Artículo de método

Colección y extracción de muestras de aire profesional para análisis de ADN fúngico

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DOI:

10.3791/56730

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2 de mayo de 2018

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1Allergy and Clinical Immunology Branch, Health Effects Laboratory Division, National Institute for Occupational Safety and Health, Centers for Disease Control and Prevention

En este artículo

Resumen

Determinación de la diversidad fúngica dentro de un entorno es un método utilizado en los estudios de salud ocupacional para identificar riesgos para la salud. Este protocolo describe la extracción de ADN de muestras de aire ocupacional para la amplificación y secuenciación de regiones ITS hongos. Este método detecta muchas especies de hongos que pueden ser pasada por alto por los métodos de evaluación tradicionales.

Resumen

Los métodos tradicionales de identificación de hongos exposición en ambientes laborales, como cultura y enfoques basados en la microscopía, tienen varias limitaciones que han dado lugar a la exclusión de muchas especies. Avances en el campo durante las últimas dos décadas han llevado a los investigadores de salud recurrir a enfoques moleculares para la identificación de riesgos de hongos. Estos métodos han resultado en la detección de muchas especies dentro de ambientes de interiores y profesionales que no han sido detectados usando métodos tradicionales. Los datos de este protocolo muestras un enfoque para determinar la diversidad fúngica en aire a través de la extracción de ADN genómica, amplificación, secuenciación identificación taxonómica de hongos interno transcribieron regiones del espaciador (ITS). LOS resultados de la secuenciación en la detección de muchas especies de hongos que son no detectado o difíciles de identificar a nivel de especie mediante cultivo o microscopia. Mientras que estos métodos no proporcionan medidas cuantitativas de la carga fúngica, ofrecen un nuevo enfoque para la identificación de los peligros y puede utilizarse para determinar la riqueza total de especies y la diversidad dentro de un entorno laboral.

Introducción

Exposiciones de hongos en ambientes de interior y trabajo pueden causar morbilidades respiratorias, incluida la sensibilización alérgica y asma1. Identificación de los riesgos de hongos es importante para evaluar el riesgo y prevenir la exposición de los trabajadores. Estos peligros de hongos pueden ser el resultado de contaminación interior, intrusión de aire exterior o perturbaciones ambientales ocurridos en el transporte de materiales fungicidos en áreas donde los trabajadores están presentes2. Métodos para evaluar la exposición de hongos han incluido muestreo de cultura viable así como identificación microscópica de las esporas de hongos. Estos enfoques tienen varias limitaciones y a menudo pasan por alto muchas especies de hongos que podrían contribuir a la carga fúngica total3. Enfoques basados en la cultura sólo pueden distinguir los organismos fúngicos viables que pueden ser cultivados en medios nutritivos. Identificación de esporas de hongos a nivel de especie mediante microscopia puede ser confundido por esporas comparten morfologías similares. Ambos métodos son altamente dependientes de micólogos para analizar e identificar la especie fúngica, con muchos restantes no identificados.

Para mejorar metodologías existentes utilizados en identificación de riesgos laborales y evaluaciones de la exposición, muchos investigadores han recurrido a las tecnologías moleculares. Enfoques basados en la secuencia para evaluar la diversidad microbiana en ambientes de interior y trabajo han revelado un espectro más amplio de especies fúngicas encontradas en comparación con métodos como la microscopía y cultivo viable3,4 ,5. El método presentado aquí describe el muestreo de aire de ambientes laborales y la extracción de ADN genómico para la identificación de riesgos potenciales de hongos. Identificación de riesgos se logra mediante la secuenciación de regiones que son altamente variables entre los hongos y se han utilizado comúnmente para distinguir especies de hongos6,7, el espaciador transcrito interno ribosomal nuclear, o su, 8,9. Muchas especies encuentran en ajustes ocupacionales, tales como algunas especies pertenecientes al phylum Basidiomycota, no son identificables en la cultura viable y son difíciles de diferenciar microscópicamente. Estos hongos se han observado en la alta abundancia relativa dentro de ambientes interiores y ocupacionales determinado por la secuencia hongos ITS regiones3,4,10. SU secuenciación ha proporcionado un mayor conocimiento en la diversidad de hongos encontrados en ambientes de interior y trabajo.

