El objetivo general de estos procedimientos es establecer, mantener y actualizar a una población cautiva de Eristalis tenax en un entorno de investigación.
Artículo de método
Cría y el mantenimiento a largo plazo de Eristalis tenax Tamaki para estudios de investigación
En este artículo
Resumen
Resumen
Con aproximadamente 6000 especies en todo el mundo, otra es ecológicamente importante como polinizadores alternativos a las abejas domesticadas. Sin embargo, también son un modelo científico útil para el estudio de dinámica de vuelo y visión de movimiento en un entorno de laboratorio controlado. Como las larvas se desarrollan en aguas contaminadas orgánicamente, son modelos útiles para la investigación de inversión en la inmunidad microbiana. Mientras que comercial cría a gran escala para la agricultura ya se produce, hay no hay protocolos estandarizados para el mantenimiento de poblaciones cautivas para estudios científicos. Esto es importante como programas de cría en cautividad comercial centrándose en masa de salida durante la polinización máxima períodos pueden no proporcionar una población constante, estable y robusto durante todo el año, como a menudo es necesario para propósitos de investigación. Por lo tanto, se requiere un método para establecer, mantener y actualizar a una población cautiva de la investigación. Aquí, describimos la utilización de un ciclo de hibernación artificial, además de los requisitos nutricionales y de viviendas, para el mantenimiento a largo plazo de Eristalis tenax. Utilizando estos métodos, hemos aumentado significativamente la salud y la longevidad de las poblaciones cautivas de E. tenax en comparación con informes anteriores. Además se discuten métodos de cultivo de pequeña escala y opciones para optimizar los rendimientos y la manipulación de datos demográficos de la población.
Introducción
Tamaki se perfila como modelos útiles para investigar una amplia gama de cuestiones científicas, incluyendo comportamiento de vuelo1, mecanismos neurales subyacentes movimiento visión2polinización eficiencia3,4, 5 , 6 y7de la inmunidad microbiana. Sin embargo, a diferencia de algunos otros modelos díptero, como Drosophila8, hay no hay protocolos estandarizados para la cría de laboratorio de avispas para uso en la investigación científica. De hecho, aunque la literatura actual describe métodos para criar la hoverfly Eristalis tenax, muchos de estos están desarrollados para el cultivo masivo de otra para la polinización de cultivos, biodegradación de residuos orgánicos, o los estudios anatómicos 9 , 10 , 11. por lo tanto, no abordan la necesidad de un protocolo de fácil que proporciona un suministro consistente de Tamaki robusto sano, manteniendo la aptitud genética de la población.
Después de las abejas y abejorros, avispas son uno de los más importantes salvaje, generalista polinizadores grupos12,13. Hay unos 6000 hoverfly especies en todo el mundo14,15, con más de 300 especies en 75 géneros en Suecia16 y más de 300 especies en 69 géneros en India17,18,19. Por ejemplo, la mermelada agrícola importante hoverfly Episyrphus balteatus y la mosca zángano, Eristalis tenax, que nos centramos aquí, se encuentran a través de Europa, América y Asia6,16, 17,18,19,20,21,22,23,24,25. Otra no es igualmente activo durante todo el año, ni durante todo el día. De hecho, no sólo la estación y la hora del día, sino también las fluctuaciones en la intensidad de luz, temperatura, humedad y velocidad del viento, afectan los patrones de actividad de Tamaki26,27. En el campo, Eristalis puede encontrarse en cualquier época del año en climas mediterráneos11, pero los números de otra activa son mucho más bajos en invierno. Por el contrario en climas templados fríos, Eristalis hibernan durante el invierno y no se encuentran actuando activamente en el campo de alrededor de octubre a marzo28.
Volar libremente otra se puede recoger por red en el campo. De hecho, en climas templados se encuentran en la mayor abundancia en los mediados a final de la mañana, calma en días soleados, a finales de verano y en otoño26,27. Alternativamente, maduran a larvas de E. tenax , segundo o tercer estadio, se pueden identificar y cosechadas a partir de materia orgánica, como estiércol en descomposición montones o arroyos contaminados orgánicamente10,11. De hecho, técnicas publicadas para la cría de laboratorio de E. tenax se basan sobre la cría de larvas en el agua contaminada orgánicamente, ya sea mediante alguna forma de materia fecal o vegetativo9,10,29, 30 , 31 , 32 , 33. sin embargo, colección de larvas es limitada por temporada y es sólo una herramienta de la colección viable desde finales de primavera hasta el inicio del otoño11. Además, la abundancia de las larvas es afectada por patrones del clima local, ya que cambios en la temperatura ambiente pueden afectar tanto la ocurrencia de oviposición y desarrollo larvario tarifas9,28.
