la inyección del DRG es monitoreada usando un colorante no tóxico. Después de la eutanasia en día postoperatorio 21 el éxito de la inyección se determina por histología intraganglionic distribución de 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI). Se inyecta una solución biológicamente inactiva para demostrar el protocolo. Este método puede ser aplicado en el futuro preclínica para soluciones terapéuticas destino a DRG. Nuestra metodología debe facilitar las pruebas de la traducibilidad de intraganglionic paradigmas animales pequeños en una especie de animal grande. Además, este protocolo puede servir como un recurso clave para los estudios preclínicos de la inyección de DRG en cerdos.
Introducción
Ganglios de raíz dorsal (GRD) son colecciones anatómicamente discretas, neuronales, situados a lo largo de la columna vertebral. Cada GRD contiene las neuronas sensoriales primarias que codifican y transmitir los estímulos periféricos al sistema nervioso central (SNC) de regiones específicas del cuerpo. Por ejemplo, el dolor de la osteoartritis comienza cuando los receptores de dolor localizados sobre una articulación perciben estímulos nocivos. Este proceso se denomina nocicepción. Concienciación a largo plazo de estímulos nocivos conduce a dolor crónico 1.
El dolor crónico es un tema frecuente de estudio preclínico 2 donde uno de los objetivos es desarrollar métodos útiles para la entrega específica de analgésicos a DRG, como intraganglionic inyección 3. Sin embargo, DRG son difícil acceso porque residen dentro de los confines boney de agujeros intervertebrales 4. Varios grupos han superado con éxito este obstáculo mediante el uso de la cirugía de columna en roedores 5,6,7,8,9,10.
En la clínica, laminectomía es una operación de columna vertebral común y se refiere a la extirpación quirúrgica de la lámina vertebral, tal modo unroofing el canal vertebral 11. Incorporación de técnicas quirúrgicas para permitir el acceso directo de DRG ha tenido éxito en roedores 5,12, sin embargo, la traducción puede ser poco realistas teniendo en cuenta las diferencias en tamaño de estructuras relevantes y cómo influye en que farmacocinética o viabilidad técnica 13,14. Por ejemplo, un estudio determinó el diámetro transversal de la médula espinal a la T10 3.0, 7.0 y 8,2 mm para la rata, el cerdo y el humano, respectivamente 15. Así, animal de gran tamaño modelos mejores aproximadas dimensiones humanas de las estructuras nerviosas.
En la especie porcina, Raore et al usaron laminectomía de niveles múltiples para acceder a la médula espinal cervical para múltiples inyecciones intraspinales 16. El procedimiento fue bien tolerado y dirigida a una fase I ensayo clínico donde los resultados quirúrgicos comparables fueron documentados 17. Estos resultados fomenten uso continuo de modelos preclínicos de animales grandes como predictores de viabilidad técnica y la seguridad en seres humanos.
Hasta la fecha, ninguna metodología detallada existe para acceso quirúrgico y la inyección de DRG en una especie de animal grande. Para reducir esta diferencia traslacional, Divulgamos un protocolo para la exposición DRG y la inyección mediante laminotomía en cerdos. Materiales, instrumentos y técnicas neuroquirúrgicas convencionales fueron utilizados y el método fue diseñado para imitar la práctica quirúrgica moderna. Demostrar intraganglionic inyección utilizando una solución acuosa para DRG lumbar y confirmar la entrega exitosa mediante la histología después día postoperatorio 21.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Protocolo
todos los métodos aquí descritos han sido aprobados por el institucional Animal Care y el Comité uso (IACUC) de la Clínica Mayo.
1. requisitos previos de Rigor y reproducibilidad
- para asegurar el rigor de diseño, siga los estándares nacionales de buen laboratorio prácticas son en todo momento y obtengan la aprobación interna por el IACUC (o Comité similar) antes de cualquier animal participación en experimentos.
