Method Article

Cuantificación de los cambios agudos en la actividad nerviosa simpática Renal en respuesta a las manipulaciones del sistema nervioso Central en ratas anestesiadas

DOI:

10.3791/58205

⸱

September 11th, 2018

 , 
1Department of Biobehavioral Health Science, College of Nursing, University of Illinois at Chicago, 2Department of Anesthesiology, Medical College of Wisconsin and Zablocki VA Medical Center

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Métodos de medición de las respuestas simpáticas y cardiovasculares a las manipulaciones del sistema nervioso central (SNC) son importantes para el avance de la neurociencia. Este protocolo fue desarrollado para ayudar a los científicos medir y cuantificar los cambios agudos en la actividad nerviosa simpática renal (RSNA) en ratas anestesiadas (no supervivencia).

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Actividad nerviosa simpática renal (RSNA) y la presión arterial media son parámetros importantes en la investigación cardiovascular y autonómica; sin embargo, existen limitados recursos dirigir a científicos en las técnicas de medición y análisis de estas variables. Este protocolo describe los métodos para la medición de RSNA y la presión arterial media en ratas anestesiadas. El protocolo también incluye los métodos para acceder al cerebro durante grabaciones de RSNA para la manipulación del sistema nervioso central (SNC). Es compatible con la técnica de grabación de RSNA farmacológica, optogenetic, o estimulación eléctrica del SNC. El enfoque es útil cuando un investigador medir a corto plazo respuestas autónomas (min a h) en experimentos de supervivencia no correlacionan anatómicamente con los núcleos de la CNS. El enfoque no está diseñado para ser utilizado para obtener grabaciones de crónica (supervivencia) de RSNA en ratas. Descargas en RSNA, promediados rectificaron RSNA, y la presión arterial media puede ser cuantificados y analizados usando otras pruebas estadísticas paramétricas. También se describen métodos para obtener acceso venoso, la presión arterial media de grabación telemetrically y fijación de cerebro para futuros análisis histológico en el artículo.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los descubrimientos sobre el control autonómico del sistema cardiovascular informan estrategias para el manejo de trastornos tales como hipertensión, insuficiencia cardíaca y enfermedad renal crónica. Exceso de actividad del sistema nervioso simpático y disminución del tono vagal cardíaco contribuyen a la elevada presión arterial (PA)1. Crónicamente elevada salida simpática renal aumenta la secreción de catecolaminas y disminuye el flujo sanguíneo renal, con consecuencias deletéreas para los sistemas cardiovascular, renal2,3. Para definir las vías neurobiológicas que conduce a disfunción autonómica, estudios en roedores son importantes para determinar cómo las neuronas del sistema nervioso central (SNC) regulan parámetros comprensivos. El propósito de este protocolo es proporcionar información técnica sobre medición de la actividad nerviosa simpática renal (RSNA) y BP y delinear las técnicas para cuantificar cambios simpáticos agudos en respuesta a las manipulaciones del CNS en ratas anestesiadas.

Mediciones de RSNA (no sobrevivir) agudas (duración min h) son útiles cuando los científicos sonda el SNC farmacológicamente, eléctricamente, o optogenetically en anestesia ratas para determinar las funciones de los núcleos específicos. Utilizando estos métodos, estructuras como el núcleo solitario, sustancia gris, tegmentum pedunculopontino y médula ventrolateral rostral han sido investigados para definir caminos neurobiológicos que regulan parámetros simpático4, 5,6,7. Este enfoque es importante para la identificación de objetivos de CNS ser investigado más en modelos crónicos de la disfunción autonómica8,9. Para completar estos experimentos, el laboratorio requiere un soldador, microscopio quirúrgico, marco estereotáxicas, amplificador del microelectrodo y monitor audio. Dependiendo de los presentes en el laboratorio de factores que contribuyen al ruido eléctrico, la zona quirúrgica y grabación puede requerir un Faraday cage correa/conexión a tierra reducir el ruido eléctrico en la grabación de la RSNA. Si análisis de cerebro requerirá la fijación de tejido, una bomba y humo de la campana de la perfusión se requiere. Datos pueden ser digitalizados y grabado con varios software y datos fisiológicos adquisición (convertidor análogo-digital) unidades4,5, con opciones de diferentes análisis y compatibilidades para incorporar las señales telemétricas .

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Protocol

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Todos los métodos descritos fueron aprobados por el Comité institucional de cuidado Animal de la Universidad de Illinois en Chicago.

