Artículo de método

Ablación de una población Neuronal utilizando un láser de dos fotones y su evaluación mediante grabación comportamiento y proyección de imagen de calcio en las larvas de pez cebra

DOI:

10.3791/57485

⸱

2 de junio de 2018

 , 
1Division of Molecular and Developmental Biology, National Institute of Genetics, Department of Genetics, SOKENDAI (The Graduate University for Advanced Studies)

En este artículo

Resumen

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Aquí, presentamos un protocolo para ablación de una subpoblación genéticamente marcada de neuronas por un láser de dos fotones de larvas de pez cebra.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Para identificar el papel de una subpoblación de neuronas en el comportamiento, es esencial para poner a prueba las consecuencias de bloquear su actividad en animales vivos. Ablación láser de las neuronas es un método eficaz para este propósito cuando las neuronas son selectivamente marcadas con sondas fluorescentes. En el presente estudio, se describen los protocolos para láser ablación una subpoblación de neuronas utilizando un microscopio de dos fotones y la prueba de sus consecuencias funcionales y conductuales. En este estudio, el comportamiento de captura de presas en las larvas de pez cebra se utiliza como un modelo de estudio. El circuito hipotalámico pretecto se conoce para ser la base de esta presa visualmente impulsado por captura de comportamiento. Pez cebra pretectum fue quitado por ablación láser, y la actividad neuronal en el lóbulo inferior del hipotálamo (ILH; el objetivo de la proyección pretectal) fue examinada. Comportamiento de captura de presas después de la ablación pretectal también fue probado.

Introducción

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Para entender cómo el comportamiento surge de la actividad neuronal en el cerebro, es necesario identificar los circuitos neuronales que intervienen en la generación de ese comportamiento. En la etapa larval, el pez cebra proporciona un modelo animal ideal para estudiar la función cerebral asociado con el comportamiento porque sus cerebros pequeños, transparentes permiten investigar la actividad neuronal en una resolución de celular en una zona amplia de la cerebro mientras observa el comportamiento1. Proyección de imagen de la actividad neuronal en las neuronas específicas ha sido posible a través de la invención de indicadores genético codificados calcio (Ca) (GECIs) como GCaMP2. Pez cebra transgénico GCaMP han demostrado para ser útiles para asociar el circuito neuronal funcional con un comportamiento mediante la realización de proyección de imagen de Ca en comportamiento de animales3.

Mientras que la proyección de imagen de Ca puede demostrar las correlaciones entre la actividad neuronal y el comportamiento, para demostrar causalidad, supresión de la actividad neuronal y su consequence(s) sobre el comportamiento de la prueba son pasos importantes. Hay varias maneras de lograrlo: uso de la mutación genética que altera circuitos neurales específicos4, expresión de neurotoxinas en neuronas específicas5,6, uso de herramientas optogenetic como halorodopsina7, y laser de ablación de las neuronas específicas8,9. Ablación láser es especialmente adecuada para la eliminación de la actividad en un número relativamente pequeño de neuronas específicas. Eliminación irreversible de la actividad neuronal matando neuronas facilita la evaluación de consecuencias conductuales.

Un comportamiento interesante que se puede observar en la etapa larval en el pez cebra es la captura de presas (figura 1A). Este comportamiento guiado visualmente, intencionadas ofrece un favorable sistema experimental para el estudio de la agudeza visual10, transformación visuomotor11,12,13, percepción visual y reconocimiento de objetos14,15,16,17,18y19de la toma de decisiones. Cómo presa es reconocida por depredadores y cómo detección de presa lleva a la presa catching comportamiento ha sido una cuestión central en Neuroetología20. En este artículo, nos centramos en el papel del circuito hipotalámico pretecto formado por proyecciones de un núcleo en el pretectum (núcleo pretectalis superficialis equipara magnocellularis, en adelante, simplemente observado como el pretectum) al ILH. Ablación del laser del pretectum fue demostrada para reducir la actividad de captura de presas y suprimen la actividad neuronal en el ILH asociado a la percepción visual de la presa del21. Aquí, los protocolos para la realización de láser ablación y probar su efecto en Ca2 + la proyección de imagen y grabación de comportamiento describen a las larvas de pez cebra.

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Protocolo

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1. ablación de una subpoblación de neuronas utilizando un microscopio de dos fotones láser

Nota: Si los usuarios plan realizar ablación siguiente imagen Ca, utilice la línea de UAShspzGCaMP6s21. Si los usuarios plan realizar grabación comportamiento después de la ablación, use la línea de UAS:EGFP, como la ablación de las células positivas de EGFP es más fácil de realizar que la de las células GCaMP6s expresan.