Nota: Este protocolo fue diseñado para mantener un enfoque clínico fiel. Así, se describen las técnicas, instrumentos y materiales de manera idéntica a los más altos estándares clínicos en seres humanos. Por ejemplo, se sigue una técnica estéril estricta y nunca se deben utilizar materiales caducados. - Apoyo a reproducibilidad de esta metodología en un entorno experimental, desarrollar procedimientos internos de operación y de control para variabilidad de cerdos raza, peso, sexo y edad entre cohortes independientes.
Nota: El diseño de este protocolo se basó en el uso de cerdos pesando 38-53 kg.
2. Cuidado preoperatorio de Animal
- administrar profilaxis intramuscular (IM) ceftiofur, dada a 5 mg/kg, 1 día antes del procedimiento.
- Rápido de animales de alimento sólido y restringir los animales a tratamientos cosméticos, es decir, baños de aceite, 12 h antes del procedimiento.
- Inducir anestesia general dentro de 1 h del procedimiento, utilizando IM tiletamina y zolazepam, dado como Telazol en 5 mg/kg y xilacina IM, en 2 mg/kg.
- Una vez inducida, administrar liberación de buprenorfina sostenida (SC) subcutánea (SR), a 0,18 mg/kg.
- Colocar un catéter de la vena de la oreja y realizar intubación de secuencia rápida para colocar un tubo endotraqueal.
- Colocar un oxímetro de pulso con pulso control función de la lengua para controlar el ritmo cardíaco y la oxigenación.
- Colocar el animal en la posición prona y enganche la piel sobre el dorso con una maquinilla eléctrica. Clip pelo sobre un área grande, bilateral que se extiende desde el plano sagital de línea media en el plano coronal de la línea media y longitudinalmente desde el vértice sacro a las espinas escapulares. Utilice cinta adhesiva para quitar el pelo y piel libre-flotante.
- Friegue el área recortado hasta 3 veces con agua tibia y jabón y seque la piel con una toalla sin pelusa.
- Puntos anatómicos bilaterales marca con un marcador quirúrgico. Las últimas costillas, crestas ilíacas, apófisis espinosas y apófisis transversas de la marca.
Nota: Al marcar la última costillas, crestas ilíacas y apófisis transversas, la columna lumbar es demarcada a lo largo de sus límites superiores, inferiores y laterales, respectivamente. Este protocolo ha sido diseñado para guiar la inyección de cualquier DRG lumbar de interés y acceso. Para referencia, las crestas ilíacas superiores se alineen con el nivel vertebral de L3 o L4. - Cubrir el animal con una manta para su transporte a la suite operativa.
3. Posicionamiento en el conjunto operativo
- suavemente la elevación y posición al animal propenso a un gran animal humano modificado Honda con abertura abdominal acolchado.
Nota: La abertura abdominal permite reducción en la presión abdominal similar a la estructura de Wilson utilizada durante la cirugía de la columna vertebral humana. A su vez, esto disminuye la sangría intraoperativa de los vasos espinales. La eslinga es ventajosa porque las piernas se les cuelgue libremente a través de aberturas acolchadas que protegen al animal de pinzamiento de nervio periférico. Sin embargo, porque el marco de la eslinga está hecho de metal, debe ser acolchada con aislante para evitar cortocircuitos eléctricos y quemar animal inadvertida. Se puede colocar un rollo de manta para colocar la cabeza y el cuello en una posición cómoda, dependiendo del tamaño del animal. - Mantener anestesia general usando 1-3% inhalado isoflurano (IH), graduado al efecto. Humedecer los ojos con ungüento oftálmico y cuidadosamente con cinta adhesiva cierre.
- Líneas de lugar para el monitoreo de constantes vitales a documento temperatura, presión arterial, frecuencia cardíaca y oxigenación. Vigilar ventilación por capnografía.