1. crear electrodos bipolares de RSNA

  1. Para crear el electrodo, corte dos trozos de alambre de acero inoxidable cada aproximadamente 18 mm de largo. Corte una pieza de polietileno (PE-50) tubería aproximadamente 15 mm de largo. Alimentación de dos piezas de alambre en el tubo, dejando el alambre que sobresalen de ambos extremos.
  2. Quitar el aislante de los extremos de los cables; Corte los hilos dejando 2-3 mm de alambre expuesto. En un extremo, apretar clavijas macho sobre el alambre expuesto. Los pernos firmemente en el alambre de la soldadura, asegurar los pernos dentro de una franja de conector y cubrir la conexión con resina epóxica.
    Nota: Un enfoque alternativo que evita soldadura es utilizar pinzas de cocodrilo conectar/liberación rápida.
  3. En el extremo opuesto del electrodo, quitar el aislante de los extremos de los cables, dejando 2-3 mm de alambre expuesto. Esta porción de los cables para crear pequeñas "V" en forma de ganchos en el alambre sin aislar de la curva.
    Nota: Esta es la parte del electrodo que estará en contacto con el nervio simpático renal. Es importante sellar este fin para evitar que los líquidos entren en la tubería. Silicona o epoxy con eficacia puede utilizarse.

2. administrar anestesia y preparación quirúrgicos sitios

  1. Administrar anestesia a una rata de Sprague Dawley masculina (edad 9-11 semanas, 150-400 g de peso). Administrar pentobarbital sódico 50 mg/kg mediante inyección intraperitoneal (IP). Para determinar un plano estable de la anestesia durante la cirugía, revise el reflejo del pellizco del dedo del pie cada 15 min y volver a la dosis de anestesia según sea necesario.
    Nota: Pentobarbital sódico (Nembutal) fue utilizado en estudios anteriores para lograr un plano sostenido de anestesia sin interferir con la modulación de la RSNA4,5,6. Este protocolo no es cirugía de supervivencia no hay ninguna recuperación/postoperatoria período de monitoreo.
  2. Preparar el sitio quirúrgico según las pautas de cuidado institucional de los animales (es decir., afeitar el abdomen, la espalda y la cabeza de la rata, limpiar la piel con solución de povidona-yodo al 10%; Aplique lubricante de ojos; y colocar la rata en un cojín de calefacción). Mantener la temperatura corporal a 37 ° C durante los experimentos.

3. canule la vena Femoral (para acceso intravenoso)

  1. Añadir heparina a la solución salina estéril 0.9% (para conseguir 20 unidades/mL). Llene una jeringa de 1 mL con la solución salina heparinizada a través de una aguja de 22G. Conectar 15 cm de la tubería de PE-50 a la aguja y el tubo de llenado con la solución.
  2. Con la rata mentira supina, crear una incisión horizontal de 2 cm por la zona inguinal. Utilizando aplicadores con punta de algodón, disecar el tejido conectivo para exponer la vena femoral y la arteria. Para mantener la incisión abierta, o aplique solo-gancho elástico quirúrgico permanece asegurada para el campo quirúrgico con seda cinta o utiliza pinzas hemostáticas pequeñas.
  3. Use pinzas hemostáticas para doblar la punta de una aguja de 22G en un ángulo de 90° para servir como un catéter introductor de10.
  4. Visualizar los vasos bajo el microscopio. Separe suavemente la vena y la arteria utilizando fórceps curvado. Sutura de seda 5-0 lugar dos de 12 cm de largo debajo de la vena (uno distal y otro proximal); Coloque la sutura de la misma manera debajo de la arteria.
    1. Atar la sutura distal (inferior) para ocluir la vena; Fije los bordes de esta sutura en el campo quirúrgico mediante cinta de seda o pequeñas pinzas hemostáticas. Tire suavemente de la vena tenso pero no con tanta fuerza que conseguirá romper el recipiente. Posición de la vena perpendicular a la mano dominante del cirujano.
  5. Utilice un nudo medio volado suelto en la sutura proximal brevemente ocluir la vena. Con delicadas pinzas hemostáticas, suavemente la abrazadera esta sutura para ocluir el flujo sanguíneo. Sujete la aguja de 22G con la punta doblada en la mano no dominante; cierre el tubo con el fórceps con la mano dominante.
  6. Perfore un pequeño agujero en la vena con el introductor de catéter (paso 3.3) e inserte el tubo de PE-50 (previamente llenado con solución salina heparinizada) en el buque; utilizar la aguja doblada para mantener la abertura en el vaso abierto y para ayudar en el posicionamiento de la punta del catéter en el vaso10.
    1. Liberar la sutura proximal y suavemente enjuague 0,2 mL de solución salina heparinizada en la vena; Haga avanzar el catéter. Comprobar el retorno de la sangre de la vena para asegurar la colocación correcta. Completar el nudo proximal y, con el lazo de sutura distal, asegure la tubería dentro de la vena.
  7. Utilizar un acceso venoso durante los experimentos para la administración de medicamentos o anestesia complementaria y para recolección de sangre. Incorporan un conector de 3 vías si será necesario regulares infusiones intravenosas y muestras de sangre. Valorar anestesia Revise nocivo reflejo del pellizco del dedo del pie cada 15 minutos.

