Artículo de método

Grabaciones de Macropatch focal de corrientes sinápticas de la Unión Neuromuscular larvaria de Drosophila

DOI:

10.3791/56493

⸱

25 de septiembre de 2017

 , 
1Department of Neurology, School of Medicine, Wayne State University, 2Department of Anatomy and Cell Biology, School of Medicine, Wayne State University

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las corrientes sinápticas pueden grabarse focal de visualizadas botones sinápticos en la Drosophila tercer instar larvas Unión neuromuscular. Esta técnica permite la monitorización de la actividad de una sola bouton sináptico.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Unión neuromuscular de Drosophila (NMJ) es un sistema modelo excelente para estudiar la transmisión sináptica glutamatérgica. Describimos la técnica de las grabaciones de macropatch focal de corrientes sinápticas de botones visualizados en la NMJ de Drosophila larvas. Esta técnica requiere fabricación modificada para requisitos particulares de grabación micropipetas, así como un microscopio compuesto equipado con un gran aumento, objetivo de inmersión de agua de larga distancia, óptica de interferencia diferencial (DIC) de contraste y un fluorescente accesorio. El electrodo de registro se coloca en la parte superior de un seleccionado bouton sináptico visualizado con DIC óptica, epi-fluorescencia o ambos. La ventaja de esta técnica es que permite seguimiento de la actividad sináptica de un número limitado de sitios de liberación. El electrodo de la grabación tiene un diámetro de varias micras, y los sitios de liberación colocados fuera del borde del electrodo no afectar significativamente las corrientes registradas. Las corrientes sinápticas grabadas tienen cinética rápida y pueden ser fácilmente resuelto. Estas ventajas son especialmente importantes para los estudios de líneas de mosca mutantes con mayor actividad sináptica espontánea o asincrónica.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Drosophila es un sistema modelo excelente para estudiar los mecanismos moleculares de control de la transmisión sináptica. El sistema neuromuscular de Drosophila es glutamatérgica, y por lo tanto, la Unión neuromuscular de Drosophila (NMJ) puede utilizarse para estudiar las características conservadas de liberación glutamatérgica. Desde Jan y de Jan estudio1, las larvas de tercer estadio se ha utilizado ampliamente para estudiar la transmisión sináptica espontánea y evocada mediante el control de los potenciales excitatorios cruce (EJPs) o corrientes (EJCs). EJPs comúnmente se registran intracelular con un micro-electrodo de vidrio afilado, y reflejan la actividad de la NMJ entera, incluyendo todos los botones haciendo sinapsis en la fibra muscular determinada.

Por el contrario, puede registrar la actividad de un número limitado de los sitios de liberación focal colocando una punta de micropipeta cerca terminales neuronales o varicosidades sinápticas. Esta técnica fue empleada originalmente por Katz y Miledi2y grabaciones extracelulares focal han sido empleadas con éxito en varias preparaciones de NMJ, incluyendo rana3,4,5, ratón6 , 7 , 8, crustáceos9,10,11,12,13,14,15,16y Drosophila17,18,19,20,21,22,23. Este enfoque fue desarrollado por Dudel, que había optimizado macropatch recodificación electrodos24,25. En la implementación de Dudel, esta técnica muy igualados con el método de la abrazadera del remiendo flojo26.

La NMJ de Drosophila larvas ha definido claramente los botones sinápticos, y líneas transgénicas con las etiquetas fluorescentes neuronales genéticamente codificados (véase Tabla de materiales) están disponibles. Estas ventajas nos permitieron grabar EJCs y mEJCs de un bouton sináptico seleccionado20,21,22. Aquí, describimos esta técnica en detalle.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. fabricación de electrodos de grabación