  1. Comenzar por establecer el apareamiento de una línea de Gal4 etiqueta a neuronas específicas para ser estudiada y UAS:EGFP o UAShspzGCaMP6s. Asegúrese de utilizar el fondo de nácar para ambos padres que nácar homozigotos pueden obtenerse.
    Nota: Homozigotos de nácar no contienen melanóforos en la superficie del cuerpo (figura 1B). En el presente estudio, un gSAIzGFFM119B de línea de Gal4 (que etiquetas el pretectum) y otro de Gal4 línea hspGFFDMC76A (que etiquetas el ILH) son usados21.
  2. Al día siguiente de la instalación de acoplamiento, recoger los huevos de pez cebra y elevarlas a la etapa larval, momento en el que las neuronas de interés expresará reporteros fluorescentes.
  3. Monte la larva del pez cebra en 2% bajo punto de fusión-agarosa (figura 1B).
    1. Comience por preparar agarosa 2% solución: disolver 2 g de agarosa de punto de fusión bajo en polvo en 100 mL de agua del sistema (es decir, el agua utilizada para mantener el pez cebra adulto en un sistema de agua circulante)22 o E3 agua23, trayendo el agua al punto en el microondas de ebullición y mezcla vigorosamente.
    2. El stock de bajo punto de fusión agarosa 2% en el microondas hasta que hierva. Verter 3.5-4.0 mL de agarosa en la tapa de un plato de Petri de 6 cm. Espere hasta que la agarosa se enfríe para que esté caliente al tacto antes de proceder.
    3. A continuación, coloque una sola larva (no anestesiada en este paso) en la agarosa. Mantener el ajuste de la posición y orientación de la larva para que sea vertical, usando una aguja de disección (figura 1C), hasta que la agarosa se solidifica para asegurar la colocación apropiada de la larva.
      Nota: La larva continuará a nadar mientras que solidifique la agarosa.
    4. Una vez que la larva está colocada, permite 5 minutos de la agarosa se solidifique completamente.
    5. Vierta 5 mL de solución de Metanosulfonato (0,4% en el 1 x trabajo concentración) sobre la agarosa.
      Nota: Para evitar movimientos por las larvas durante la ablación del laser, las larvas deben estar anestesiadas durante todo el procedimiento de ablación.
  4. Ablación de la larva mediante la función de blanquear en un sistema de microscopía de dos fotones láser.
    1. Colocar la larva agarosa incrustada debajo de un láser de dos fotones microscopio y empezar el sistema de microscopía.
    2. Inicie el software de adquisición de imagen y haga clic en el botón "On" en la pestaña "Láser" para encender el láser (figura 1D). Espere a que el "Status" del láser para cambiar de "Ocupado" a "Modo-bloqueado."
    3. En la pestaña "Canales", seleccionar longitud de onda del láser en 880 nm (potencia máxima: aproximadamente 2.300 mW) para la ablación de EGFP, o al 800 nm (potencia máxima: aproximadamente 2.600 mW) para la ablación GCaMP.
    4. Seleccione la lente del objetivo X 20 moviendo manualmente el revólver de la lente. Haga clic en la pestaña de "Ubicación", haga clic en "GFP" cambiar las vías ópticas, y ver directamente la fluorescencia por el ojo.
    5. Ubicar el cerebro larvas de pez cebra en el centro de la vista; Haga clic en la pestaña de "Adquisición" para volver a la microscopía de dos fotones.
    6. Como un registro de la condición de 'antes de la ablación', tomar una imagen de z-stack con el objetivo de 20 X en escaneo-velocidad rápida (para evitar el daño por calor). Luego comparar las imágenes tomadas antes y después de experimentos de ablación (figura 2A). Para obtener una pila de z, haga clic en "Z-Stack" para seleccionar la opción z-stack y ampliar la ficha establece el límite inferior (clic en "Establecer primero" botón") después de enfocar en el extremo ventral del cerebro larvas y establece el límite superior (haga clic en el botón"Set pasado") después de enfocar en la más a la superficie dorsal del cerebro. Luego, haga clic en el botón de "Iniciar el experimento" para ejecutar la adquisición de la imagen de z-stack.