4. canule la arteria Femoral para el monitoreo de la Presión Arterial media

  1. Visualizar la arteria bajo el microscopio. Similar al método utilizado para la canulación venosa, atar la sutura distal (paso 3.4) para ocluir la arteria; Fije los bordes de esta sutura en el campo quirúrgico con cinta de seda y coloque la arteria perpendicular a la mano dominante del cirujano.
  2. Acceso arterial si utiliza un sistema de infusión/transductor de presión
    1. Conectar el transductor de presión/tubo a una bolsa de solución salina de 0,9% de 500 mL. Lave el tubo con solución salina, quitar todas las burbujas y coloque la bolsa dentro de una bolsa de inductor de presión para presurizar el sistema.
    2. Como se describe en el paso 3.1, llene una jeringa de 1 mL con la solución salina heparinizada a través de una aguja de 22G y conectar 15 cm de PE-50 a la aguja (al ras de tubos con solución salina heparinizada).
    3. Utilice un nudo medio suelto en la sutura proximal brevemente ocluir la arteria. Sostenga el introductor de catéter (paso 3.3) en la mano no dominante; Sostenga la punta distal de la PE-50 con fórceps de canulación de vasos en la mano dominante. Perfore un agujero en la arteria con la aguja de 22G doblada e Inserte la cánula en el vaso.
    4. Liberar la sutura proximal, con suavidad al ras 0,2 mL de solución salina heparinizada en la arteria y haga avanzar el catéter lo más lejos posible. Ver para volver a asegurar la colocación correcta de la sangre arterial. Completar el nudo proximal y, con el lazo de sutura distal, asegure la tubería dentro de la arteria. Conectar la línea arterial para el transductor de presión/tubería.
      Nota: La porción distal del tubo puede ser adherida con cinta al miembro posterior de la rata para garantizar la línea arterial. Un enfoque alternativo para la canulación de la embarcación es descrito por Jespersen et al.; 11 que protocolo de su diferencia mediante el uso de retractores para extender la incisión, pegamento-algo de sutura para asegurar la tubería y el enfoque no incluye el introductor aguja doblada.
  3. Acceso arterial si usando telemetría
    1. Inspeccione el catéter sensor de presión bajo alta ampliación antes de la canulación arterial. Asegúrese de que el catéter esté libre de burbujas/escombros y tiene un menisco intacto entre la llena de líquido (proximal) y componentes (distales) rellenos de gel. Antes de cada implantación, rellenar el gel en la punta distal del catéter. Encienda el transmisor utilizando un imán; monitor BP durante la cirugía para soportar una colocación perfecta.
    2. Utilice un nudo medio volado suelto en la sutura proximal brevemente ocluir la arteria femoral. Sostenga el introductor de catéter (paso 3.3) en la mano no dominante. Sostenga la punta de la cánula de la unidad de telemetría con pinzas de la canulación de la embarcación para evitar desplazar el gel de la punta.
    3. Perfore un agujero en la arteria con la aguja de 22G doblada e Inserte la cánula en la arteria con unas pinzas de la canulación de la embarcación para evitar desplazar el gel de la punta. Avanzar la cánula lo más lejos posible. Con los lazos de la sutura proximal y distal, asegure el catéter de presión.
    4. Meter el cuerpo del implante telemetría dentro el flanco adyacente a la incisión y cierre esta incisión con sutura de nylon 4-0 en una aguja de corte. Apague los dispositivos de telemetría por el imán en la conclusión del período de registro para conservar la duración de la batería.