El protocolo descrito aquí detalles de los métodos usados para recolectar, extraer y amplificar regiones de su fungicidas de bioaerosoles para análisis de la secuencia. Este enfoque utiliza el Instituto Nacional de seguridad ocupacional y salud (NIOSH) sampler de aerosol de ciclón de dos etapas recoger las partículas en el aire. Este muestreador se desarrolló para recoger los bioaerosoles y respirable se separa (≤4 μm de diámetro aerodinámico) y no-respirables (> 4 μm de diámetro aerodinámico) las partículas, que permite la identificación de organismos fúngicos dentro de ambientes interiores que son los más probabilidades de ser inhalada por un trabajador11. Otros muestreadores de aire, incluyendo samplers de ciclón, están disponibles en el mercado que tienen la capacidad para recoger las partículas dentro de la gama respirable (< 4 μm) usando filtros de12,13. Por el contrario, el sampler de aerosol del ciclón de dos etapas NIOSH separa especies fúngicas basadas en su diámetro aerodinámico en tubos de polipropileno, desechables que pueden ser procesados inmediatamente para aplicaciones posteriores14.

Los procesos de extracción de DNA genómico y amplificación de las regiones de su fungicidas se detallan en el presente Protocolo. Las metodologías de extracción presentadas han sido desarrolladas específicamente para la extracción de ADN genómico de hongos y bacterias, como muchos kits comerciales dirigidos a células de mamíferos, bacterias o específicamente de levaduras15. Los cebadores utilizados en este estudio se seleccionan según su cobertura global de los hongos ITS 1 y 2 sus regiones4,5. La secuencia de estas regiones permite la comparación de muchas secuencias de sus bancos, los incluidos esa secuencia la región su 1, 2 de su región o regiones el su 1 y 2 su. La diversidad fúngica de muestras de aire recogidas en un ajuste interior utilizando que estos métodos se muestran, revelando un número importante de secuencias a lo phyla Ascomycota y Basidiomycota, así como otras secuencias pertenecientes a los phyla fungicida menos dominante, tales como Zygomycota. La amplia diversidad de hongos secuencias identificados con este enfoque no sería capturar utilizando metodologías de identificación de riesgo tradicionales como cultivo o microscopia. Secuenciación de regiones ITS hongos proporciona un método mejorado para identificar riesgos de hongos y permitir una mejor comprensión de las exposiciones de hongos interiores y trabajo.

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Protocolo

1. preparación de la muestra de aerosol NIOSH

Nota: La muestra de aerosol NIOSH es un dechado de aerosol de ciclón de dos etapas que recoge bioaerosoles utilizando dos tubos de muestreo y un filtro de politetrafluoroetileno (PTFE).