- Colocar un electrodo dispersivo electroquirúrgico adhesivo, disponible sobre el omóplato izquierdo o derecho. Caliente de
- administrar Ringer lactato ' s como líquidos de mantenimiento a través del catéter de la vena de la oreja. Dar líquidos a un ritmo de 5-10 mL/kg/h.
- Colocar un dispositivo de calentamiento de aire forzado sobre la región torácica y cervical y evitar que cubre las costillas pasadas.
4. Preparación estéril del campo operatorio para una inyección de lado izquierdo
Nota: desde este punto hacia adelante, proceder de manera estéril estricta.
- Preparar la piel que cubre el principio de la columna lumbar con uso amplio de 0.7% yodo povacrylex y 74% alcohol isopropílico según el fabricante ' instrucciones. Para asegurar que la aguja de la guía puede colocarse posteriormente de manera estéril, lateralize aplicación al lado de inyección prevista extendiendo antisepsia hacia el plano coronal de la línea media más allá de las apófisis transversas marcadas.
- Colocar toallas desechables quirúrgicos de forma rectangular para indicar el sitio de la incisión prevista, que es sobre la línea media a lo largo de las apófisis espinosas lumbares marcadas.
- Aplicar un adhesivo antimicrobiano incise cuelgue las toallas operativas y piel expuesta. Cortinas en lugar de la abrazadera y extender el borde de la cortina fuera del campo operativo.
- Garantizar un paño vertical a los polacos a la cabeza de la cinta entre el campo operativo y el monitoreo técnico.
- Secure líneas de succión y el electrosurgery dentro del campo operativo fijándola a las cortinas estériles. Pasar los extremos libres de los tubos y los cables fuera del campo estéril.
5. Incisión y disección subperióstica de la piel
- palpar las apófisis espinosas lumbares a lo largo de la línea media e identificar niveles vertebrales consecutivos 3.
- Utilizar un bisturí #15 para abrir una incisión sagital de línea media de 8-12 cm a través de la cortina incide directamente posterior a los procesos espinosos. Mantener la hemostasia con gasas de taponamiento y electrocirugía monopolar.
Nota: Se debe tener cuidado de no desviarse de la línea media, la incisión se avanza en la dirección anterior ya que esto limita la hemorragia de los músculos del paraspinal. Periódica palpación de las apófisis espinosas facilita el avance. Uno mismo-conservando retractores Gelpi, Carlos y Meyerding puede colocar y cambiar de posición según sea necesario para facilitar la disección. La succión se utiliza para mantener visibilidad. - Disecar el tejido subcutáneo y la grasa usando electrocirugía monopolar hasta llega a la fascia toracolumbar. Palpar las apófisis espinosas profundas a la fascia toracolumbar y corte la fascia a lo largo de la línea media para exponer el ligamento supraspinous que abarca entre apófisis espinosas.
Nota: La fascia toracolumbar se identifica como una vaina aponeurótica, organizada con un grano de tejido conectivo que se entreteje en un oblicuo, lateral hacia medial. En este punto, la incisión puede ser alargada en la dirección superior o inferior para asegurar que 3 apófisis espinosas son totalmente visibles con la apófisis Espinosa más alineados en el centro del campo de disección. - Use una hoja #15 hacer una incisión parasagital profunda de 2 mm a través del ligamento supraspinous posterior a cada proceso espinoso. Coloque cada incisión en el tercio izquierdo de la superficie posterior de la apófisis Espinosa.
- Suelte suavemente el ligamento supraspinous en cada nivel a lo largo de cada incisión utilizando un ascensor libre 5 mm.
- Identificar el plano subperióstico y diseccionar dentro de ese plano a lo largo de la superficie lateral de cada apófisis.
- Realizar disección subperióstica en cada proceso espinoso de una manera paralela para garantizar que un suave, se logra incluso disección.
- Incidir el accesorio del músculo paraespinal a lo largo de los espacios Interespinoso con electrocirugía monopolar en concierto con disección subperióstica.