5. colocar la rata en el marco de la cirugía estereotáctica para acceder al cerebro

  1. Mueva suavemente la rata en la posición prona en el marco de la cirugía estereotáctica.
  2. Coloque la rata entre las barras de la oreja y ajustar la barra de incisivos para igualar la altura de lambda y de bregma. Posicionamiento puede depender de la cepa de rata, peso y ubicación de objetivos del CNS.
  3. Hacer una incisión de bisturí rostrocaudal de 2 cm a través de la línea media del cuero cabelludo. Firmemente utilizando aplicadores con punta de algodón, retirar tejido conectivo de la superficie del cráneo. Aplicar peróxido de hidrógeno en el cráneo para ayudar a visualizar el bregma, lambda y las suturas de la línea media.
  4. Utilizando un atlas del cerebro de rata para guía dirigida a12, una osteotomía de agujero de las rebabas del taladro, tamaño para el acceso del electrodo, a través del cráneo.

6. aislamiento de los nervios simpáticos renales

  1. Conecte el electrodo tubular RSNA (pasos 1.1-1.3) a un 10 X preamplificador y amplificador de microelectrodos.
  2. Aislar los nervios renales a través de una incisión retroperitoneal antes o después, la rata está asegurada en el marco estereotáxicas. Coloque los electrodos de la RSNA una vez que la rata está en el marco estereotáxicas. Hacer un bisturí incisión que se extiende desde 4-5 cm debajo de las costillas en dirección caudal, ligeramente lateral a la columna vertebral. Blunt diseccionar la incisión para visualizar los músculos del paraspinal.
  3. Utilice tijeras para hacer una incisión de 1-2 cm muy superficiales rostrocaudal donde la grasa se encuentra con el músculo. Utilizando aplicadores con punta de algodón, se separó la grasa de los músculos para visualizar el riñón. Es importante no entrar en el espacio peritoneal.
  4. Utilizar separadores para separar suavemente el riñón de los músculos paraespinales para visualizar la arteria renal y aorta abdominal. No estire los vasos excesivamente para evitar daños en los nervios renales. Usar una almohadilla de Gasa de algodón de 2 "x 2" empapada en solución salina para proteger el riñón de la lesión.
  5. Bajo alta ampliación, identificar los nervios renales en el bolsillo de la incisión. Los paquetes del nervio son más fácilmente visibles en el ángulo recto formado por la aorta y la arteria renal. Los nervios renales siguen de cerca la arteria renal desde la aorta a los riñones.
  6. Seleccione un segmento del paquete del nervio que se colocará en el electrodo de la grabación. Suavemente se disecan las fibras nerviosas del tejido circundante/depósito con unas pinzas de disección micro.
  7. Asegurar el electrodo de alambre RSNA en un soporte (por ej., una pinza unida a un soporte). Bajar el electrodo hasta el nivel del segmento del nervio. Use un gancho de nervio para levantar suavemente el segmento del nervio renal sobre el electrodo sin estirar el nervio.
    Nota: El nervio debe descansar dentro de dos "V" en forma de ganchos en el alambre sin aislar, paralelo al nervio. Los cables del electrodo no deben tocar ningún otro tejido, sangre o linfa.
  8. Llene la incisión con aceite mineral para evitar que el nervio simpático renal expuesto seco. Utilizar una pinza de puesta a tierra con un extremo en la piel de la incisión y el otro conectado a la jaula de Faraday.
  9. Direccione la señal a los amplificadores con alta - y baja-pass filtrado (10 Hz y 3 kHz). Ajustar la ganancia hasta 10 K. incluye un monitor de audio para evaluar el patrón de estallido de la RSNA. Utilizar frecuencias de muestreo que oscilan entre los 2.000-10.000 Hz4,5,6,7,8. Utilizar un muestreo mayor cuando una manipulación del CNS se presume para causar respuestas simpáticas breve rápido.