Por lo tanto, se necesitan estrategias para mantener poblaciones saludables de Tamaki por cría de larvas y huevos en el laboratorio para asegurar que los experimentos pueden llevarse a cabo durante todo el año, independientemente de la temporada o eventos climáticos locales. Lo importante, la técnica descrita aquí reproduce la otra de sólo hembras apareadas salvaje. Esto es importante como un estudio realizado por Francuski, et al. 10 encontró que la diversidad genética de laboratorio criados población de Tamaki, originalmente establecido a partir de las larvas maduras 120, perdió rápidamente. Por lo tanto sugiere para conservar la diversidad genética en colonias que se utilizará para fines de polinización de cultivos comerciales, estas deban ser reabastecido, o incluso totalmente restablecido, con individuos de campo recogido cada primavera10.
Cuando se trabaja en la visión y otros sentidos que se utilizan en el cortejo y apareamiento, así recomendamos mantener la diversidad genética, mediante el restablecimiento de la Colonia o por reposición de la Colonia con individuos de campo recopilado, regularmente. Esto es importante ya que la selección sexual afecta la deriva genética de la población. De hecho, en la otra salvaje, hombre necesita identificar e interceptar a compañeros adecuados, así como competir con otros machos para el apareamiento los derechos defendiendo sus territorios34. Este proceso asegura que los machos con la mejor visión y la atención espacial suelen tener más éxito en el apareamiento, y por lo tanto, estas características pasan a la siguiente generación. El efecto resultante de estos procesos en curso, en parte, demuestra la presencia de dimorphisms sexuales en la vía visual de otra35,36. En cautiverio los machos no tienen los mismos obstáculos al apareamiento exitoso como en el campo: en primer lugar, las hembras son fácilmente disponibles, y en segundo lugar el recinto pequeño, confinado niega el efecto de las conductas territoriales, que actúan para impedir el acceso de acoplamiento de otros machos competitivos. La supresión experimental de la selección sexual en Drosophila melanogaster, ha demostrado tener un efecto significativo sobre las poblaciones cautivas con una disminución en tamaño de cuerpo total, tamaño de los testículos y espermatozoides producción37y tasas reducidas de hombre comportamientos de cortejo38. Por lo tanto, un programa, sin tener en cuenta de la selección sexual, de cría en cautividad puede tener un efecto profundo en los estudios visuales y de comportamiento llevado a cabo posteriormente.
Aquí describimos una solución sencilla y rentable que proporciona un suministro constante de otra sana. El protocolo es flexible y fácil de iniciar de nuevo o de lujo, dependiendo de las demandas de investigación.
Protocolo
1. cautivo de establecer colonias de E. tenax
- Establecer Colonia mediante la recolección de las larvas maduras (paso 1.2) o bien a través de la colección del libre-vuelo Tamaki (paso 1.3).
-
Colección de las larvas maduras
- Recoger el segundo y tercer instar larvas de pozos de estiércol en las fincas ganaderas.
Nota: Las larvas maduras son más fáciles de encontrar durante el inicio de su fase migratoria, como están buscando activamente un ambiente seco oscuro para pupar. Esto tiende a ser cerca de las fronteras del estiércol hoyos donde el estiércol húmedo es cerca de las áreas secas que contienen grandes cantidades de paja. Se recopilaron bajo permiso de una finca de ganado cerca de Uppsala, Suecia. - Posterior de las larvas maduras en estiércol de vaca como se indica en el paso 3.2.
- Recoger el segundo y tercer instar larvas de pozos de estiércol en las fincas ganaderas.
-
Colección de avispas silvestres
- Recoger avispas salvajes por red en el campo, generalmente a partir de jardines botánicos y parques donde hay una abundancia de plantas con flores.
Nota: Se recopilaron bajo permiso de varios lugares incluyendo cualquiera de los tres jardines botánicos Adelaida, una granja lechera en Myponga, Australia del sur y en varios jardines botánicos y parques en Uppsala, Suecia. - Campo de la casa recogió otra como se indica en el paso 2.
- Recoger avispas salvajes por red en el campo, generalmente a partir de jardines botánicos y parques donde hay una abundancia de plantas con flores.
2. vivienda y a largo plazo el mantenimiento de otra
- Casa otra en bolsas de plástico de 30 cm x 45 cm para grupos de 20 o menos, o en una jaula de cría de insectos (25 cm x 25 cm x 25 cm) para grupos más grandes.