  1. tira de los electrodos de vidrio
    1. uso el siguiente protocolo para el tirador de microelectrodo (véase Tabla de materiales):
      1. línea 1: calor Tire de 510 - velocidad 30 tiempo 250; Línea 2: Calor tire 490 - velocidad 30 tiempo 250.
        Nota: Unidades de tiempo corresponden a 0,5 m por unidad; las otras unidades son relativas. El valor del calor debe ajustarse para cada filamento, después de realiza la prueba de rampa.
    2. Uso de un microscopio (35 aumentos) para que el diámetro interior del electrodo tirado está en la gama de 7-10 μm ( figura 1A). Almacenar los tubos capilares en recipientes herméticamente cerrados para evitar la acumulación de polvo.
  2. Fuego pulido
    1. tubos capilares fuego polaco (80-90% del valor máximo de calor para 1-2 s) usando una micro-forja (véase Tabla de materiales). El diámetro interior final del electrodo pulido esté 5 μm ( figura 1A) 27.
  3. Flexión
    Nota: se hacen dos curvas para colocar el electrodo en la parte superior del músculo bajo un objetivo de gran aumento.
    1. Uso el aparato mostrado en la figura 1B. Fijar el electrodo en el manipulador y coloque la punta sobre el filamento, no tocar lo
    2. Conjunto valor a 60-70% del máximo del calor y apriete el pedal de la fragua de micro de 1-2 s (véase Tabla de materiales) para calentar el filamento. Utilice una aguja en forma de L para suavemente tire hacia abajo la punta del electrodo ( figura 1B ampliada). Realizar la curva en aproximadamente 90 o ( figura 1).
    3. Sostener el electrodo sobre la llama de la antorcha a mano usando pinzas y hacer la segunda curva a una distancia de 7-10 mm de la primera curva y en un ángulo de aproximadamente 120 o ( figura 1).

figure-protocol-1
figura 1. Pasos finales de la fabricación de una micropipeta. (A) electrodo consejos después de tirar y fuego pulido. (B.1) la configuración para el doblez de la punta. (B.2) el área de caja se muestra ampliada a la derecha. El electrodo y el filamento se fijan para que la punta del electrodo está situado un poco por encima el cable y no tocar. (C.1) el electrodo de la grabación. (C.2) el área de caja se muestra ampliada a la derecha. La primera curva tiene un ángulo de aproximadamente 90° y la distancia entre la primera curva y la punta del electrodo es de aproximadamente 1 mm. escala de la barra = 3 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

2. pasos preparatorios adicionales

  1. Prepare la solución de heamolymph-like (HL3) (en mM): NaCl 70, 5 KCl, 20 MgCl 2, 10 NaHCO 3, 5 trehalosa, sacarosa 115, 5 HEPES y 1 mM CaCl 2; ajustar el pH a 7.3 - 7.4. mantener la solución en la nevera y hacer fresco cada semana.
  2. Hacer pipetas de estimulación la misma manera como grabación de vidrio pipetas, excepto que no es necesario doblarlas.
    Nota: La preparación de los electrodos de estímulo se describe detalladamente en 28 y 27. El diámetro final después de pulir de fuego debe estar en el rango de 5-7 μm.
  3. Insertar una pipeta de estimulación en un soporte de microelectrodo conectada a una jeringa de.
  4. Placas de disección fabricación de pequeños platos de petri (35 x 10 mm) recubiertos con epoxi de caucho de silicona (véase Tabla de materiales) como se describe en 28.
    Nota: El caucho de silicón debe ser completamente endurecido antes de uso.
  5. Elegir un errante larvas de tercer estadio y diseccionar como se describe en 27 , 28 , 29 , 30.
    Nota: Para visualizar los botones, usar la cepa mosca CD8-GFP (véase Tabla de materiales)
    1. usar fórceps (véase Tabla de materiales), recoger las larvas de estadio 3 rd de un frasco de.
    2. Clavija las larvas, colocando el primer pasador posterior y la otra clavija anterior (cierre a ganchos de la boca).
    3. HL3 Agregar solución.
    4. Hacer un corte con tijeras de primavera (véase Tabla de materiales) desde el pasador superior a la inferior en el lado dorsal de las larvas de.
    5. Pin el filete de larvas, colocando 2 clavijas adicionales en los lados izquierdo y derecho de las larvas de.
    6. Quitar las tripas y traquear usando fórceps.
    7. Cortar los nervios a las afueras de la cuerda ventral del nervio con unas tijeras de muelle.