7. registro de datos

  1. Evaluar la calidad de la grabación de RSNA evocando el baroreflejo con la inyección de un bolo de 1 mL de solución salina o fenilefrina 10 de μg/mL (en 0,1 mL) por vía intravenosa. Como se ilustra en la figura 1, la infusión debe aumentar BP e inhiben la RSNA. Un aumento en la presión arterial media de 60-80 mmHg es suficiente para sympathoinhibition renal4,13,14.
  2. Ajustar la posición de los electrodos para mejorar la señal si es necesario. Reposicionamiento es necesario si el nervio no está en contacto con dos ganchos en el electrodo o cualquier tipo de tejido, sangre o linfa fluido está en contacto con los cables.
    Nota: La necesidad de reposicionamiento se basa en las características auditivas de las descargas del nervio.
    1. Si las ráfagas de RSNA no suceden cíclicamente con el ciclo cardiaco, y si hay cualquier interferencia en la grabación, luego cuidadosamente vuelva a colocar el electrodo.
    2. Como movimientos respiratorios también pueden afectar la calidad de la grabación de RSNA, mejorar la señal moviendo suavemente el electrodo en una posición donde los movimientos del músculo no rompen el electrodo durante la respiración.
  3. Una vez que se obtiene una señal clara, fije el electrodo de la RSNA en lugar retirando el aceite mineral y aplicar un gel de silicona para cubrir la conexión del nervio/electrodo en el bolsillo de la incisión. No mueva la rata antes de que el gel se ha establecido completamente.
  4. Realizar protocolos de manipulación de CNS mientras graba continuamente RSNA y presión arterial media. Si se utiliza un emisor de microinyectora para la manipulación de la médula oblonga, una señal lógica de este dispositivo se puede introducir en las grabaciones de RSNA/BP para documentar el momento de las manipulaciones del CNS.
  5. Al terminar el experimento, determinar el nivel de ruido por aplastamiento del nervio proximal a los electrodos de la grabación entre el gel de sílice y el muscular. Registro de al menos 30 s de este valor "cero" por RSNA4,5,6. Como un enfoque alternativo para el ruido de cuantificación, administrar un bloqueador ganglionar de acción corta tales como atropina, hexametonio, chlorisondamine o pentolinium tartrato8,15,16, 17.
  6. Con cuidado retire el electrodo RSNA y eliminar cualquier rastro de gel de silicona de los electrodos de alambre. Guardar el electrodo para su reutilización. Apague el transmisor de telemetría y eliminarlo, tomando cuidado para no dañar la punta del catéter.

8. eutanasia (transcardíaco perfusión)

  1. Identificar las ubicaciones de las manipulaciones del CNS mediante la inyección de colorantes o fluorocromos, creando lesiones electrolíticas, o mediante la detección de la expresión c-fos.
  2. Si análisis de cerebro requieren fijación, prepara la rata transcardíaco perfusión. Evaluar el reflejo del pellizco del dedo del pie para asegurar que la rata sigue siendo profundamente anestesia. Proporcionar anestesia suplementaria si es necesario. Realizar perfusión transcardíaco de fijador de paraformaldehido en una campana de humos.
    PRECAUCIÓN: Irritante de la piel, ojo ávido.
  3. Inserte el tubo en la bomba de perfusión y el primer con solución salina normal 0.9%.
  4. Hacer una incisión lateral de 5-6 cm a través de la piel y la pared abdominal inmediatamente por debajo de la caja torácica y abrir la cavidad torácica. Separar cuidadosamente el hígado del diafragma. Hacer una pequeña incisión en el diafragma con curva tijeras embotadas. Inyectar 0.1 mL de heparina en el ventrículo izquierdo.
  5. Pasar una aguja de perfusión hacia el ventrículo izquierdo (una aguja de sonda de acero inoxidable funciona bien para este paso) o pinchar en el corazón o cortando una pequeña incisión utilizando unas tijeras afiladas y pasando la sonda de aguja a través de la punta es visible a través de la pared de la aorta (pero no no debe llegar hasta el arco aórtico). Utilizar una pinza quirúrgica o eléctrica para asegurar la aguja en el lugar.
  6. Usando una bomba de infusión, administrar solución salina normal 0.9% (temperatura ambiente). Inmediatamente crea una incisión de 2-3 mm en la aurícula derecha para crear una salida para el enjuague de solución salina. No corte la aorta descendente. Continuar el enjuague de solución salino hasta que el color del hígado cambios de marrón a amarillo pálido, una infusión de aproximadamente 400 mL durante 2-3 min.
  7. Parar la bomba. Cambiar la solución para el fijador (por ej., 10% formalina o 4% paraformaldehído); 400 mL de infundir más de 2-3 minutos retirar el cerebro y almacenar la muestra en solución fijadora durante la noche a 4 ° C antes de transferir el tejido a 30% de sacarosa (30 mL de sacarosa disuelto en 100 mL de solución salina con tampón fosfato de 0,1 M) de al menos 3 días o hasta que el cerebro se hunde , para crioprotección antes cryogenetic seccionamiento18.