- Identificar la lámina a cada nivel y continuar la disección subperióstica lateralmente para llegar a la frontera lateral de las articulaciones zigoapofisarias 2 que conectan las 3 vértebras expuestas y para alcanzar el borde lateral de la lámina entre las articulaciones, llamada las igualdades interarticularis.
Nota: Los interarticularis de las igualdades es el borde posterior del agujero intervertebral en el que reside el DRG. En ocasiones, una pequeña vena surge de un agujero situado en la superficie posterior de la lámina. Estas venas tienen una tendencia a la ruptura durante la disección subperióstica. Hemostasia se consigue fácilmente mediante el uso de una combinación de electrocirugía bipolar y cera ósea aplicado al agujero.
6. Nivel Laminotomy
- identificar el objetivo del laminotomy como la lámina más central situada entre y medial de las articulaciones zigoapofisarias 2.
- Trazar la lámina a su borde inferior, a un punto justo medial al proceso articular inferior contiguo del caudal empalme zygapophyseal.
- Utilizar un ascensor libre 5 mm o cureta para palpar la transición entre el borde de la caudalmost de la lámina y el canal central.
Nota: Se tiene cuidado para no forzar el instrumento palpating anterior como este Contacta el saco dural y la médula espinal. Tenga en cuenta que la médula espinal en los cerdos se extiende más allá de la espina dorsal lumbar 18. Una pinza de disco intervertebral puede utilizarse para eliminar tejido blando adicional que cubrían esta zona para facilitar la palpación. - Uso un 2 mm para arriba-morder, pinza de Kerrison 45 grados para extraer hueso de manera están. Quitar el hueso a lo largo de la base de la apófisis Espinosa superior a un nivel justo caudal a la superficie caudal del pedicle y hacia fuera lateralmente en toda su extensión.
- Uso ángulo gubias hueso para ayudar con la eliminación de hueso. Dejar el proceso articular inferior que se conectó a la lámina en lugar hasta completa en gran parte la laminotomía.
- Confirman que el proceso articular inferior es libremente móvil y conectado solo por la cápsula común zygapophyseal. Haga una incisión en la cápsula utilizando una cuchilla #15 o #11.
- Quitar el proceso articular inferior de una manera están pero deja intacto el proceso articular superior contiguo.
Nota: Como la laminotomía se ha completado, se realiza hemostasia con electrocirugía bipolar. No se utiliza electrocirugía monopolar debido a la proximidad de las estructuras neurales. Cera de hueso puede ser colocada en sitios de sangrado del hueso expuesto y esponjas de gelatina absorbible pueden utilizarse para obtener hemostasia cerca de tejidos blandos. Algodón es una herramienta útil para mecha seroso líquido y la sangre de la disección.
7. Disección del DRG
- evacuar la grasa epidural de forma están de superficial a profundo comenzando medialmente y procediendo lateralmente. Eliminar grasa por la disección suave utilizando fórceps bipolares y succión con puntas succión de Frazier francés 6-10.
Nota: Ampliación de la lupa o el uso de un microscopio de disección es útil para proporcionar el nivel de detalle necesario para evacuar la grasa epidural y conseguir la hemostasia meticulosa del plexo venoso epidural usando electrocirugía bipolar de forma segura. - Identificar el saco dural a lo largo de la línea media, corriendo en sentido superoinferior, paralelo al eje de la incisión de la piel. Quitar la grasa epidural a lo largo del saco dural hasta el saco dural puede ser visto para dar lugar a la manga de raíz dural del nervio.
- Traza la manga dural lateralmente y inferiorly por evacuación de grasa epidural hasta que se vea para agrandar todo el DRG.
Nota: Identificar el DRG por su forma oval y amarillo al color naranja. En la columna lumbar media, el DRG es típicamente 4-6 mm de tamaño, más largo en la medial hacia lateral y ubicado directamente inferior o 2-3 mm medial a su pedículo respectivo. Un gancho Romo, derecho-anguloso del nervio puede utilizarse para palpar suavemente para el pedicle. - Evacuar grasa epidural lateralmente, más allá del DRG, hasta que el nervio espinal contiguo es visto.