- Proporcionar alimento y agua ad libitum, en forma de granos de 10-20 de miel de abeja polen y 2-3 mL colocado en la parte superior varias bolas de algodón húmedas.
Nota: Para la cubierta en bolsas de plástico, es importante que las bolas de algodón húmedo pero no excesivamente saturado, como cualquier acumulación de agua dentro de la bolsa puede ser perjudicial para las tasas de supervivencia. Por el contrario, para el alojamiento en jaulas de cría de insectos, los lados de malla permiten gran evaporación que se produzca. Bolas de algodón, por tanto, se deben colocar en un recipiente poco profundo y estar completamente saturadas.- Dejar otra para alimentar durante 6 horas a temperatura ambiente.
- Coloque otra con comida y agua en sus viviendas, en la nevera a 8-10 ° C y mantener en completa oscuridad.
Nota: Almacenar otra a 8-10 ° C en la oscuridad hace que la otra entrar en un estado de hibernación, con una reducción en la actividad y la tasa metabólica.
- Cada 3-4 días sacar otra del frigorífico, así rompiendo la hibernación artificial y que permite tanto de alimentación y aseo personal que se produzca.
- Transferencia de otra a una bolsa de plástico nueva o limpia insecto jaula con alimentos frescos y agua. Esta transferencia se realiza manualmente, por una pequeña cantidad de moscas, o mediante la utilización de phototaxis, para números más grandes.
- Para utilizar los phototaxis, Únete a una jaula limpia insecto a la antigua, asegúrese de que hay una abertura para la otra a moverse libremente entre los dos sin escapar. Cubre la jaula insecto antiguo con una tela opaca. La otra se mueve hacia la luz y en la jaula limpia insecto.
- Permitir que otra alimentar y acicalar a temperatura ambiente durante 6 h.
- Volver a otra, con la comida y el agua en sus viviendas, en la nevera a 8-10 ° C en completa oscuridad. Esta desconexión la hibernación artificial de la otra.
- Continuar con la ruptura cíclica de hibernación, cada 3-4 días, para asegurar la salud y la longevidad de la otra para la duración de su cautiverio.
3. laboratorio cría de E. tenax
- Las larvas maduras traseras recolectaron de las fincas ganaderas (paso 3.2) o posterior o bien de huevos puestos por las hembras capturadas salvajes grávidas (paso 3.3).
-
Laboratorio de cría de las larvas maduras de las fincas ganaderas
- Coloque las larvas recolectadas en estiércol de vaca de la ganadería en baldes de 30 L.
- Coloque el cubo, que contiene las larvas maduras, dentro de una caja más grande o bolsa (volumen mínimo de 50-60 L) y virutas de madera de 20-30 L hasta la altura de la llanta del cubo.
Nota: Esto permite 3rd instar larvas a gatear en las virutas de madera y pupar. - Colgar un mosquitero acodado doble del techo permitiendo que cuelgue sobre las cajas o bolsas, asegurando así que las larvas ni cualquier otra emergente puede escapar.
Nota: Como precaución, cinta adhesiva doble cara puede ser utilizada para rodear la instalación, como cualquier larvas que se atranca y forman pupas en esta cinta. Si, quitan las pupas antes de eclosión. - Casa de larvas y pupas a temperatura ambiente (21,5 ± 2,5 ° C) y exponer a ya sea luz solar indirecta, así como luces de la habitación durante horas de oficina o mantener en un ciclo luz: oscuridad de 12 h luz: 12 h oscuro.
Nota: La exposición a la luz 24 h puede ser perjudicial para las tasas de supervivencia. Para larvas de tiempo de pupación de granjas de ganado varía de 1 - 20 días después de la recolección dependiendo de su grado de madurez en el momento de la recogida. - Proporcionar alimento y agua dentro del mosquito colgante neto caja (como preparado en el paso 2.2) antes de la fecha prevista de eclosión y reemplazar cada 2-3 días. Eclosión se produce 7-10 días después de la pupación.
- Permitir emerger otra para alimentar durante 6 horas a temperatura ambiente antes de colocarlos en la caja como se indica en el paso 2.
-
Laboratorio de cría de huevos puestos por hembras grávidas capturadas salvaje
- Compruebe hoverfly caja para huevos, antes de cambiar de vivienda (paso 2) y antes de regresar a la nevera. Oviposición de las hembras grávidas capturados se produce en ambos 8-10 ° C y a temperatura ambiente.
- Colocar los huevos en un 100 x 20 mm placa de Petri que contiene 70 mL de agua y mantener a temperatura ambiente hasta que se produce la eclosión, generalmente 2-3 días después de la oviposición.