3. Grabaciones eléctricas de EJCs

figure-protocol-2
figura 2. La configuración de grabación. La muestra cubrió para el silicio recubierto de Petri (flecha) se coloca sobre el escenario móvil del microscopio compuesto vertical equipado con epifluorescencia, un objetivo de gran aumento y dos micromanipuladores NMJ. Se coloca el microscopio en una mesa antivibración. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

  1. Grabación
    1. lugar el plato petri con la preparación sobre la platina del microscopio ( figura 2). Colocar el electrodo de referencia en el baño.
    2. Rellenar el electrodo de la grabación con solución de HL3. Bajo el objetivo de 10 x (véase Tabla de materiales), sumergir el electrodo en el baño y coloque sobre los músculos 6 y 7 de los segmentos abdominales 2, 3 o 4 con el micromanipulador () (véase Tabla de materiales) figura 3 A.1 y A.2).
    3. Cambiar el objetivo a x 60 (véase Tabla de materiales). Se centran en el área de interés usando epi-fluorescencia u óptica CID. Coloque la punta del electrodo en la parte superior bouton sináptico ( figura 3 B.1-3).
    4. Presionar el electrodo muy suavemente en el músculo. La presión excesiva puede dañar el NMJ o inducir un aumento en la actividad sináptica espontánea. Asegúrese de que la punta del electrodo no es obstruido - si es, reemplazar it
    5. Encender el amplificador, Junta de A/D y el equipo.
    6. Elegir el modo de pinza de voltaje del amplificador de.
    7. Iniciar el software de adquisición y elegir la ' boquete-libre ' modo de.
    8. Observar la aparición de mEJCs en la pantalla del ordenador.
    9. Asegurarse de que la amplitud de la mEJCs está en el rango de 0.2 - 0.7 na
      Nota: EJCs más pequeño indican que el electrodo de la grabación tiene defectos o que no esté posicionado correctamente.

figure-protocol-3
figura 3. Visualización de los botones sinápticos. (A) A brightfield imagen de un hemi-segmento bajo 10 aumentos (A.1) y el área ampliada en caja mostrando los músculos 6 y 7 (A.2, la flecha marca el electrodo de la grabación). Barra de escala = 50 μm. (B) botones sinápticos se visualizan en una línea de Drosophila con un marcador neuronal genéticamente codificado (CD8-GFP) usando proyección de imagen de epi-fluorescencia (B.1) o DIC óptica (B.2). Imágenes son tomadas con el 60 x objetivo y el cubo de filtro para la proyección de imagen de GFP (véase Tabla de materiales). Synaptic botones están marcados con flechas, y B.3 muestra una superposición de imágenes DIC y fluorescentes. Barra de escala = 10 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

  1. estimulación
    1. utilizando un micromanipulador, bajo un control visual, coloque el electrodo de estimulación cerca el axón inervan segmentos abdominales 2-4.
    2. Aplicar presión negativa tirando el émbolo de la jeringa conectada al cable porta electrodo, por lo que el axón se tira dentro del electrodo ( figura 2).
    3. Activar el estimulador. Gire el mando de la unidad de aislamiento (véase Tabla de materiales) para establecer una corriente de cero y luego irá aumentando progresivamente, hasta que aparezcan EJCs (o hasta que se alcanza el umbral).
    4. Realizar la estimulación en un régimen del suprathreshold, con la estimulación actual aumenta aproximadamente dos veces, en comparación con el umbral para la observación de los EJCs.
      Nota: En nuestra experiencia, tal intensidad de estímulo es óptimo para evitar fallos de potencial de acción y potencial de acción de la leña. Por ejemplo, si EJCs aparecen en la corriente de estimulación de 0,2 mA, utilice una corriente de 0,4 mA durante todo el experimento.
  2. Resistencia
    1. Mida la resistencia del sello del electrodo de macropatch grabación girando el interruptor de la resistencia de electrodo del amplificador a " prueba del sello " posición. Observar que se mostrará el valor de la resistencia del sello en GΩ en el " actual " ventana.
    2. Asegúrese de que la resistencia del sello está en el rango de 0.5 - 2 M Ω. Valores fuera de este rango indican que el electrodo es no bien pulido o no debidamente colocado.
    3. Controlar la resistencia del sello a lo largo de la grabación, asegurándose de que permanece constante durante todo el experimento.