    7. Seleccione la lente del objetivo X 63 moviendo manualmente el revólver de la lente.
    8. Haga clic en la pestaña de "Localización" para cambiar al microscopio epi-fluorescente, localizar las células para ser quitado por ablación en el centro de visión por el ojo, luego haga clic en la pestaña de "Adquisición" para volver a la para microscopia de la exploración del laser.
  5. En la pestaña de "Modo de adquisición", establece el "marco de tamaño" en 256 x 256. Haga clic en "Live" y observar las neuronas de interés.
  6. A partir de la parte más dorsal, encontrar un plano focal en el cual las células para ser quitado por ablación están en foco.
  7. Marque un área pequeña y circular tamaño un tercio de la célula de diámetro en cada neurona como una región de interés (ROI) mediante la función de "Las provincias".
  8. Ajustar la velocidad de escaneo a s/256 13.93 x 256 pixeles (134.42 μm x 134.42 μm), que corresponde a un tiempo de permanencia de láser de aproximadamente 200 μS/pixel o 200 μS/0.5 μm. Asimismo, establece 4 repeticiones (' ciclo de iteración: 4'). Alternativamente, optimizar el número de iteraciones y velocidad de barrido que se logra la ablación suficiente.
  9. Realizan la función de 'Blanqueo' para la ablación, en combinación con la 'serie (2 ciclos) de tiempo' para la imagen de la muestra (antes y después de la ablación) y «Regiones» (para ajustar el ROIs) o funciones equivalentes en el software utilizado (figura 1D).
  10. Comparando la primera imagen (antes de la ablación) y la segunda imagen (después de la ablación) en la serie de tiempo del ciclo, asegúrese de después del blanqueamiento, la fluorescencia en la células apuntadas disminuye al observado en el nivel de fondo (figura 2B).
  11. Si la fluorescencia todavía está presente después de la ablación, aumentar el número de iteraciones.
  12. A continuación, mueva el plano focal ligeramente más profundo (es decir, hacia el lado ventral) y elegir el siguiente plano focal donde aparecen células no seccionadas.
  13. Realizar la función de blanqueaba como se describió anteriormente (paso 1.9). Repita estos pasos hasta que todas las células en la estructura neuronal de interés han sido quitado por ablación.
  14. Después de pasar por todos los planos focales que cubre las estructuras neuronales a ser quitado por ablación, compruebe las células para fluorescencia suprimida. Si algunas células se encuentran aún fluorescente debido a la ablación insuficiente, laser-irradiarles otra vez como se describe anteriormente.
  15. Si la larva necesita recuperarse de agarosa después de la irradiación láser, no intente forzarlo fuera de la agarosa ya que esto podría dañar la larva. En cambio, con cuidado hacer cortes diminutos en la agarosa alrededor de la larva perpendicular a la superficie de su cuerpo. Luego, espere la larva a nadar fuera de agarosa por cuenta propia cuando la anestesia.
  16. Proceder a la siguiente larva para la ablación o realizar experimentos de control de uso de otra población de neuronas que son uninvolved en la conducta objeto de investigación.
    Nota: Aquí, como un control, las neuronas del bulbo olfatorio en UAS:EGFP; gSAIzGFFM119B las larvas fueron utilizando el mismo protocolo descrito anteriormente (figura 2A, derecha) por ablación láser.
  17. Permite varias horas o 1 día para la recuperación antes de proceder a la proyección de imagen de Ca (sección 2) o registro conductual (sección 3). Durante este tiempo de recuperación, Compruebe la salud larvas (es decir, natación espontánea normal, sin daño de calor aparente alrededor de la zona seccionado, etc.) y eliminar las larvas que muestra signos de mala salud.