9. analizar los datos

  1. Onda completa rectificación la RSNA cruda para obtener valores absolutos. Onda completa rectificación un segmento s 10 de la señal de ruido crudo. Es importante excluir los estudios que se vieron afectados por una baja relación señal a ruido. En estudios de cuantificación de la RSNA, los investigadores aplicaron criterios a priori como exigir señal a proporción de ruido exceda de 2:1 6:117,19,20.
  2. Calcular la media rectificado RSNA para segmentos no superpuestos (μV) y resta la estimación del ruido (μV). Dependiendo de los objetivos del experimento, los investigadores pueden seleccionar intervalos de 10 s (figura 1) o 1 s. calcular significa por medio de opciones de análisis de forma de onda en el software fisiológico o exportar los datos a hojas de cálculo para calcular promedios para intervalos de tiempo seleccionados.
  3. Para normalizar a través de diferentes animales, expresan valores para su posterior análisis como el cambio porcentual desde el inicio. Usar estadística paramétrica para llevar a cabo las comparaciones de grupo.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La figura 1 ilustra una grabación muestra RSNA y BP de una rata anestesiada de Nembutal. Una inyección intravenosa de fenilefrina fue utilizada para inducir un aumento en la presión arterial media y evocar el barorreflejo y transitorio sympathoinhibition4,6. Para cuantificar la RSNA, la RSNA cruda fue rectificada y promediada para los segmentos sin traslapo 10 s; la estimación del ruido fue restada de...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pasos críticos para la medición de RSNA incluyen: (1) evitar el estiramiento de la arteria renal y los nervios al separar el riñón de los músculos del paraspinal y al colocar el segmento del nervio en los electrodos de la grabación, disección (2) cuidadosamente las fibras del nervio renales desde el tejido circundante/buque, (3) asegurar que los cables del electrodo están libres de tejido, sangre o linfa y (4) prevenir el nervio de la desecación mediante la aplicación de aceite mineral para el nervio renal y el gel de si...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Anne M. Fink es miembro del Consejo Asesor de clientes de datos internacional de Ciencias.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este estudio fue apoyado por el Instituto Nacional de investigación en enfermería (K99/R00NR014369).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
alambre de acero inoxidable; Sequim, WA791000Electrodo RSNA
Tubo de polietileno (PE-50)VWR; Radnor, PA63019-048Electrodo RSNA; canulación de recipientes
Conector de clavija en miniaturaA-M Systems; Sequim, WA520200de electrodo RSNA
Daniels Manufacturing Corp.; Orlando, FLM22520Tira de conector de electrodo RSNA
Amphenol; Municipio de Clinton, MI221-2653Electrodo RSNA
J-B Kwik EpoxiJ-B Soldadura, Sulphur Springs, TX8270Electrodo RSNA
Permatex de silicona; Hartford, CT2222Electrodo RSNA
Heparina sódica; Inyectable (vial de 10 mL, 1000 U/mL)KV Suministro Veterinario; David City, NEP03466Patency de la línea venosa
Fenilefrina HCl; Inyectable (vial de 1 mL; 10 mg/mL)Suministro quirúrgico ACE; Brockton, MA950-6312 Pruebas desimpatatioinhibición renal