4. Análisis

  1. analizar grabaciones empleando personalizado software para el análisis (véase Tabla de materiales).
    Nota: Nuestro laboratorio utiliza software interno turísticos 31, que está modificado para requisitos particulares para la detección de los EJCs y mEJCs grabados focal ( figura 4). Este software incluye un filtro digital gaussiano y permite la detección de picos cuántico de superposición cuántico múltiples eventos ( Figura 4A). Otros enfoques se describen en 17.

figure-protocol-4
figura 4. Análisis cuántico. Detección de mEJCs (A) y (B) EJCs por software turísticos. La zona de eventos está marcada en verde y picos están marcados por las puntas de flecha rojos. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Grabaciones de macropatch focal permiten monitoreo actividad sináptica de las botones sinápticos (figura 5). Cuando el electrodo se coloca en la parte superior un bouton sináptico (figura 5A, sitio 1), el grabado mEJCs (figura 5, Página 1) tienen una amplitud significativamente superior al nivel de ruido y sostenido aumento de las fases (en un rango de los milisegundos). Cuando el electrodo de la gra...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Drosophila representa un organismo modelo ventajoso para el estudio de la transmisión sináptica. Varias configuraciones de grabación se han utilizado en el NMJ larvas, incluyendo grabaciones intracelulares de potenciales sinápticos, grabaciones de corrientes sinápticas y voltaje de dos electrodos abrazadera33,34, macropatch focal grabaciones de corrientes sinápticas que se describe aquí. La última técnica permite la cuantificación precisa de la transmisi...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El apoyo de la beca del NIH R01 MH 099557

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Sutter P-97Instrumento SutterP-97Extractor de microelectrodos
Narishige MF-830NarishigeMF-830Microforge
WPI MF200WPIMF200Microforge
Capilares de vidrioWPIB150-86-10Capilares de vidrio
Microtorch 1WG61Grainer1WG61
Microtorch Sylgard 184 Kit de elastómero de siliconaDow CorningSYLGARD 184Silicona para la preparación de placas de disección
Clavijas de disecciónAmazonB00J5PMPJAPines para el posicionamiento de larvas
PinzasWPIINC500342Pinzas para colocar alfileres, quitar las tripas y las tráqueas.
TijerasWPIINC501778Tijeras para cortar la cutícula de las larvas y los nervios.
Olympus BX61WIOlympusBX61WIMicroscopio vertical
Olympus Lumplan FL N 60xOlympusUPLFLN 60XObjetivo de microscopio 60X
Olympus UPlan FL N 10xOlympusUplanfl N 10XObjetivo de microscopio 10X
Narishige MicromanipuladorNarishigeMHW-3Micromanipulador hidráulico de agua de tres ejes
npi Electronic GmbH ELC-03XSnpi Electronic GmbHELC-03XSAmplificador electrofisiológico
A.M.P.I Master 8A.M.P.I.Master 8Estimulador eléctrico
A.M.P.I Iso-FlexA.M.P.I.Iso-FlexEstimulador Aislador
TMC mesa antivibratoriaTMC63-9090Mesa antivibratoria
TMC Jaula de FaradayTMC81-333-90 Jaula deFaraday
Digidata 1322AAxon InstrumentsDigidata 1322ADigidata
DellDell Dimension 5150Computadora con sistema operativo Win XP
PortaelectrodosWPIMEH3SWPortaelectrodos
Filtro ópticoOmega opticalXF 115-2Cubo de filtro para la detección de proteínas fluorescentes verdes (GFP)
pCLAMP 8Axon Instruments8.0.0.81Software para el registro de señales
QuantanSoftwareinterno-Softwarepara el procesamiento de señales
Canton-S (Wildtype)Bloomington Stock Center64349Línea de mosca de control
cpx SH1Generoso regalo de J.T. Littleton-Complexinde moscas knock-out con aumento de la exocitosis espontánea
CD8-GFPBloomington Stock Center5137Línea de mosca con fluorescente neuronal (GFP) Tag
Computadora línea