2. calcio la proyección de imagen para registrar la actividad Neuronal evocada de presa en las larvas de pez cebra por ablación Pretectum

  1. Para preparar una cámara de grabación, poner una Junta de la cámara de sello seguro hibridación en un portaobjetos de vidrio, con la cara adhesiva sobre el vidrio y retire el sello superior.
    Nota: Esto crea una cámara de grabación pequeño que es de 9 mm de diámetro y 0,8 mm de profundidad (figura 3A).
  2. A continuación, coloque una malla de nylon (tamaño de apertura: 32 μm) en un tubo de 50 mL que tiene la parte inferior cortar abierto. Utilice el tapón para fijar la malla en el tubo (figura 3B).
  3. Preparar el paramecio (que es la presa para ser utilizado como el estímulo visual de larva).
    Nota: Preparar el cultivo de paramecio (pasos 2.3.1 y 2.3.2) previamente.
    1. Obtener cultivo de paramecio semilla de fuentes comerciales o bio-recursos académicos centros24 por adelantado.
    2. Cultura el paramecium para varios días en agua con paja de arroz esterilizada y una pelotilla de la levadura de cerveza seca22 (figura 3C).
    3. Vierta el paramecio la cultura a través de 2 tamices sucesivamente (uno con una abertura de 150 μm, seguida de otra con una apertura de 75-μm) para eliminar restos de la cultura.
    4. Recoger el paramecio en el flujo a través del paso anterior en una malla de nylon (13 μm de abertura).
    5. Resuspenda el paramecio de la malla de nylon en un vaso de vidrio con una botella de apretón de agua del sistema (figura 3D).
  4. Enjuague la malla (figura 3B) en agua del sistema 2 x (figura 3E).
    Nota: El propósito de este paso es eliminar cualquier posible odorantes y tastants contenida en el medio de cultivo de paramecio , ya que el objetivo del presente estudio es observar visualmente por la actividad neuronal.
  5. Lugar una larva de pez cebra en la solución de Metanosulfonato para anestesiar.
  6. Montar una sola larva en agarosa de punto de fusión bajo de 2%.
    1. En primer lugar, microondas 2% agarosa de punto de fusión bajo y añadir volumen 1/10 de 10 x tricaine concentrado a la agarosa.
    2. Coloque una gota de la agarosa que contiene Metanosulfonato en la sala de grabación (figura 3A).
    3. Después de confirmar la agarosa no está demasiado caliente, coloque la larva anestesia (del paso 2.5) en la agarosa, quitar inmediatamente cualquier exceso agarosa para que la superficie de la agarosa se ve ligeramente convexa.
    4. Orientar rápidamente la larva en posición vertical con una aguja de disección (figura 1C).
      Nota: Estos procedimientos deben ser completados dentro de varios segundos antes de que solidifique la agarosa.
    5. Una vez que la larva está bien colocada, permite 5 minutos de la agarosa se solidifique completamente. A continuación, vierta una gota de solución de x tricaine 1 en la agarosa.
  7. Retire la agarosa alrededor de la cabeza de la larva de pez cebra y hacer espacio para el paramecium nadar con un cuchillo quirúrgico. Para ello, en primer lugar, hacer unos pequeños cortes en la agarosa (figura 3F). Entonces, retire cuidadosamente la agarosa sobrante vertiendo con cuidado sistema de agua en la cámara.
    Nota: En este paso, el Metanosulfonato será eliminada.
  8. A continuación, poner un paramecio en la cámara de grabación para servir como un estímulo visual.
    Nota: Cuando el paramecio nade cerca de la cabeza de la larva de pez cebra, evocará una respuesta neuronal (figura 3G).
  9. La cámara de grabación en un microscopio de epifluorescencia equipado con una cámara CMOS de científicos (figura 3H) y seleccionar un objetivo X 2,5 (figura 3).
  10. Recoge grabaciones time-lapse de las señales de fluorescencia GCaMP.
    1. Iniciar la solicitud de adquisición de imagen de la cámara equipada.
    2. Haga clic en "Panel de secuencia" y seleccione "Grabar disco" en el panel. En la sección de configuración del análisis, establecer el "Frame Count" a 900 o cualquier otro número de total de marco deseado.
      Nota: Si está disponible, utilice software de grabación Time-lapse con un módulo (aquí, "disco duro graba") que permite el ahorro eficiente de los datos en un disco duro.
    3. En el panel de "Captura", establece el tiempo de exposición 30-ms (es decir, 33,3 fps) y Binning 2 x 2.
    4. En el microscopio control touch panel, elija un filtro para GFP, como el GCaMP tiene similares espectros de excitación/emisión de GFP.
    5. Haga clic en "Live" en el panel captura para localizar a la larva en la vista de cámara y foco (figura 4A), haga clic en "Dejar de vivir" y haga clic en el botón "Inicio". Guardar la película en .cxd o cualquier otro formato que contiene información acerca de la condición de la adquisición.
  11. Después de las grabaciones, analizar las señales fluorescentes GCaMP6s (señales de Ca) obteniendo valores de pixel media para el retorno de la inversión en una estructura cerebral en la película Time-lapse con el software libre Fiji25.
    Nota: Fiji es una versión de ImageJ con útiles muchos plug-ins de preinstalado y puede leer archivos de imagen de formato de .cxd con los formatos de Bio plug-in.
  12. Si la larva se mueve ligeramente durante la grabación, realizar registro de la imagen al ejecutar el plug-in de TurboReg26 en Fiji. En el menú, seleccione 'Plugins', 'Registro' y 'TurboReg'.
  13. Considerar cómo analizar los datos según el objetivo del estudio. El siguiente es un ejemplo.
    1. Calcular la F/F0 (intensidad de fluorescencia en cada momento, dividido por la intensidad de fluorescencia en reposo o antes de cualquier transitorio de Ca) como sigue:
    2. Establecer ROIs en el pretectum o el ILH mediante el ROI Manager: en el menú, seleccionar "Analizar", "Herramientas", "ROI Manager" y "Añadir" a la lista de los ROIs (figura 4A).
    3. Calcular los valores de píxel de media para el ROIs (i.e., intensidades de fluorescencia de GCaMP6s) seleccionando en el panel de ROI Manager: "Más," "Multi-medida" y "Aceptar". Guardar los resultados como un archivo de hoja de cálculo.
    4. Como las señales son ruidosas, promedio de las señales para 11 puntos temporales (media móvil) usando una aplicación que puede procesar los datos de la hoja de cálculo.
    5. F (intensidades de fluorescencia con el tiempo) se dividen por F0 (intensidad de fluorescencia en el nivel basal) para calcular la intensidad de fluorescencia normalizado. Un ejemplo de visualización de datos, cambios en normalizado GCaMP6s intensidad de fluorescencia en el pretectum y el ILH son color-coded y asignado en las trayectorias de paramecium (figura 4B - D).