Nota: Si se produce la durotomía, reparación por cierre hermético utilizando sutura de nylon 6-0 y el conductor de micro suave de la aguja en una simple puntada corriente.
8. Inyección de DRG
- uso una aguja espinal de calibre 22 para guiar la trayectoria de una aguja de calibre 32 convección entrega mejorada (CED). Punción de la aguja de calibre 22 guía a través de los músculos de la piel y del paraspinal.
Nota: La aguja de CED está diseñada para lograr la convección de fluidos en el tejido, también conocido como flujo de a granel, debido a los gradientes de presión 19 , 20. - Apunta la aguja de la guía a lo largo de una trayectoria que se aproxima al eje longitudinal del DRG y resultados en la punta de la aguja saliendo de la pared lateral del paraspinal del campo disección.
- Bellas afinar la trayectoria de la aguja hasta que la luz de la aguja se alinea con el centro del DRG.
Nota: La aguja guía nunca debe entrar en contacto con el DRG. - Elaborar injectate estéril en una jeringa estéril y conectar la jeringa con el tubo de infusión estéril.
- Asegurar el tubo a la aguja de CED y de la mano la jeringa fuera del campo estéril. Conectar la jeringa a una bomba de jeringa programable.
Nota: La tubería está preparada para una longitud de 5 pies para asegurar que se mantuvieran la esterilidad y la movilidad. Además, es de suma importancia que ninguna burbuja de aire se introduce en solución. - Promover el injectate hasta que expresión es vista desde la punta de la aguja de CED.
- Coloque la aguja de CED dentro del lumen de la aguja guía y haga avanzar lentamente la aguja del CED hasta que salga de la punta de la aguja guía. Asegurar que el DRG no está perforado durante la alineación de la aguja.
- Bellas afinar la posición de la aguja guía a lo largo del eje largo de su trayectoria para determinar la ubicación final de la punta de CED.
- Fijar la guía de aguja de CED con ejes de aguja que se enclavija una vez lograda la profundidad y la alineación de la guía y agujas CED.
- Confirmar que todas las conexiones de aparatos de inyección están completamente aseguradas, incluyendo la aguja guía, la aguja de CED, y tubos conectados con injectate.
- Avanzar la aguja guía a lo largo de su eje para aproximar la punta de la aguja de CED y DRG.
- Pinchar el DRG con la punta de la aguja de CED.
- Sumerja la punta de la aguja de CED en el centro tridimensional de lo DRG.
Nota: ya que el DRG es una estructura tridimensional de forma y tamaño variable, exposición DRG debe ser completa para colocar con precisión la punta de la aguja de CED en el verdadero centro del DRG. El verdadero centro DRG está situado en la intersección de sus tres ejes anatómicos, a saber, el anterior a posterior, lateral a medial y superior a la inferior ejes. - Entregar 100 μL de injectate por CED utilizando un índice graduado y un volumen de 3 pasos.
- Entregar 4 μl 2 μL/min para el primer paso. Entregar 8 μL en 4 μL/min para el segundo paso. Entregan 88 μL en 8 μL/min para el tercer y último paso.
Nota: Deje una pausa de 3 min entre pasos y después el último paso para conseguir el equilibrio de presión. - Retirar el aparato de inyección después de la inyección final paso y pausa de 3 min a lo largo de su eje con un movimiento suave, suave.
Nota: Para soluciones inyectables que son incoloras, tinte color está incluido en la solución a una concentración de 0.1% peso/volumen para asistir en la evaluación visual de injectate distribución 12. Además, el colorante vital 4 ', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) está incluido en la solución a una concentración de 0,25 μg/μL cuando el estudio del diseño requiere una evaluación histologic de injectate distribución 5.