  1. Antes del montaje, inspeccione con cuidado el muestreador. Compruebe el sampler para asegurarse de que no se daña, todos los tornillos estén colocadas y esté ajustada y el precinto alrededor de la costura formado por las dos mitades está intacta. Inspeccione el dechado junta tórica para que no tengan cualquier mellas, grietas o desgarros y que tiene una muy ligera capa de grasa de silicona.
    Nota: El sampler incluye un filtro PTFE de 37 mm 3 μm en un casete de filtro tres piezas polipropileno o poliestireno.
    1. Montar el cartucho de filtro colocando una celulosa o plástico almohadilla de apoyo (incluida con los filtros) en la superficie cuadriculada de la pieza base (ver figura 1). Utilizar filtro pinzas para colocar el filtro sobre la almohadilla de apoyo con la colección hacia arriba.
    2. Sellar los cartuchos del filtro utilizando una prensa manual o neumática. Cierre de mano permitirá que el aire alrededor del filtro y reducir la eficacia de la colección. Introducir la pieza en forma de anillo (la chimenea de la extensión) y utilice la prensa para empujar hacia abajo firmemente y de manera uniforme. Presione hacia abajo la chimenea de la extensión en el filtro lo suficientemente bien como para no tener fugas de aire alrededor del filtro.
      Nota: La pieza superior del cassette no se utiliza mientras que muestras pero para cubrir el filtro una vez completada la toma de muestras se debe guardar.
    3. Montar el casete montado en la parte superior del muestreador y empújela hacia abajo tanto como sea posible. Envolver un trozo de cinta de 19 mm (3/4 pulgada) alrededor del exterior del cartucho de filtro y sampler mantenga el cartucho de filtro en su lugar y actuar como un sello de copia de seguridad para evitar fugas.
    4. Atornille cada tubo firme y completamente en el sampler hasta y envolver cinta alrededor de cada tubo para actuar como un sello secundario contra fugas.
      Nota: El primer tubo, un tubo de polipropileno de 15 mL, recoge las partículas no-respirables con un diámetro aerodinámico de > 4 μm. El segundo tubo, un tubo de microcentrífuga de polipropileno de 1.5 mL, recoge las partículas respirables entre 1 y 4 μm. Las partículas más pequeñas restantes, < 1 μm, se recogen en el PTFE filtro (ver figura 2).
  2. Calibrar el flujo de aire a través del sampler NIOSH con un tarro de calibración antes de cada uso ya que el flujo de aire variar las diferencias en los filtros y los samplers.
    1. Para utilizar un recipiente de calibración, insertar conexión de Luer de la jarra en la parte superior del cartucho de filtro, colocar el muestreador en la jarra y sellar la jarra.
    2. Conecte el recipiente de calibración de un medidor de flujo de calibración y la bomba de muestreo. Encienda el medidor de flujo y deje que se caliente por unos minutos. Tenga en cuenta que el medidor de flujo debe tener siempre un filtro conectado a su entrada para evitar contaminar el medidor de flujo y el sampler.
    3. Encienda la bomba de muestreo y déjelo funcionar durante unos minutos calentar y estabilizar.
    4. Ajustar la bomba para fijar el caudal correcto a 3,5 L/min.
      Nota: El caudal para el sampler de aerosol NIOSH se establece generalmente a 3,5 L/min. En este flujo, el muestreador se ajusta a los criterios de la ACGIH/ISO para muestreo de partículas respirables16. Otras tasas de flujo pueden utilizarse si el corte diferentes tamaños se desean o para reducir el nivel de ruido, pero ten en cuenta que si se utiliza un caudal diferente, entonces el sampler ya no cumplirá los criterios de muestreo respirable.
    5. Cuando la calibración haya terminado, apague la bomba y el medidor de flujo.

2. muestreo de aerosoles estática y personal

  1. Configurar el dechado de aerosol NIOSH para cada muestreo de área personal o estático.
    Nota: Muestreo estático se refiere al uso de la muestra de aerosol mientras está conectado a un trípode u otro dispositivo de retención (ver figura 3), como contra el personal de muestreo cuando el sampler y la bomba están montados sobre la persona estudiada (ver figura 4).
    1. Para el muestreo de área estática, seguirán estudiando los samplers tan cerca como sea posible para el área específica. Mantenga los muestreadores de entradas de aire, entradas de habitación y lugares que podrían estar en la ruta del flujo de aire.
      Nota: Las concentraciones de Aerosol pueden variar considerablemente incluso en distancias cortas, especialmente si la fuente de aerosoles está en la sala17.
    2. Para el muestreo personal, configurar el muestreador en la zona de respiración de la persona. Colocar el muestreador a la solapa, hombros o pecho y coloque la bomba de muestreo en la cintura o en una mochila.
      Nota: La zona de respiración se supone comúnmente que un hemisferio de 30 cm alrededor de la nariz de una persona de que se extrae la mayoría del aire durante la inhalación17.
  2. Asegúrese de que el muestreador de tubo es bien claro de las tomas de muestras y que nada es obstruir las entradas de o interferir con el flujo de aire en el sampler. El muestreador de tubo no está aplastado o doblado. Cualquier bloqueo hará que la bomba se detenga.
  3. Activar las bombas. Después de uno o dos minutos, comprobar si las bombas están funcionando todavía.
    Nota: Conducta aire muestreo por periodos de tiempo que van desde tan sólo 10 minutos a un turno de trabajo completo de 8 h, dependiendo del medio ambiente10,18,19. Los resultados presentados en la figura 6 son representativas de un período de muestreo de 60 min en un ambiente interior.
  4. Después de completa el muestreo de aire, recoger los tubos de muestra y el filtro. Quitar el precinto, desenroscar los tubos y la tapa les. Poner la tercera pieza de la casete de filtro sobre el filtro. Almacenar las muestras a 4 ° C hasta que esté listo para el proceso.