Estancias quirúrgicas elásticas de un solo gancho Aparato deHarvard; Holliston, MA72-2595Incisión
Cinta quirúrgica de seda3M, Minneapolis, MN1538-0Estancias quirúrgicas seguras
Agujas, 20 GSigma-Aldrich; St. Louis, MOZ192554-100EACanulación de vasos
Dumont #7 pinzas curvas FineScience Tools; Foster City, CA11274-20Canulación de vasos
5-0 lazos de sutura de sedaBraintree Scientific; Braintree, MASUT-S 106Canulación de vasos
Pinzas hemostáticas delicadasRoboz Surgical Instrument Co.; Gaithersburg, MDRS-7117Canulación de vasos y cirugía de ARSR
Pinzas hemostáticas CrileFine Science Tools; Foster City, CA13004-14Doblado de aguja
Transmisor de telemetríaData Sciences International; Minneapolis, MNPA-10 Monitoreo dela presión arterial media (telemetría)
Jeringa de re-gelData Sciences International; Minneapolis, MN276-0038-001Reutilización de transmisores (telemetría)
Transductor de presión desechableTranspac; San Clemente, CAMI-1224Monitoreo de la presión arterial media
Infusor de presión de manguito transparenteMILA International Inc.; Florence, KY2281339 Monitoreo dela presión arterial media
Pinzas de canulación de vasosFine Science Tools; Foster City, CA00574-11Inserción de catéter
Monofilamento negro nylon 4-0 sutura en aguja de corte inversoMcKesson Medical-Surgical; San Francisco, CAS661GXTransmisor de telemetría seguro Receptor
telemetríaData Sciences International; Minneapolis, MNRPC-1Monitoreo de la presión arterial media (telemetría)
LabChart Pro (software), PowerLab (hardware de adquisición)AD Instruments; Colorado Springs, COML846, MX2 matrix 2.0 (compatible con la telemetría de Data Science International)3 opciones de software/hardware de adquisición
SciWorks (software), DataWave (hardware de adquisición)DataWave Technologies, Loveland, CON/A
Spike 2 (software), Micro1401-3Cambridge Electronic Design Ltd., Londres Reino Unido1401-3
Micro-drillRoboz Instrumento Quirúrgico Co.; Gaithersburg, MDRS-6300Cirugía del SNC
Marco de cirugía estereotáxicaStoelting; Wood Dale, IL51600Amplificador de microelectrodo para cirugía CNS
con preamplificador 10XSistemas A-M; Sequim, WA1800-2RSNA grabación
RetractoresFine Science Tools; Foster City, CA17009-07Cirugía RSNA
Pinzas de microdisecciónHerramientas de ciencia fina; Foster City, CA11251-10Cirugía RSNA
Micro-ganchoHerramientas de ciencia fina; Foster City, CA10064-14Cirugía RSNA
Aceite mineralFisher Scientific; Waltham, MA8042-47-5Cirugía RSNA
Monitor de audioA-M Systems; Sequim, WA3300RSNA cirugía
Gel de síliceWacker, München; AlemaniaRT601A-BCirugía RSNA
Pinzas eléctricasTyco Electronics; Schaffhausen, SuizaEB0283-000Aguja de perfusión de conexión a tierra o fijación
Tijeras Bonn, puntas rectas/afiladasRoboz Surgical Instrument Co; Gaithersburg, MDRS-5840Aguja
perfusión por sonda nasogástricaAparato de Harvard; Holliston, MA75-0286Perfusión
Masterflex bomba de perfusiónCole-Parmer; Vernon Hills, IL7524-10Tubo
de silicona curado con platino MasterflexPerfusion Cole-Parmer; Vernon Hills, IL96410-15Formalina de perfusión
(solución tamponada al 10%; 4 L)Sigma-Aldrich; St. Louis, MOHT501128Sacarosa de perfusión
Sigma-Aldrich; St. Louis, MOS0389Crioprotección
Sistemas A-M de Herramienta de engarzado dede