9. Cierre
- Coloque 3 rondas de una irrigación salina caliente al sitio quirúrgico antes de la clausura para movilizar y eliminar el sitio de la ruina, es decir, fragmentos de hueso. Use succión para recuperar la solución salina y escombros.
Nota: Hemostasia meticulosa garantiza riego sigue siendo claro. Agentes hemostáticos (esponja de gelatina) y algodón se quitan en este momento. Asegurar que todos los materiales e instrumentos han sido borrados en el sitio de la incisión antes del cierre de. - Utilizar una técnica de 3 capas para cierre de.
- Sutura de la fascia toracolumbar con sutura 0 de manera simple, interrumpida, no invertida. Coloque un stich cada 5-8 mm para lograr el cierre hermético.
- Sutura el tejido subcutáneo con sutura 2-0 en una moda simple, interrumpida, invertida con una puntada a cada 5 a 8 mm para lograr la resistencia adecuada.
- Cerrar la piel con sutura 0 de una forma sencilla, funcionamiento o interrumpido moda.
- Utilizar un contador de aguja para asegurarse que no sostenidos están desaparecidos for
- Irrigar la piel con solución salina, secar la piel y colocar tiras de esparadrapo perpendicular a la incisión.
- Lugar tiras de Gasa encima de la venda y coloque un adhesivo final antimicrobiano incise cubra.
10. Cuidado postoperatorio de Animal
- extubar, cubierta con mantas calientes y el animal a la recuperación del transporte.
- Siga los procedimientos estándar de operación institucionales para el seguimiento postoperatorio y recuperación de la cirugía de la supervivencia. Como mínimo, observar al animal cada 15 min hasta el retorno de la conciencia, cada hora hasta logra una recuperación anestésica total y dos veces al día después de eso.
- Proporciona el tratamiento del dolor postoperatorio por administrar IM o carprofen oral, en 4 mg/kg una vez al día durante 5 días comenzando el día postoperatorio 0. Administrar SC buprenorfina SR, dado a 0,18 mg/kg, una vez en el día postoperatorio 2.
- Administrar antisepsia postoperatoria dando ceftiofur IM, dada a 5 mg/kg, una vez en el día postoperatorio 4.
- , Quite el vendaje en el postoperatorio día 5-7. Retire las suturas cuando la cicatrización es completa, por lo general el post-operatorio día 10-14.
- Eutanasia humanamente animal según procedimientos estándar de operación institucionales una vez alcanzado el punto final del estudio.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Resultados
Evaluación histologic de injectate propagación
Exitosa entrega de injectate DRG está determinada por la evaluación histologic de DAPI difundir. La técnica implica el posicionamiento la punta de la aguja en el centro tridimensional de lo DRG. Por lo tanto, entrega correcta se determina evaluando el grado de tinción de secciones histologic ambos cerca (secciones centrales de DRG) y distante (secciones periféricas de DRG) a punta de la aguja DAPI. Figura 1A y
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Discusión
Se intentó describir un método para la exposición quirúrgica del DRG mediante laminotomía y intraganglionic inyección en una especie de animal grande saludable, específicamente, porcina. En roedores, un método similar ha sido detallada 12 y usada para entregar a agentes farmacológicos convencionales 8,10 y vectores virales 6,7,9,
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Divulgaciones
Ninguno; los autores no tienen conflictos de interés relacionados con este estudio.
Agradecimientos
El estudio se realizó con el apoyo de la Fundación de la familia de Schulze (a ASB).