- Lugar nacieron las larvas en un cubo de 2.3 L que contiene 1 L de heces fresca de conejo y 1 L de agua del grifo.
- Compruebe la mezcla cada 2-3 días y añadir agua adicional según sea necesario, para asegurar que la mezcla no se deseque antes de las 3 larvas de estadio derd .
- Coloque el cubo, que contiene las larvas en la mezcla de excrementos de conejo, dentro de una caja más grande (volumen mínimo 30 L) que contiene 20 L de virutas de madera. Sean las virutas de madera hasta la altura de la llanta del cubo.
Nota: Esto permite 3rd instar larvas a gatear en las virutas de madera y pupar.- Colocar una mosquitera doble capas encima de la caja para asegurarse de que puede escapar de las larvas ni cualquier otra emergente.
- Casa de larvas y pupas a temperatura ambiente (21,5 ± 2,5 ° C) y exponer a ya sea luz solar indirecta, así como luces de la habitación durante horas de oficina o mantener en un ciclo luz: oscuridad de 12 h luz: 12 h oscuro.
Nota: La exposición a la luz 24 h puede ser perjudicial para las tasas de supervivencia. - Esperar la pupación para ocurrir después de 15-20 días. Pupas de recoja y coloque en una jaula de insectos, permitiendo otra a eclose allí.
- Proporcionar alimentos y agua (como preparado en el paso 2.2) antes de la fecha prevista de eclosión - eclosión va ocurrir 6-10 días después de la pupación - y reemplazar cada 2-3 días.
- Permitir emerger otra para alimentar durante 6 horas a temperatura ambiente antes de colocarlos en la vivienda, como se indica en el paso 2.
Nota: Tanto la pupación de larvas y la eclosión de pupas pueden retrasarse por almacenamiento en la oscuridad a 8-10 ° C. Para ello, almacene las larvas en la mezcla de excrementos de conejo y pupas en virutas de madera.
- Compruebe hoverfly caja para huevos, antes de cambiar de vivienda (paso 2) y antes de regresar a la nevera. Oviposición de las hembras grávidas capturados se produce en ambos 8-10 ° C y a temperatura ambiente.
Resultados
Hemos desarrollado una estrategia de tres vías que mantiene una población saludable para los estudios visuales y de comportamiento (resumido en la figura 1). Nuestro método comienza con la colección de avispas silvestres (paso 1, figura 1). En nuestro laboratorio, Tamaki se alojan en jaulas insectos o bolsas de plástico, bajo un ciclo de hibernación artificial (paso 2, figura 1), sustancialmente prolongando su vida útil. Para los números crecientes, puede criarse descendencia de hembras apareadas salvaje (paso 3, figura 1).
Hemos encontrado que captura gran cantidad de salvajes Tamaki es un esfuerzo intensivo de tiempo, incluso al medio ambiente las condiciones es favorable. En contraste, la exitosa cría de las larvas maduras cosechadas de los pozos de estiércol de ganado en granjas es una manera mucho más eficiente a un gran número de fuente de avispas silvestres (paso 1, figura 1), con nosotros recogiendo hasta 700 larvas en 0,03 m3 de estiércol. Además, nuestras técnicas para posteriores huevos puestos por las hembras grávidas capturadas han demostrado para ser exitosos (paso 3, figura 1). Las hembras capturaron en un clima mediterráneo (Adelaida) durante el otoño e invierno puso varios lotes de huevos, con 24 grupos observados de 19 hembras en un período de 20 semanas. De estos lotes de huevo, 10 fueron colocados en el agua, que eran fértiles y dio lugar a la eclosión de las larvas. 3 grupos de larvas fueron adoptados más allá de este punto y coloca en la mezcla de excrementos de conejo, dando por resultado 163 ± 34 (promedio ± SD, N = 3) emergió otra, con ningún sesgo de género observada (figura 2).
La salud de estas avispas de laboratorio criado fue determinada por una comparación del peso y la actividad locomotriz de otra mujer en comparación con individuos de campo capturado. Actividad locomotora general se evaluó mediante un sistema de monitoreo de actividades del aparato Locomotor (LAMS), como se describió anteriormente39. No observaron diferencias significativas en peso (figura 3A) o actividad (figura 3B) fueron entre laboratorio criados y otra cogida salvaje después de un ciclo de 4 meses en cautiverio bajo nuestra hibernación artificial. Cuando E. tenax se mantuvieron en el laboratorio sin el uso de un ciclo de hibernación artificial hemos visto una disminución significativa en la longevidad, con una vida útil de 2.5-3 meses (73 ± 7 días para la 5 hembras) 79 ± 4 días para los 11 hombres. Cuando la otra se mantiene en estado de hibernación artificial que podrían vivir más de 12 meses.