3. extracción de DNA genómico de muestras de aire

  1. Extraiga el DNA genómico (gDNA) de cada etapa del NIOSH BC251 sampler. Proceso el tubos de muestreo de aire y filtro por separado para permitir la determinación de aerosoles microbianos respirables y no-respirables en la muestra.
    Nota: Como alternativa, las tres etapas pueden combinar y extrae si inóculo de la muestra es demasiado pequeña.
    1. En una clase de gabinete de seguridad biológica II o banco limpio del flujo laminar, asépticamente Retire el filtro. Limpie el cartucho de muestreo utilizando etanol al 70% y palanca el cassette de muestreo utilizando una herramienta de apertura de cassette. Utilice un elevador de filtro para Presione la almohadilla del filtro y hacia arriba. Agarre el filtro con unas pinzas de filtro y colocar en una placa Petri estéril. El filtro de corte en 6 partes iguales y colocarlos en un tubo de 2 mL reforzado que contiene perlas de vidrio de 300 mg (0.2 - 0.5 mm).
    2. Coloque el tubo que contiene el filtro en nitrógeno líquido durante 30 s y colocar inmediatamente en un homogeneizador de molino de grano a 4,5 m/s a 30 s.
    3. Repita el paso 3.1.2 una vez o dos veces hasta que el filtro está destrozado. Pueden quedar pequeños trozos de filtro intacto. Agregar 0,5 mL de tampón de lisis (urea de 4 M, 200 mM Tris, 20 mM de NaCl, ácido etilendiaminotetracético de 200 mM (EDTA), pH 7,4).
    4. Agregar 0,3 mL de tampón de lisis a los 15 mL y tubos de muestras de aire de 1,5 mL. Vórtice el tubo 10-15 s, mientras que en posición vertical y luego otro 10-15 s invertida. Transferir el contenido de cada tubo a los tubos 2 mL reforzado que contiene perlas de vidrio de 300 mg.
      Nota: la mayor parte del material recogido en cada tubo del muestreador se acumulará en la parte superior del tubo.
    5. Procesar todos los tubos en el homogenizador de molino de grano a 4,5 m/s de 30 s y centrifugue a 20.000 x g durante 1 min a 22 ° C. Transferencia de sobrenadantes a tubos de microcentrífuga de 1,5 mL estéril y centrifugar los tubos a 20.000 x g otra vez durante 1 min a 22 ° C. Repita este paso.
  2. Añadir 30 μl de reactivo de lisis (véase Tabla de materiales) a cada tubo e incubar los tubos a 37 ° C durante 15 minutos.
  3. Añadir 0,2 mL de tampón de unión (10 M urea, guanidina-HCl de 6 M, 10 mM Tris-HCl, 20% Tritón X-100, pH 4.4) y proteinasa K (100 μg/mL) a cada tubo e incubar los tubos a 70 ° C por 10 minutos añadir 100 μl de isopropanol a cada tubo.
  4. Transferir las soluciones de extracto fibra filtro tubos de vidrio (capacidad de 700 μL) en tubos de 2 mL y centrifugar los tubos de la colección a 20.000 x g durante 30 s a 22 ° C. Deseche los tubos y colocar los tubos de filtro en nuevos tubos de recogida de 2 mL.
  5. Añadir 0,5 mL de tampón de extracción de inhibidor (5 M guanidina-HCl 20 mM Tris-HCl, pH 6.6, 38% de etanol) a cada tubo y centrifugar los tubos de la colección a 20.000 x g durante 30 s a 22 ° C. Deseche los tubos y colocar los tubos de filtro en nuevos tubos de recogida de 2 mL.
  6. Añadir 0,5 mL de tampón de lavado (20 mM de NaCl, 2 mM Tris-HCl, pH 7,5, etanol al 80%) a cada tubo y centrifugar los tubos de la colección a 20.000 x g durante 30 s a 22 ° C. Deseche los tubos y colocar los tubos de filtro en nuevos tubos de recogida de 2 mL. Repita este proceso.
  7. Centrifugar los tubos a 20.000 x g durante un 1 minuto adicional a 22 ° C para eliminar cualquier tampón de lavado residual. Deseche los tubos y colocar los tubos de filtro en nuevos tubos de recogida.
  8. Añadir 100 μl tampón de elución (≥70 º C) (10 mM Tris-HCl, pH 8,5) a cada tubo de caliente y ellos incubar a temperatura ambiente durante 1-2 min centrifugar los tubos a 20.000 x g durante 30 s a 22 ° C. Transferir los tubos de vacío del filtro a un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL estéril y vuelva a aplicar eluatos de paso 3.8. Incubar a temperatura ambiente durante 1-2 min centrífuga a 20.000 x g durante 30 s a 22 ° C.
    Nota: Eluidos pueden utilizarse inmediatamente para el paso 4 o almacenado a-20 ° C hasta que esté listo para usar. ADN genómico puede conservarse hasta un año a-20 ° C. Se recomienda almacenar ADN a-80 ° C, si se requiere el almacenamiento a largo plazo.