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Hondas humanas grandes para animales | Britz & Compañía | 002539 | Modificado para incluir apertura abdominal |
| Electrodo adhesivo de retorno al paciente - 9 pulgadas | Medtronic | E7506-Ranger | de calentamiento de |
| sangre y fluidos | 3M | 24500-Lactato | |
| Fluido de Ringer | Hospira | 0409-7953-09-Dispositivo | de |
| calentamiento de aire de fuerza | 3M | 77500 | - |
| Duraprep solución con aplicador, 26 mL (0,7 % de yodo povacrylex, 74 % de alcohol isopropílico) | 3M | 8630-Toallas | |
| quirúrgicas desechables estériles | Medline | MDT2168286-Ioban | |
| 2 paños de incisión | 3M | 6651EZSB-Bote | |
| y tubo de succión desechables | Medline | DYND44703H-Interruptor de | |
| botón Lápiz | electroquirúrgico monopolarMedtronic | E2450H-Pinza | |
| electroquirúrgica bipolar lisa y recta fina, 4 1/2 pulgadas | Bovie | A826 | - |
| #15 hoja | Miltex | 4-315 | - |
| #11 hoja | Miltex | 4-311-4 | |
| x 4 gasa quirúrgica | Dynarex | 3262-Weitlaner | |
| retractor autorretenedor, 8 pulgadas | Miltex | 11-618 | - |
| Retractor autorretenedor Meyerding, 1 x 2 3/8 pulgadas | Sklar | 42-2078-Retractor | |
| autorretenedor Gelpi, 7 pulgadas | Sklar | 60-6570-Elevador | Freer |
| , 5 mm | Cera | Medline MDS4641518F-Bone | |
| Ethicon | W31G-Spurling | ||
| disco intervertebral rongeur, 3 mm | Sklar | 42-2852 | - |
| Spurling 45 grados, mordida hacia arriba Kerrison rongeur, 2 mm | Medline | ||
| MDS4052802-Leksell roggeur angulado, 2 mm | Sklar | 40-4097-Gelfoam | |
| , tamaño 50 | Pfizer | AZL32301-Cottonoid | |
| hamty | Medtronic | 8004007-Punta de | |
| succión Frazier, 6 Fr | Sklar | 50-2006-Punta | |
| succión Frazier, 10 Fr | Sklar | 50-2010-Dandy | |
| gancho nervioso romo en ángulo recto | Medline | de MDS4005220-Nylon | |
| , 6-0 | Ethicon | 697G-Castroviejo | |
| micro portagujas lisas | Medline | MDG2428614-22 | |
| Aguja espinal Quinke | Halyard Health | 18397-32 | |
| Aguja CED con buje Luer de bloqueo | Ver comentarios | n/a | Como en: Pleticha, J., Maus, T.P., Christner, J.A., Marsh, M.P., Lee, K.H., Hooten, W.M., Beutler, A.S. Entrega mínimamente invasiva de productos biológicos mejorados por convección en los ganglios de la raíz dorsal: validación en el modelo de cerdo y modelado prospectivo en humanos. Nota técnica. J Neurocirugía. 121(4), 851-8 (2014). |
| Tubo de polietileno, 5 pies | Scientific Commodities | BB31695-PE/05-Jeringa | |
| Monoject, 3 mL | Kendall | SY15352-NanoJet | |
| Chemyx | 10050-DAPI | ||
| Sigma-Aldrich | D9542-Fast | ||
| Green FCF | Sigma-Aldrich | F7252-Jeringa | de |
| irrigación de bulbo | Medline | DYND20125-Pinza | |
| Adson de dientes finos | Medline | ||
| Sutura MDS1000212-Vicryl, 0 | Ethicon | J603H-Sutura | |
| Vicryl, 2-0 | Ethicon | J317H-Contador | de |
| agujas | Medline | ||
| NC20FBRGS-Steri-strip cierre cutáneo, 1/2x4 pulgadas | 3M | R1547 | - |
Referencias
- Millan, M. J. The induction of pain: An integrative review. Prog Neurobiol. 57 (1), 1-164 (1999).
- Burma, N. E., Leduc-Pessah, H., Fan, C. Y., Trang, T. Animal models of chronic pain: Advances and challenges for clinical translation. J Neurosci Res. , (2016).