Además, el efecto de largo plazo mantenimiento usando los métodos descritos, más se evaluó mediante una comparación de pesos en el tiempo para ambos sexos de laboratorio criado Tamaki. Se observó un aumento significativo de peso en un periodo de 4 meses para ambos sexos, con hembras siempre pesa más que sus homólogos masculinos (p < 0.0001, ANOVA dos vías, N = 12, figura 4).
Figura 1: Diagrama de flujo sobre los métodos para el mantenimiento de la salud población cautiva de E. tenax. (1) el procedimiento descrito aquí comienza con la colección de ya sea las larvas maduras de estiércol de vaca (paso 1.2) o libremente vuelo Tamaki (paso 1.3). (2) la otra se alojan en jaulas insectos o bolsas de plástico, depende de los números. Se mantienen en un ciclo de hibernación artificial en 8-10 ° C, que se rompe cada 3-4 días. (3) recogidos larvas se mantienen en su estiércol de vaca (paso 3.2). Huevos puestos en el laboratorio se colocan en una mezcla de excrementos de conejo (paso 3.3). Al alcanzar la madurez, 3rd instar larvas arrastran en el polvo alrededor de la sierra donde ellos pupan. Eclosión se produce después de 6-10 días, y la otra eclosed se coloca en la caja (paso 2). Haga clic aquí para descargar este archivo.
Figura 2: Número y proporción de sexos de E. tenax criados con éxito de lotes de huevo individual. Los datos muestran el número de E. tenax que eclosed de pupas desarrollado a partir de 3 lotes de huevos puestos en nuestro laboratorio. Los huevos fueron puestos por las hembras capturados. Los datos son color cifrado para el sexo de las moscas. No hay ninguna diferencia significativa en la relación.
Figura 3: Criado de evaluación de salud de la población en laboratorio y campo recogió otra mujer después de la cautividad a largo plazo. (A) comparación de peso entre el campo y de laboratorio criados capturado otra mujer después de 4 meses en cautiverio en hibernación artificial (N = 12). (B) niveles de actividad de criados en laboratorio y campo capturaron otra mujer después de 4 meses en cautiverio en hibernación artificial. Actividad locomotriz de la otra se midió en un sistema Locomotor de la actividad por ellos romper un haz de luz infrarroja durante el movimiento. Como anteriormente, tenemos un promedio de la actividad a través de 6,7 horas al mediodía, en el segundo día completo en el sistema de Monitor de actividad Locomotor39 (Ncampo atrapado= 9, Nlaboratorio criados= 12). La marca de la central de cada boxplot muestra la mediana, los bordes de la caja el 25th a 75th percentiles de los datos y los bigotes se extienden desde el mínimo hasta el máximo de los datos.
Figura 4: Comparación del efecto de mantenimiento a largo plazo en el peso de laboratorio criados Tamaki de uno u otro sexo. Los datos muestran el peso de hoverfly en función del tiempo mantenido en cautiverio en hibernación artificial. Como Tamaki todos fueron criados de huevos puestos en nuestro laboratorio (N = 12 en cada punto de datos) y t = 0 es igual a tiempo de eclosión de pupa, el tiempo en cautividad es la misma que la edad de los animales. La marca de la central de cada boxplot muestra la mediana, los bordes de la caja el 25th a 75thpercentiles de los datos y los bigotes se extienden desde el mínimo hasta el máximo de los datos.
Discusión
Usando nuestras técnicas (figura 1) avispas han sido mantenidos en el laboratorio durante un período de más de 1 año y utilizado con éxito en experimentos conductuales después de 7 meses en cautiverio39. De hecho, aunque parezca contraintuitivo, manteniendo la otra en un entorno más natural, menos de 12 h luz: 12 h oscuridad, a temperatura ambiente, substancialmente disminuye su expectativa de vida a los 2-3 meses. Mantenimiento de E. tenax en nuestro ciclo de hibernación artificial por más de un año es significativamente mayor que las anteriores intentos utilizando diferentes protocolos (77 días33, 4 meses9y 18 semanas30). El factor principal que influye en esta mayor longevidad es probable el uso de la hibernación artificial en 8-10 ° C. Cíclicamente rompiendo la hibernación, cada 3-4 días (paso 2, figura 1), permitimos que otra alimentación tanto a uno mismo-novio, manteniendo así el estado nutricional y el bienestar de la otra, según lo evidenciado por el aumento observado en peso ( Figura 4) y ningún cambio en el aparato locomotor actividad incluso después de largos períodos en cautiverio (figura 3y ver39). De hecho, informes en la literatura de tentativas fracasadas en hibernación artificial no rompan el ciclo de hibernación, lo que conduce a aumento de la mortalidad y la presencia de molde9.
