Artículo de método

Determinación de la capacidad reproductiva por confirmar Inicio puberal y de realizar un análisis de fertilidad en ratones y ratas

DOI:

10.3791/58352

⸱

13 de octubre de 2018

1Department of Animal Science, Michigan State University

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Muchos tratamientos y mutaciones genéticas influyen en la sincronización de la madurez sexual y la fertilidad. Este protocolo describe un método no invasivo para evaluar el inicio puberal en ratones y ratas antes de establecer un estudio de fertilidad en animales sexualmente maduros.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Evaluación de la capacidad reproductiva es fundamental para entender el impacto de un tratamiento o manipulación genética en el eje reproductivo, que también se denomina el eje hipotalámico-pituitario-gonadal. El eje reproductivo es un integrador clave de entrada ambiental e interna adaptándose a las condiciones favorables para la reproducción de la fertilidad. Antes de embarcarse en un estudio de fertilidad en ratones y ratas, la madurez sexual se evalúa para excluir la posibilidad de que los fenotipos reproductivos observados son ocasionados por retraso o ausencia de inicio puberal. Este protocolo describe un enfoque no invasivo para determinar el inicio puberal en varones a través de la determinación de separación prepucial y en las hembras a través de la abertura vaginal y el primer estro. Después de la confirmación de la terminación de la pubertad y el logro de la madurez sexual, se puede iniciar un estudio de fertilidad. El procedimiento describe las condiciones de crianza óptimo para ratones y ratas, cómo montar un estudio de fertilidad y qué parámetros para evaluar y determinar si el tratamiento o la canceladura del gene tiene un impacto sobre la fertilidad.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La transición a través de la pubertad es necesaria para alcanzar la madurez sexual y capacidad reproductiva. La transición de la pubertad y el mantenimiento de la fertilidad en la edad adulta está regulada por el eje reproductivo, también se denomina el eje hipotalámico-pituitario-gonadal (figura 1). El momento del inicio puberal y mantenimiento de la fertilidad es estrictamente regulados por factores internos como ambientales para aumentar las posibilidades de supervivencia de crías y padres1,2. Este protocolo proporciona un enfoque no invasivo para determinar el inicio puberal en ratones y ratas para confirmar la madurez sexual antes de la creación de un estudio de fertilidad para evaluar competencia reproductiva.

Un estudio de fertilidad se realiza en animales sexualmente maduros y puede iniciarse después de que los animales han pasado por la pubertad. Antes del inicio puberal, el eje reproductivo está quieto, y el factor clave de la maduración sexual, hormona liberadora de gonadotropina (GnRH), se libera en la hipófisis en cantidades suficientes para iniciar la pubertad (figura 1). Inicio puberal es un proceso complejo que resulta en mayor liberación de GnRH en la eminencia media. Promueve la GnRH hormona luteinizante (LH) y folículo estimulante (FSH) hormona de la pituitaria, dos hormonas esenciales para la maduración gonadal y función reproductiva (figura 1)3,4,5 .

Insultos al eje reproductivo como resultado fertilidad reducida y pueden también avance o retardo de inicio puberal. Condiciones que influyen en el momento del inicio puberal y competencia reproductiva incluyen la exposición a la endocrina interrumpir productos químicos6,7, cuerpo de aumentar o disminuir peso1,8, cambios en día largo2,9 y mutaciones genéticas10,11,12,13,14,15.

El inicio de la madurez sexual es un paso crítico que necesita ser completada antes de la creación de un análisis de fertilidad. Las ventajas de determinar el inicio puberal, a través de separación prepucial, la abertura vaginal y el primer estro, son las características no-invasiva de estos procedimientos, ya que no requieren sangre o sacrificio de los animales16, 17.

Después se determina el inicio puberal, correctamente un estudio de fertilidad proporcionará información importante sobre la integridad del eje reproductivo y tiene generalmente la segunda ventaja de generar animales experimentales para estudios posteriores (refinamiento) 18. la configuración del estudio de fertilidad se describe en este protocolo puede detectar déficits mayores y menores en capacidad reproductiva en machos y hembras. Principales parámetros evaluados incluyen 1) vez a la primera camada, 2) el número de camadas que se generan en un determinado marco de tiempo y 3) camada tamaño. Por último, se incluyen recomendaciones para el tipo de seguimiento de los estudios que pueden realizarse para identificar la causa del deterioro de la fertilidad.

El protocolo descrito se refiere a los ratones y los datos representativos reflejan el trabajo realizado en ratones transgénicos. Sin embargo, todos los protocolos incluidos son igualmente válidos en ratas.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos los métodos aquí descritos han sido aprobados por el cuidado de Animal institucional y Comité de uso de Michigan State University y realizadas de conformidad con la guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio.