3. evaluación de las consecuencias conductuales después de la ablación láser

  1. Establecer un sistema de registro conductual que consiste en un estereoscopio equipado con una cámara de vídeo. Utilizar una cámara con un imagen apropiada adquisición software, comercial o a medida (figura 5A).
  2. Optimizar las condiciones de iluminación para que el paramecio puede detectarse por tratamiento de la imagen. Por ejemplo, usar una luz LED de anillo blanco con un espaciador (figura 5B).
    Nota: La distancia y el ángulo, el LED afecta la apariencia de la muestra (es decir, brillante en el fondo oscuro u oscuro en fondo claro) y son, por lo tanto, crítica para el tratamiento de la imagen de éxito. Determinar la mejor altura del espaciador (figura 5C).
  3. Lugar a una larva de pez cebra (recuperada del ablación láser experimento descrito en la sección 1) en una cámara de grabación de comportamiento (que se adjunta a un portaobjetos de vidrio) con el sello superior original eliminado(figura 5).
  4. Recoger 50 paramecio de la cultura (paso 2.3.5) utilizando una micropipeta y colocar en la cámara de grabación.
  5. Coloque un cubreobjetos sobre la cámara de grabación. Poner una pequeña gota de agua en la hoja de cubierta antes de colocar sobre la superficie del agua de la cámara de grabación para evitar la introducción de aire en la cámara.
    Nota: En este paso, algunos con paramecio rebosará de la cámara de grabación. El número restante de paramecio en la cámara de grabación será aproximadamente 30-40.
  6. Coloque la cámara de grabación (que contiene una larva y paramecio) en el sistema de iluminación(figura 5).
  7. Iniciar la grabación Time-lapse a 10 fps durante 11 minutos (6.600 Marcos).
  8. (Opcional) Por cada larva que fue probada por su comportamiento, observar la fluorescencia de las zonas de ablación de láser por microscopia fluorescente para confirmar la efectividad de la ablación del laser (es decir, ausencia o significativamente menores número de células fluorescentes en la zona irradiada por el láser.)
    Nota: Incluso después de la irradiación, todavía se pueden observar algunas células fluorescentes debido al inicio posterior de Gal4 expresión génica en las células que distinguen después de ablación27.
  9. Después de grabar el comportamiento de la larva, para compensar la falta de uniformidad en el fondo, realizar una división por píxeles de cada fotograma una imagen promedio en Fiji: haga clic en 'Procesar', 'Calculadora de imagen', ' operación: dividir ', 32 bits (float) resultado ', y ' OK'. Para una imagen promedio, haga clic en 'Imagen', 'Pilas', 'Proyecto Z', 'Intensidad media' y 'OK' (figura 5E, F).
  10. Cuenta el número de paramecio deja en la cámara haciendo clic en 'Analizar', 'Analizar partículas', establecer un rango de área que cubre todos los paramecia, comprobación de la casilla de verificación 'Mostrar: máscaras' y hacer clic en 'Aceptar'. La opción 'Mostrar: máscaras' proporcionará una imagen extraída de paramecio (figura 5G), con una lista del número de partículas (paramecio) en cada marco.
  11. Parcela número de paramecio que quedan en la sala de grabación con el tiempo. Debido a las estimaciones del número de paramecia son ruidosas, se recomienda realizar una media móvil de cada punto en un rango de 600 marcos (1 min) en la hoja de cálculo.