4. amplificación de ADN ribosomal de hongos

  1. Utilizar cebadores universales hongos para amplificar las regiones 1 y 2 del gDNA extraído.
    Nota: Para este protocolo, el primer par Fun18Sf (5'-TTGCTCTTCAACGAGGAAT-3') / ITS4R (5'-TCCTCCGCTTATTGATATGC-3') se utilizan para proporcionar la mayor cobertura de sus regiones4,5. Otros conjuntos de la cartilla, como los que amplifican las regiones ITS1 o ITS2 solas, se pueden utilizar.
    1. Crear reacciones en cadena de polimerasa (PCR) para cada muestra por triplicado 50 μl las reacciones en tubos PCR de 0,5 mL estéril o placas de PCR de 96 pocillos como sigue: 5 μl de plantilla extraído ADN (del paso 3), 33,3 μl de agua de grado PCR, 5 μl de buffer de x PCR 10 , 1.5 μl de MgCl2de 50 mM, 1 μl de 10 mM deoxynucleoside de 2'-5'-trifosfatos, 0,5 μl de cebador forward de 20 μm Fun18Sf, 0,5 μl de cebador inverso de 20 μm ITS4R y 0,2 μl de Taq ADN polimerasa.
    2. Realizar reacciones en un termociclador: desnaturalización a 95 ° C por 3 min; 6 ciclos de desnaturalización (96 ° C, 30 s) recocido (50 ° C, 45 s) y extensión de la cartilla (72 ° C, 3 min); 20 ciclos de desnaturalización (96 ° C, 30 s), recocido (50 ° C, 45 s) y la extensión de la cartilla (72 ° C, 1 min); y extensión de la cartilla a 72 ° C durante 10 minutos la mezcla de reacción a 4 ° C hasta el siguiente paso.
  2. Se combinan que las reacciones de PCR por triplicado purifican mediante un kit de purificación con membranas de sílice.
    Nota: Este procedimiento permite la eliminación de los componentes de la PCR (cartillas, dNTPs, enzimas, sales, etcetera) y otros contaminantes de las preparaciones de ADN amplificadas.
    1. Combinan las tres reacciones para cada muestra (total 150 μL) en tubos de microcentrífuga de 1,5 mL estéril. Añadir el tampón de unión (guanidina-HCl de 5 M, 30% isopropanol) en un volumen de 5 x (750 μL) y mezclar la solución mediante pipeteo arriba y abajo 10 veces.
    2. Añadir 450 μl de la mezcla a girar columnas en tubos y centrifugar los tubos a 17.900 x g durante 30 s. descarte los filtrados. Añadir el resto 450 μl a las columnas y centrifugue a 17.900 x g durante 30 s a 22 ° C.
      Nota: Las columnas spin contienen una membrana de silicona que permite la adsorción del DNA a las columnas.
    3. Deseche los filtrados y añadir 750 μl de tampón de lavado (10 mM Tris-HCl, pH 7,5, 80% de etanol) a las columnas de la vuelta. Centrifugue las columnas a 17.900 x g durante 30 s a 22 ° C.
      Nota: Este proceso elimina los contaminantes de la reacción de PCR antes mencionados.
    4. Descarte el filtrado y centrifugar las columnas vacías a 17.900 x g durante 1 min a 22 ° C.
      Nota: Este paso es eliminar cualquier residuo de lavado tampón que puede interferir con aplicaciones posteriores.
    5. Transferir las columnas de la vuelta a tubos de microcentrífuga de 1,5 mL estéril. Añadir 45 μl de tampón de elución (10 mM Tris-Cl, pH 8,5) e incubar los tubos a temperatura ambiente durante 5 minutos centrífuga las columnas de la vuelta a 17.900 x g durante 1 min a 22 ° C.
    6. Utilizar el ADN eluído inmediatamente para los pasos 4 y 5 o almacenar a-20 ° C hasta que esté listo para su uso.
      Nota: Los amplicones pueden conservarse hasta un año a-20 ° C. Se recomienda almacenar ADN a-80 ° C, si se requiere el almacenamiento a largo plazo.