Además, existe cierta controversia en la literatura en cuanto a la provisión de polen como fuente de alimento. Varios trabajos indican que el polen de abeja no es suficiente, específicamente para la oviposición, y sólo la provisión de polen seco o fresco de hecho es conveniente9,29. Nuestros resultados indican que complementando el polen de abeja con miel y agua, vemos tanto la longevidad y la oviposición, aún después de largos períodos de cautiverio, con un aumento de peso en ambos sexos (figura 4) y oviposición sigue produciendo en hembras después de más de 5 meses en cautiverio39. Esta mayor longevidad nos permite estudiar las conductas de otra en todas las etapas de la vida.
En el campo, otra mujer es fertilizado antes de la hibernación estacional y permanece en diapausa reproductiva, donde se almacena el esperma y ovocitos permanecen subdesarrollados, hasta primavera28. Teniendo en cuenta que una mujer típica es capaz de poner 3000 huevos en 60 días29, cría de estos huevos es, por tanto, una forma rápida y eficiente para aumentar nuestra población cautiva. Sin embargo, nuestra comprensión actual de los factores que conducen al desarrollo del ovocito después de un período de hibernación son limitadas. Temperatura, humedad, intensidad de la luz y estado nutricional se han sugerido como un papel en el control de diapausa reproductiva28,40. Manipulación experimental de tales factores puede llevar a una mayor gobernanza de oviposición y tarifas.
Del mismo modo, hemos con éxito retrasado el desarrollo de las larvas, así como la eclosión de pupas, por almacenamiento en la oscuridad a 8-10 ° C durante 2 semanas, aunque la viabilidad puede ser mucho mayor. De hecho, curar30 informaron de un aumento de duración pupal de hasta 37 días cuando se cayó la pupa temperatura de 25 ° C y 10 ° C. Empleo de estas estrategias y retrasar la producción de huevos o el desarrollo de pupas permitiría una mayor manipulación de los datos demográficos de la población cautiva.
Consistencia temporal de la oferta es de mucho mayor importancia para nuestros requisitos de gran rendimiento, esto puede ser más importante para otras aplicaciones, tales como la polinización en invernaderos. Encontramos que cuando se utiliza nuestra técnica con heces de conejo, tenemos 163 ± 34 eclosed Tamaki de cada embrague de huevos (N = 3). Dado que una típica hembra pone hasta 200 huevos40, seamos capaces de aumentar esta producción sea decreciente competencia hacinamiento y alimentación, o mediante el ajuste de la temperatura, como éstos han sido implicados como afectar significativamente el crecimiento larval9 ,31,40,41. Sin embargo, no hay ningún indicio de que la base de los medios de comunicación influye grandemente rendimiento32. Además, a diferencia de las heces de otros vertebrados29,30,31,42, heces de conejo es relativamente inodoro, permitiendo a la Colonia a guardarse bajo condiciones de laboratorio normales sin la necesidad de ventilación adicional. Disminución de la densidad de larvas en los medios de comunicación, o añadir nutricional suplementos como la levadura, así como mantener una temperatura constante entre 20-25 ° C, es probablemente suficiente para optimizar completamente rendimiento31,32, 40.
La práctica de recoger un número suficiente de libremente volando otra, o de mantener una población cautiva genéticamente diversa, es imprácticos y tiempo restrictiva para proyectos de investigación a pequeña escala. Por lo tanto, cría de la descendencia de hembras silvestres acopladas y suplir fuentes de recolección de las larvas maduras7, permiten las opciones más prácticas para el uso durante todo el año de E. tenax en un entorno de investigación. Como estos métodos están limitados por las estaciones en que colección puede ocurrir, es necesario por tanto garantizar la longevidad de adultos Tamaki y cría de los huevos puestos por capturaron a hembras grávidas.
Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
La investigación en nuestro laboratorio actualmente es financiada por el Australian Research Council (ARC, DP170100008 y DP180100144), nos fuerza aérea oficina de investigación científica (AFOSR, FA9550-15-1-0188) y Byggmästare de Stiftelsen Olle Engkvist (2016/348). Agradecemos a pasado miembros del laboratorio que han contribuido al desarrollo de poblaciones de hoverfly, Cederholms Lantbruk y C M T L verde & hijo acceso a estiércol de vaca y otra en sus fincas, y permisos de la Adelaida y el jardín botánico de Uppsala para colección y apoyo continuo.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Polen de abeja | Bosque Super Foods | cualquier marca de polen de abeja es adecuada | |
| Miel | Bramwells | cualquier marca de miel líquida es adecuada | |
| EM42222 | |||
| Mosquitera | Clas Ohlson | 34-1113 | |
| Bolas de algodón | Woolworths Select | ||
| Fridge | El refrigerador Hisense | necesita mantener un 8-10&° estable; C | |
| Cubos (2-3L) | |||
| Tinas de plástico grandes (30L) | |||
| Virutas de madera | Pollards Suministros de aserrín | MaxiFlake (75) | |
| Pinzas para bolsas | IKEA | Bevara 303.391.70 | |
| Placa de Petri (100mm x 20mm) | Corning | 430167 |
Referencias
- Goulard, R., Julien-Laferriere, A., Fleuriet, J., Vercher, J. L., Viollet, S. Behavioural evidence for a visual and proprioceptive control of head roll in hoverflies (Episyrphus balteatus). Journal of Experimental Biology. 218 (Pt 23), 3777-3787 (2015).
- Dyakova, O., Lee, Y. J., Longden, K. D., Kiselev, V. G., Nordström, K. A higher order visual neuron tuned to the spatial amplitude spectra of natural scenes. Nature Communications. 6, 8522(2015).
- Jauker, F., Bondarenko, B., Becker, H. C., Steffan-Dewenter, I. Pollination efficiency of wild bees and hoverflies provided to oilseed rape. Agricultural and Forest Entomology. 14 (1), 81-87 (2012).
- Gladis, T. Bees versus flies? Rearing methods and effectiveness of pollinators in crop germplasm regeneration. ActaHortic. , 235-238 (1997).
- Ssymank, A., Kearns, C. A., Pape, T., Thompson, F. C. Pollinating flies (Diptera): A major contribution to plant diversity and agricultural production. Biodiversity (Ottawa). 9 (1-2), 86-89 (2008).
- Nordström, K., et al. In situ modeling of multimodal floral cues attracting wild pollinators across environments. Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 114 (50), 13218-13223 (2017).
- Altincicek, B., Vilcinskas, A. Analysis of the immune-inducible transcriptome from microbial stress resistant, rat-tailed maggots of the drone fly Eristalis tenax. BMC Genomics. 8, 326(2007).
- Stocker, H., Gallant, P. Getting started : an overview on raising and handling Drosophila. Methods in Molecular Biology. 420, 27-44 (2008).
- Gladis, T. Establishment and utilization of a mass rearing of Eristalis tenax (Diptera, Syrphidae) in the Gatersleben genebank. Insecta Berlin. 1, 287-294 (1994).
- Francuski, L., et al. Shift in phenotypic variation coupled with rapid loss of genetic diversity in captive populations of Eristalis tenax (Diptera: Syrphidae): consequences for rearing and potential commercial use. Journal of Economic Entomology. 107 (2), 821-832 (2014).
- Pérez-Bañón, C., Hurtado, P., García-Gras, E., Rojo, S. SEM studies on immature stages of the drone flies (diptera, syrphidae): Eristalis similis (Fallen 1817) and Eristalis tenax (Linnaeus, 1758). Microscopy Research and Technique. 76, 853-861 (2013).
- Fruend, J., Linsenmair, K. E., Bluethgen, N. Pollinator diversity and specialization in relation to flower diversity. Oikos. 119 (10), 1581-1590 (2010).
- Biesmeijer, J. C., et al. Parallel declines in pollinators and insect-pollinated plants in Britain and the Netherlands. Science. 313 (5785), 351-354 (2006).
- Pape, T., Evenhuis, N. L. Systema Dipterorum, Version 1.5. , (2013).
- Miranda, G. F. G., et al. Key to the genera of Nearctic Syrphidae. Canadian Journal of Arthropod Identification. 23, 1-351 (2013).
- Nationalnyckeln. Nationalnyckeln till Sveriges flora och fauna. Tvåvingar: Blomflugor: Syprhidae: Syrphinae. , SLU. Artdatabanken. (2009).
- Mitra, B., Roy, S., Imam, I., Ghosh, M. A review of the hover flies (Syrphidae: Diptera) from India. International Journal of Fauna and Biological Studies. 2 (3), 61-73 (2015).
- Sengupta, J., et al. An updated distributional account of indian hover flies (Insecta: Diptera: Syrphidae). Journal of Entomology and Zoology Studies. 4 (6), 381-396 (2016).
- Shah, G. M., Jan, U., Wachkoo, A. A. A checklist of hoverflies (Diptera: Syrphidae) in the western Himalaya, India . Acta Zool Acad Scient Hung. 60 (4), 283-305 (2014).