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Resultados

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Neuronas específicas fueron etiquetadas genéticamente con EGFP o GCaMP6s, cuya expresión fueron conducidos en líneas de Gal4. Un gSAIzGFFM119B de la línea de Gal4 fue utilizada para etiquetar un núcleo en el área pretectal (núcleo pretectal superficial magnocelulares) y una subpoblación de neuronas del bulbo olfatorio. Otra línea de Gal4, hspGFFDMC76A, fue utilizado para etiquetar el ILH. Laser-ablación las neuronas pretectal bilateral (panel de la izquierdafigura 2

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Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aunque el régimen de dos fotones láser tiene una excelente resolución espacial a ablar específicamente las neuronas individuales, gran debe tener precaución para evitar daños no deseados en el tejido cerebral debido a la calor. El paso más importante en el experimento de ablación es determinar la cantidad óptima de la irradiación del laser. Insuficiente irradiación no mata a las neuronas. Demasiada irradiación será daño por calor el tejido circundante, que darán lugar a efectos no deseados. El rango óptimo de irradiación...

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen conflictos de interés al informe.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Estos estudios fueron financiados por subvenciones recibidas del MEXT, JSP KAKENHI Grant números JP25290009, JP25650120, JP17K07494 y JP17H05984.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
NuSieve GTG AgarosaLonzaCat.#50080agarosa de baja temperatura de fusión
6 cm placa de PetriFALCONProducto#:351007
aguja de disecciónAS ONE CorporationCat. Nº 2-013-01https://keystone-lab.com/en/item/detail/404142
LSM7MPCarl Zeissmicroscopio de barrido láser de dos fotones
W Plan-Apochromat 63x/1.0Carl Zeiss63X
objetivo lente Imager.Z1Carl Zeissun microscopio de epifluorescencia
ZENCarl Zeiss Software de adquisición deimágenes para microscopios confocales
de cámara de hibridación Secure-Seal, 8 cámaras, 9 mm de diámetro x 0,8 mm de profundidadCatálogo de SondasMoleculares # S-24732Utilizado como cámara de registro en cámaras de imagen de Ca
de imagen GraceBio-LabsCoverWell PCI-A-2.5Utilizado como cámara de registro de comportamiento
bisturí quirúrgicoMANICuchillo oftálmico MST15
ORCA-Flash4.0Modelo de Hamamatsu Photonics:C11440-22CUuna cámara CMOS científica
HCImageHamamatsu Photonicssoftware de acusión de imágenes
Módulo de grabación de disco duroHamamatsu PhotonicsUn módulo de software que permite guardar los archivos de película en una unidad de disco duro en poco tiempo
lente de objetivo para SZX7
Point Grey Grasshopper3 4.1 MP Mono USB3 VisioFLIR Systems, Inc.N.º de producto GS3-U3-41C6NIR-CCMOS cámara
XIMEA xiQ cámaraXIMEAN.º de producto CámaraCMOS
un anillo de luz LEDCCSModelo: LDR2-100SW2-LALED
Malla de nailon 32µ mTokyo ScreenN-No.380Thttp://www.tokyo-screen.com/cms/sta20347/
Malla de nylon 13µ mPantalla de TokioN-No. 508T-Khttp://www.tokyo-screen.com/cms/sta20347/
Pantalla de metal con apertura de 150 micrasPantallahttp://www.tokyo-screen.com/cms/sta20341/#ami
de metal con apertura de 75 micrasPantallahttp://www.tokyo-screen.com/cms/sta20341/#ami
EBIOSAsahi Food & Cuidado de la salud, Co. Ltd.levadura de cerveza seca
LabVIEWNational Instrumentsun entorno de desarrollo integrado para la programación
de Mai-Tai HPSpectra Physics láser de dos fotones 
Junta CámarasSZX7 Olympus estereoscopio DF PL 0.5X Olympus MQ042RG-CM blanco de de ,

Referencias

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