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jan, L. Y., Jan, Y. N. Properties of the larval neuromuscular junction in Drosophila melanogaster. J Physiol. 262 (1), 189-214 (1976).
  2. Katz, B., Miledi, R. The effect of temperature on the synaptic delay at the neuromuscular junction. J Physiol. 181 (3), 656-670 (1965).
  3. Macleod, G. T., Gan, J., Bennett, M. R. Vesicle-associated proteins and quantal release at single active zones of amphibian (Bufo marinus) motor-nerve terminals. J Neurophysiol. 82 (3), 1133-1146 (1999).
  4. Macleod, G. T., Farnell, L., Gibson, W. G., Bennett, M. R. Quantal secretion and nerve-terminal cable properties at neuromuscular junctions in an amphibian (Bufo marinus). J Neurophysiol. 81 (3), 1135-1146 (1999).
  5. Zefirov, A., Benish, T., Fatkullin, N., Cheranov, S., Khazipov, R. Localization of active zones. Nature. 376 (6539), 393-394 (1995).
  6. Macleod, G. T., Lavidis, N. A., Bennett, M. R. Calcium dependence of quantal secretion from visualized sympathetic nerve varicosities on the mouse vas deferens. J Physiol. 480 (Pt 1), 61-70 (1994).
  7. Samigullin, D., Bill, C. A., Coleman, W. L., Bykhovskaia, M. Regulation of transmitter release by synapsin II in mouse motor terminals. J Physiol. 561 (Pt 1), 149-158 (2004).
  8. Coleman, W. L., Bykhovskaia, M. Rab3a-mediated vesicle recruitment regulates short-term plasticity at the mouse diaphragm synapse. Mol Cell Neurosci. 41 (2), 286-296 (2009).
  9. Atwood, H. L., Parnas, H., Parnas, I., Wojtowicz, J. M. Quantal currents evoked by graded intracellular depolarization of crayfish motor axon terminals. J Physiol. 383, 587-599 (1987).
  10. Parnas, H., Dudel, J., Parnas, I. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish. I. Saturation kinetics of release, and of entry and removal of calcium. Pflugers Arch. 393 (1), 1-14 (1982).
  11. Wojtowicz, J. M., Marin, L., Atwood, H. L. Activity-induced changes in synaptic release sites at the crayfish neuromuscular junction. J Neurosci. 14 (6), 3688-3703 (1994).
  12. Zucker, R. S. Crayfish neuromuscular facilitation activated by constant presynaptic action potentials and depolarizing pulses. J Physiol. 241 (1), 69-89 (1974).
  13. Zucker, R. S. Changes in the statistics of transmitter release during facilitation. J Physiol. 229 (3), 787-810 (1973).
  14. Worden, M. K., Bykhovskaia, M., Hackett, J. T. Facilitation at the lobster neuromuscular junction: a stimulus-dependent mobilization model. J Neurophysiol. 78 (1), 417-428 (1997).
  15. Bykhovskaia, M., Hackett, J. T., Worden, M. K. Asynchrony of quantal events in evoked multiquantal responses indicates presynaptic quantal interaction. J Neurophysiol. 81 (5), 2234-2242 (1999).
  16. Bykhovskaia, M., Polagaeva, E., Hackett, J. T. Mechnisms underlying different facilitation forms at the lobster neuromuscular synapse. Brain Res. 1019 (1-2), 10-21 (2004).
  17. Cooper, R. L., Stewart, B. A., Wojtowicz, J. M., Wang, S., Atwood, H. L. Quantal measurement and analysis methods compared for crayfish and Drosophila neuromuscular junctions, and rat hippocampus. J Neurosci Methods. 61 (1-2), 67-78 (1995).
  18. Stewart, B. A., Atwood, H. L., Renger, J. J., Wang, J., Wu, C. F. Improved stability of Drosophila larval neuromuscular preparations in haemolymph-like physiological solutions. J Comp Physiol A. 175 (2), 179-191 (1994).