- Francuski, L., Djurakic, M., LUDOŠKI, J., MILANKOV, V. Landscape genetics and spatial pattern of phenotypic variation of Eristalis tenax across Europe. Journal of Zoological Systematics and Evolutionary Research. 51 (3), 227-238 (2013).
- Thomson, F. C. Revision of the Eristalis flower flies (Diptera: Syrphidae) of the Americas south of the United States. Proceedings of the Entomological Society of Washington. 99 (2), 209-237 (1997).
- Hull, F. M. A Review of the Genus Eristalis Latreille in North America. Part II. Ohio Journal of Science. 25 (6), 285-312 (1925).
- Osburn, R. C. Studies in Syrphidæ-IV. Species of Eristalis New to America, with Notes on Others. Journal of the New York Entomological Society. 23 (2), 139-145 (1915).
- Bankowska, R. Notes on syrphid flies (Diptera, Syrphidae) of Japan. Fragmenta Faunistica. 43 (16), 203-207 (2000).
- Brower, J., Brower, L. Experimental studies of mimicry. 8. Further investigations of honeybees (Apis mellifera) and their dronefly mimics (Eristalis spp). The American Naturalist. 99, 173-187 (1965).
- Gilbert, F. S. Diurnal activity patterns in hoverfies (Diptera, Syphidae). Ecological Entomology. 10, 385-392 (1985).
- Ottenheim, M. M. Annual and diurnal rhythms of Eristalis species (Diptera: Syrphidae). Proceedings of the Section Experimental and Applied Entomology of the Netherlands Entomological Society (N.E.V.). 11, 169-174 (2000).
- Kendall, D. A., Stradling, D. J. Some observations on over wintering of the drone fly Eristalis tenax Syrphidae. Entomologist. 105 (1311), 229-230 (1972).
- Dolley, J. W., Hassett, C., Bowen, W., Phillies, G. Culture methods for invertebrate animals. Needham, J. G. 550, (1937).
- Heal, J. R. Variation and seasonal changes in hoverfly species: interactions between temperature, age and genotype. Biological Journal of the Linnean Society. 36, 251-269 (1989).
- Ottenheim, M. M., Holloway, G. J. The effect of diet and light and larval and pupal development of laboratory-reared Eristalis arbustorum (Diptera: Syprhidae). Netherlands Journal of Zoolog. (3-4), 305-314 (1995).
- Hurtado, P. Estudio del ciclo de vida de sírfidos eristalinos (Diptera, Syrphidae) y bases para su cría artificial. , Universidad de Alicante. Spain. (2013).
- Dolley, W. L. Jr, White, J. D. The effect of illuminance on the reversal temperature in the drone fly, Eristalis tenax. Biological Bulletin. 100 (2), 84-89 (1951).
- Wellington, W., Fitzpatrick, S. Territoriality in the drone fly, Eristalis tenax (Diptera, Syrphidae). Canadian Entomologist. 113 (6), 695-704 (1981).
- Nordström, K., Barnett, P. D., Moyer de Miguel, I. M., Brinkworth, R. S. A., O'Carroll, D. C. Sexual dimorphism in the hoverfly motion vision pathway. Current Biology. 18 (9), 661-667 (2008).
- Collett, T. S., Land, M. F. Visual control of flight behaviour in the hoverfly, Syritta pipiens L. Journal of Comparative Physiology A. 99, 1-66 (1975).
- Pitnick, S., Miller, G., Reagan, J., Holland, B. Males' evolutionary responses to experimental removal of sexual selection. Proceedings of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 268, 1071-1080 (2001).
- Holland, B., Rice, W. Experimental removal of sexual selection reverses intersexual antagonists coevolution and removes a reproductive load. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 96, 5083-5088 (1999).
- Thyselius, M., Nordström, K. Hoverfly locomotor activity is resilient to external influence and intrinsic factors. Journal of Comparative Physiology A. 202 (1), 45-54 (2016).
- Heal, J. Colour patterns of Syrphidae: 1. Genetic Variation in the dronefly Eristalis tenax. Heredity. 42 (2), 223-236 (1979).
- Ireland, S., Turner, B. The effects of larval crowding and food type on the size and development of the blowfly, Calliphora vomitoria. Forensic Science International. 159, 175-181 (2006).
- Dolley, W. L., Golden, L. H. Jr The effect of sex and age on the temperature at which reversal in reaction to light in Eristalis tenax occurs. Biology Bulletin. 92 (3), 178-186 (1947).
Reimpresiones y permisos