5. verificación de hongos ITS la amplificación mediante electroforesis en gel de agarosa

  1. Molde una agarosa 1% gel con bromuro de etidio 1 μg/mL. Disolver la agarosa en ebullición 1 x de tampón Tris-acetato-EDTA (TAE). Una vez que la solución se ha enfriado a aproximadamente 50 ° C, añadir el bromuro de etidio y vierta en molde de gel.
  2. Después de que el gel de agarosa ha solidificado, sumergir el gel en 1 x TAE y preparar los amplicones para cargar en el gel. A 8 μl de ADN amplificado, añadir 2 μl de 5 x buffer de carga.
    Nota: Estos volúmenes se pueden ajustar dependiendo de la concentración del buffer de carga deseada.
  3. Las muestras, todas de 10 μl, en el gel junto con una escalera de DNA para referencia del tamaño de la carga. Correr el gel a 75 V (6 V/cm) durante aproximadamente 90 minutos y visualizar bandas, vistos normalmente entre 750 y 1.000 pares de bases, utilizando radiación ultravioleta luz (ver figura 5).

6. secuenciación y análisis de regiones de sus hongos

  1. Secuencia del gDNA extraído o amplificado hongos ITS regiones y analizar secuencias usando métodos actuales y adecuados.

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Resultados

Puede evaluarse la distribución de las especies dentro de un entorno con abundancia relativa en la determinación de la cantidad de clones de cada OTU identificados en las muestras de aire. Figura 6 es un gráfico de la corona que representan las especies taxonómicamente colocadas dentro de un ambiente interior después de 60 min de muestreo de aire. Se puede observar que el entorno contiene una variedad de especies dentro de dos grande phyla fungicida, Ascomyco...

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Discusión

Determinar la diversidad fúngica dentro de un entorno de trabajo utilizando enfoques basados en la secuenciación ha mejorado la evaluación de identificación y exposición de peligro de hongos. Con este enfoque ha permitido la detección de muchas otras especies fúngicas que a menudo no se detectan mediante cultivo o métodos de evaluación basados en la microscopía. Aquí se presenta un método para el muestreo de bioaerosoles de ambientes interiores y en el trabajo y la extracción de DNA genómico de muestras de aire para su a...