  19. Pawlu, C., DiAntonio, A., Heckmann, M. Postfusional control of quantal current shape. Neuron. 42 (4), 607-618 (2004).
  20. Akbergenova, Y., Bykhovskaia, M. Synapsin maintains the reserve vesicle pool and spatial segregation of the recycling pool in Drosophila presynaptic boutons. Brain Res. 1178, 52-64 (2007).
  21. Akbergenova, Y., Bykhovskaia, M. Enhancement of the endosomal endocytic pathway increases quantal size. Mol Cell Neurosci. 40 (2), 199-206 (2009).
  22. Vasin, A., Volfson, D., Littleton, J. T., Bykhovskaia, M. Interaction of the Complexin Accessory Helix with Synaptobrevin Regulates Spontaneous Fusion. Biophys J. 111 (9), 1954-1964 (2016).
  23. Wong, K., Karunanithi, S., Atwood, H. L. Quantal unit populations at the Drosophila larval neuromuscular junction. J Neurophysiol. 82 (3), 1497-1511 (1999).
  24. Dudel, J. The effect of reduced calcium on quantal unit current and release at the crayfish neuromuscular junction. Pflugers Arch. 391 (1), 35-40 (1981).
  25. Dudel, J. Contribution of Ca2+ inflow to quantal, phasic transmitter release from nerve terminals of frog muscle. Pflugers Arch. 422 (2), 129-142 (1992).
  26. Marrero, H. G., Lemos, J. R. Loose-Patch-Clamp method. , 2 ed, Humana Press. (2007).
  27. Wu, W. H., Cooper, R. L. Physiological recordings of high and low output NMJs on the crayfish leg extensor muscle. J Vis Exp. (45), (2010).
  28. Verstreken, P., Ohyama, T., Bellen, H. J. FM 1-43 labeling of synaptic vesicle pools at the Drosophila neuromuscular junction. Methods Mol Biol. 440, 349-369 (2008).
  29. Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. Drosophila larval NMJ dissection. J Vis Exp. (24), (2009).
  30. Imlach, W., McCabe, B. D. Electrophysiological methods for recording synaptic potentials from the NMJ of Drosophila larvae. J Vis Exp. (24), (2009).
  31. Bykhovskaia, M. Making quantal analysis more convenient, fast, and accurate: user-friendly software QUANTAN. J Neurosci Methods. 168 (2), 500-513 (2008).
  32. Huntwork, S., Littleton, J. T. A complexin fusion clamp regulates spontaneous neurotransmitter release and synaptic growth. Nat Neurosci. 10 (10), 1235-1237 (2007).
  33. Zhong, Y., Wu, C. F. Altered synaptic plasticity in Drosophila memory mutants with a defective cyclic AMP cascade. Science. 251 (4990), 198-201 (1991).
  34. Delgado, R., Maureira, C., Oliva, C., Kidokoro, Y., Labarca, P. Size of vesicle pools, rates of mobilization, and recycling at neuromuscular synapses of a Drosophila mutant, shibire. Neuron. 28 (3), 941-953 (2000).
  35. Melom, J. E., Akbergenova, Y., Gavornik, J. P., Littleton, J. T. Spontaneous and evoked release are independently regulated at individual active zones. J Neurosci. 33 (44), 17253-17263 (2013).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este artículo de JoVE

Solicitar permiso

Etiquetas

Uni n neuromuscular de Drosophilamonitoreo de la corriente sin pticafabricaci n de micropipetascontraste de interferencia diferencialptica de alta amplificaci nt cnicas de electrofisiolog avisualizaci n del bot n sin pticocorrientes en miniatura de la placa terminalpreparaci n de la pipeta de estimulaci n

Artículos relacionados