- Pleticha, J., Maus, T. P., Beutler, A. S. Future directions in pain management: integrating anatomically selective delivery techniques with novel molecularly selective agents. Mayo Clin Proc. 91 (4), 522-533 (2016).
- Standring, S. The anatomical basis of clinical practice. , Elsevier Churchill. Edinburg. (2005).
- Fischer, G., et al. Direct injection into the dorsal root ganglion: technical, behavioral, and histological observations. J Neurosci Methods. 199 (1), 43-55 (2011).
- Zhao, X., et al. A long noncoding RNA contributes to neuropathic pain by silencing Kcna2 in primary afferent neurons. Nat Neurosci. 16 (8), 1024-1031 (2013).
- Xu, Y., Gu, Y., Wu, P., Li, G. W., Huang, L. Y. M. Efficiencies of transgene expression in nociceptive neurons through different routes of delivery of adeno-associated viral vectors. Hum Gene Ther. 14 (9), 897-906 (2003).
- Puljak, L., Kojundzic, S. L., Hogan, Q. H., Sapunar, D. Targeted delivery of pharmacological agents into rat dorsal root ganglion. J Neurosci Methods. 177 (2), 397-402 (2009).
- Mason, M. R. J., et al. Comparison of AAV serotypes for gene delivery to dorsal root ganglion neurons. Mol Ther. 18 (4), 715-724 (2010).
- Jelicic Kadic, A., Boric, M., Kostic, S., Sapunar, D., Puljak, L. The effects of intraganglionic injection of calcium/calmodulin-dependent protein kinase II inhibitors on pain-related behavior in diabetic neuropathy. Neurosci. 256, 302-308 (2014).
- Greenberg, M. S. Handbook of neurosurgery. , Thieme. (2010).
- Yu, H., Fischer, G., Hogan, Q. H. AAV-mediated gene transfer to dorsal root ganglion. Methods Mol Biol. 1382, 251(2016).
- Yaksh, T. L., et al. Pharmacology and toxicology of chronically infused epidural clonidine HCL in dogs. Toxicol Sci. 23 (3), 319-335 (1994).
- Federici, T., et al. Surgical technique for spinal cord delivery of therapies: demonstration of procedure in gottingen minipigs. J Vis Exp. (70), e4371(2012).
- Lee, J. H. T., et al. A novel porcine model of traumatic thoracic spinal cord injury. J Neurotrauma. 30 (3), 142-159 (2013).
- Raore, B., et al. Cervical multilevel intraspinal stem cell therapy: assessment of surgical risks in Gottingen minipigs. Spine. 36 (3), e164(2011).
- Riley, J., et al. Intraspinal stem cell transplantation in amyotrophic lateral sclerosis: A phase I safety trial, technical note, and lumbar safety outcomes. Neurosurg. 71 (2), 405-416 (2012).
- Olmarker, K., Holm, S., Rosenqvist, A., Rydevik, B. Experimental nerve root compression. A model of acute, graded compression of the porcine cauda equina and an analysis of neural and vascular anatomy. Spine. 16 (1), 61-69 (1991).
- Bobo, R. H., et al. Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain. Proc Natl Acad Sci U.S.A. 91 (6), 2076-2080 (1994).
- Lonser, R. R., Sarntinoranont, M., Morrison, P. F., Oldfield, E. H. Convection-enhanced delivery to the central nervous system. J Neurosurg. 122 (3), 697-706 (2015).
- Shen, J., Wang, H. Y., Chen, J. Y., Liang, B. L. Morphologic analysis of normal human lumbar dorsal root ganglion by 3D MR imaging. AJNR Am J Neuroradiol. 27 (0195–6108 (Print)), 2098-2103 (2006).
- Pleticha, J., et al. Minimally invasive convection-enhanced delivery of biologics into dorsal root ganglia: validation in the pig model and prospective modeling in humans. J Neurosurg. 121 (4), 851-858 (2014).
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Reimpresiones y permisos