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Divulgaciones

Los resultados y conclusiones de este informe son las de los autores y no representan necesariamente la posición oficial del Instituto Nacional de salud y seguridad ocupacional, centros de Control y prevención de enfermedades.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado en parte por un acuerdo interinstitucional entre NIOSH y de NIEHS (AES12007001-1-0-6).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Muestreador ciclónico de bioaerosoles NIOSH BC251NIOSHBC251El muestreador de NIOSH aún no está disponible comercialmente. Póngase en contacto con William Lindsley, PhD (wlindsley@cdc.gov) para obtener información sobre cómo obtener el muestreador de NIOSH
Tubos de microcentrífuga estériles de Fisherbrand con tapones de roscaFisher Scientific02-681-373 Tubos demicrocentrífuga de polipropileno de 1,5 mL para muestreo de aire; la rosca superior debe coincidir con la rosca del muestreador de NIOSH
Tubos de centrífuga cónicos Falcon de 15 mLCorning35209615 mL para muestreo de aire
Cinta de vinilo para sala limpia, fácil de quitar, 1/4" de anchoCinta de selladoMcMaster-Carr76505A1
Casete de filtro, estireno transparente, 37 mmSKC Inc.225-3LFCasete de muestreo de 3 piezas (sin filtro). Contiene: base de cassette, cubierta de extensión, tapa de cassette y tapones de entrada/salida filtros de
membrana de fluoroporo hidrófobo de PTFE, 3.0 y micro; m, 37 mmEMD MilliporeFSLW03700Contiene: 37 mm, 3.0 y micro; m Filtros de PTFE y almohadillas de soporte Pinzas de
filtro FisherbrandPinza de filtroFisher Scientific09-753-50
Modelo 502 Precision PanaPressPanaVise502está construida a partir de esta prensa de eje de precisión
Cinta aislante de vinilo Scotch Super 33+ Cinta de 19mm Cinta
calibración multiusos Inc.225-112tarro de calibración
Universal PCXR4 Bomba de muestras SKCInc.Bomba de muestreo224-PCXR4
Caudalímetro másico 4140TSI Inc.Caudalímetro 4140
Roche High Pure PCR Template Kit RocheDiagnostics11796828001Kit utilizado para la extracción de ADN genómico. Contiene: Tampón de lisis, tampón de unión, proteinasa K, tampón de eliminación de inhibidores, tampón de lavado, tampón de elución, tubos de filtro de fibra de vidrio y tubos de recolección de 2 ml
Fisherbrand Tubos de tapón de rosca de polipropileno reforzado de 2 mL con tapasFisher Scientific15340162Tubos reforzados de 2 mL para la homogeneización de perlas
de vidrio, lavadas con ácido, 212-300 y micro; mSigma-AldrichG1277perlas de vidrio
Fisher Scientific Molino de perlas 24 HomogeneizadorFisher Scientific15-340-163homogeneizador de perlas
CelLytic Reactivo de lisis de células B, 10XSigma-AldrichC8740reactivo de lisis
Platinum Taq polimerasaInvitrogen10966-018Contiene: Platino Taq polimerasa, 10X tampón PCR (sin MgCl2), 50 mM MgCl2, KB Diluyente
dNTP MixInvitrogen18427-08810 mM dNTP mix
QIAquick PCR Kit de purificaciónQiagen28106Kit utilizado para purificar amplicones fúngicos. Contiene: Tampón PB (tampón de unión), Tampón PE (tampón de lavado), Tampón EB (tampón de elución), colorante indicador de pH (opcional) y colorante de carga GelPilot
Owl EasyCast Mini Gel Sistema de electroforesisThermo FisherB1 o B2
TrackIt 1 KB Plus EscaleraADNThermo Fisher10488-085
Tubos de polipropileno La prensa neumática de cassette de de

Referencias

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