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mancia, G., Grassi, G. The autonomic nervous system and hypertension. Circulation Research. 114 (11), 1804-1814 (2014).
  2. Kannan, A., Medina, R. I., Nagajothi, N., Balamuthusamy, S. Renal sympathetic nervous system and the effects of denervation on renal arteries. World Journal of Cardiology. 6 (8), 814-823 (2014).
  3. Johns, E. J., Kopp, U. C., DiBona, G. F. Neural control of renal function. Comprehensive Physiology. 1 (2), 767(2011).
  4. Fink, A. M., Dean, C., Piano, M. R., Carley, D. W. The pedunculopontine tegmentum controls renal sympathetic nerve activity and cardiorespiratory activities in Nembutal-anesthetized rats. PLoS One. 12 (11), e0187956(2017).
  5. Dean, C. Endocannabinoid modulation of sympathetic and cardiovascular responses to acute stress in the periaqueductal gray of the rat. American Journal of Physiology, Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 300 (3), R771-R779 (2011).
  6. Seagard, J. L., et al. Anandamide content and interaction of endocannabinoid/GABA modulatory effects in the NTS on baroreflex-evoked sympathoinhibition. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 286 (3), H992-H1000 (2004).
  7. Ferreira, C. B., Cravo, S. L., Stocker, S. D. Airway obstruction produces widespread sympathoexcitation: Role of hypoxia, carotid chemoreceptors, and NTS neurotransmission. Physiological Reports. 6 (3), (2018).
  8. Stocker, S. D., Muntzel, M. S. Recording sympathetic nerve activity chronically in rats: Surgery techniques, assessment of nerve activity, and quantification. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 305 (10), H1407-H1416 (2013).
  9. Miki, K., Kosho, A., Hayashida, Y. Method for continuous measurements of renal sympathetic nerve activity and cardiovascular function during exercise in rats. Experimental Physiology. 87 (1), 33-39 (2002).
  10. Huetteman, D. A., Bogie, H. Direct blood pressure monitoring in laboratory rodents via implantable radio telemetry. Methods in Molecular Biology. 573, 57-73 (2009).
  11. Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements. Journal of Visualized Experiments. (59), 3496(2012).
  12. Paxinos, G., Watson, C. The rat brain in stereotaxic coordinates. , Academic Press. Sydney/New York. (2014).
  13. Scislo, T. J., Augustyniak, R. A., O'Leary, D. S. Differential arterial baroreflex regulation of renal, lumbar, and adrenal sympathetic nerve activity in the rat. American Journal of Physiology. 275, R995-R1002 (1998).
  14. Kopp, U. C., Jones, S. Y., DiBona, G. F. Afferent renal denervation impairs baroreflex control of efferent renal sympathetic nerve activity. American Journal of Physiology, Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 295 (6), R1882-R1890 (2008).
  15. Guild, S. J., et al. Quantifying sympathetic nerve activity: problems, pitfalls and the need for standardization. Experimental Physiology. 95 (1), 41-50 (2010).
  16. Stocker, S. D., Hunwick, K. J., Toney, G. M. Hypothalamic paraventricular nucleus differentially supports lumbar and renal sympathetic outflow in water-deprived rats. Journal of Physiology. 15 (563 Pt 1), 249-263 (2005).
  17. Stocker, S. D., Gordon, K. W. J. Glutamate receptors in the hypothalamic paraventricular nucleus contribute to insulin-induced sympathoexcitation. Neurophysiology. 113 (5), 1302-1309 (2015).
  18. Saponjic, J., Radulovacki, M., Carley, D. W. Injection of glutamate into the pedunculopontine tegmental nuclei of anesthetized rat causes respiratory dysrhythmia and alters EEG and EMG power. Sleep and Breathing. 9 (2), 82-91 (2005).
  19. DiBona, G. F., Jones, S. Y. Dynamic analysis of renal nerve activity responses to baroreceptor denervation in hypertensive rats. Hypertension. 37 (4), 1153-1163 (2001).
  20. Kunitake, T., Kannan, H. Discharge pattern of renal sympathetic nerve activity in the conscious rat: spectral analysis of integrated activity. Journal of Neurophysiology. 84 (6), 2859-2867 (2000).
  21. Machado, B. H., Bonagamba, L. G. Microinjection of L-glutamate into the nucleus tractus solitarii increases arterial pressure in conscious rats. Brain Research. 576 (1), 131-138 (1992).
  22. Murakami, M., et al. Inhalation anesthesia is preferable for recording rat cardiac function using an electrocardiogram. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 37 (5), 834-839 (2014).
  23. Nakamura, T., Tanida, M., Niijima, A., Hibino, H., Shen, J., Nagai, K. Auditory stimulation affects renal sympathetic nerve activity and blood pressure in rats. Neuroscience Letters. 416 (2), 107-112 (2007).
  24. Bardgett, M. E., McCarthy, J. J., Stocker, S. D. Glutamatergic receptor activation in the rostral ventrolateral medulla mediates the sympathoexcitatory response to hyperinsulinemia. Hypertension. 55 (2), 284-290 (2010).
  25. Brozoski, D. T., Dean, C., Hopp, F. A., Seagard, J. L. Uptake blockade of endocannabinoids in the NTS modulates baroreflex-evoked sympathoinhibition. Brain Research. 1059 (2), 197-202 (2005).
  26. Barman, S. M. What can we learn about neural control of the cardiovascular system by studying rhythms in sympathetic nerve activity? International Journal of Psychophysiology. 103, 69-78 (2016).
  27. Charkoudian, N., Wallin, B. G. Sympathetic neural activity to the cardiovascular system: integrator of systemic physiology and interindividual characteristics. Comprehensive Physiology. 4 (2), 825-850 (2014).
  28. Malpas, S. C. Sympathetic nervous system overactivity and its role in the development of cardiovascular disease. Physiological Reviews. 90 (2), 513-557 (2010).
  29. Chen, W. W., Xiong, X. Q., Chen, Q., Li, Y. H., Kang, Y. M., Zhu, G. Q. Cardiac sympathetic afferent reflex and its implications for sympathetic activation in chronic heart failure and hypertension. Acta Physiologica. 213 (4), 778-794 (2015).
  30. Linz, D., et al. Modulation of renal sympathetic innervation: Recent insights beyond blood pressure control. Clinical Autonomic Research. , Epub ahead of print (2018).

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