1. determinar el inicio puberal

  1. Siga las directrices para la ropa, como mínimo, es necesario usar una bata limpia y guantes limpios. Siempre manejar ratones con guantes limpios.
  2. Preparar el área de trabajo colocando una almohadilla en la mesa.
    1. Coloque un ratón limpio la jaula con la rejilla hacia arriba en el teclado.
    2. Establecer una escala en el área de trabajo. Coloque un vaso de precipitados limpio 500 – 1000 mL en la balanza y tare.
    3. Coloque una hoja junto a la zona de trabajo registro de peso y separación prepucial, abertura vaginal o primer estro.
  3. Identificar los ratones para el estudio. Realizar inspecciones diarias para el inicio puberal hasta llega a la pubertad. Realizar la inspección a la misma hora del día durante todo el estudio. Inicio puberal puede ocurrir tan pronto como postnatal día 11-1219, sin embargo, en las configuraciones más experimentales, control de inicio puberal comienza en ~ 22 días.
  4. Colocar la jaula del ratón en el área de trabajo (paso 1.2). Abrir la jaula y coloca la tapa, botella de agua y titular de la comida sobre la mesa.
  5. Determinación de separación prepucial en ratones machos.
    1. Mientras sujeta el ratón por la cola, colocar en la tapa de la jaula de ratón limpio de paso 1.2.1. Mientras sostiene suavemente sobre la cola, deje el ratón explorar la rejilla de la parte superior de la jaula para ~ 5 s.
    2. Tire suavemente de la cola al revés; Esto resulta generalmente en el animal avanza sujetando a la red con sus patas delanteras. Enfoque del otro lado de la piel cerca del cuello y orejas.
    3. Sujete la piel flácida entre los hombros y el cuello con el pulgar y el índice. Es importante que un buen asimiento de la piel, ya que evitará que el ratón girando su cabeza a morder.
    4. La piel de la espalda con los dedos restantes del gancho agarrador y mantenga presionando contra la mano. Sujete firmemente, sin obstruir la respiración, sangre flujo o dañar los huesos, músculos o piel. Gire la mano para exponer el vientre del ratón, manteniendo la parte posterior del ratón dentro de la palma de la mano.
    5. Con la otra mano, empuje suavemente hacia atrás la piel alrededor del pene sin forzar. En la separación prepucial, la piel prepucial desliza hacia atrás, exponiendo el glande del pene (figura 2A, flecha mostrando separación prepucial). Registrar la presencia o ausencia de separación prepucial.
    6. Pesar el ratón colocando suavemente en el vaso de precipitados de 500-1000 mL del paso 1.2.2 y registrar el peso.
    7. Reintroducir el ratón en la jaula de la vivienda manteniendo el vaso 0-2 cm sobre el piso de la jaula y volcar lentamente el vaso que permite el ratón para salir por su cuenta. Limpie el vaso con agua y detergente y secarlo antes de regresar a la balanza y Tarar la báscula.
  6. Determinar la abertura vaginal en ratones femeninos.
    1. Coloque una bola de algodón, vaso y una botella de agua estéril en el área de trabajo (paso 1.2). Vierta el agua en el vaso. Humedecer la bola de algodón con el agua estéril y colocarlo al lado de la parte superior de la jaula del paso 1.2.1.
    2. Colocar la jaula del ratón en el área de trabajo (paso 1.2) y transferir el ratón de su jaula casera en la parte superior de la jaula (paso 1.2.1) manteniendo en la base de la cola. Suavemente jale hacia atrás la cola para alentar un movimiento hacia adelante del ratón.
    3. Levante la cola manteniendo las caderas con los dedos libres. Permita que los miembros posteriores mantener el contacto con la parte superior de la jaula. Si el ratón se mueve demasiado, sosténgala en la mano como se describe en pasos 1.5.1-1.5.4.
    4. Limpie suavemente la vulva con la bola de algodón humedecido de agua de paso 1.6.1. Utilice una bola de algodón humedecido limpia para cada ratón. Para determinar la abertura vaginal, examinar la vulva y determinar si la vagina está completamente abierta (figura 2A, abertura vaginal femenina).
    5. Registro si se ha producido la apertura vaginal. Pesan el ratón y volver a la jaula del inicio como se describe en pasos 1.5.6-1.5.7.
  7. Primer estro un indicador de la primera ovulación.
    1. Coloque un vaso de precipitados con agua estéril, un portaobjetos de vidrio etiquetados y una pipeta de 200 μL con una punta limpia en el área de trabajo (paso 1.2).
    2. Sostenga la hembra como se describe en el paso 1.6.2-1.6.3. Coloque la punta de la pipeta que contiene ~ 50 μl de agua estéril en el orificio vaginal.
    3. Suavemente limpiar las células de la pared vaginal introduciendo y reabsorción ~ 50 μl de agua 2 - 4 veces. Borrón de transferencia del contenido de la pipeta sobre un portaobjetos de vidrio etiquetados.
    4. Observar cuidadosamente la morfología celular en un microscopio de campo luminoso usando un 10 X o 20 X objetivo o dejar el borrón de transferencia seca al aire para ~ 1 h y luego contratinción con una solución de azul de metileno 0.1% (disuelta en ddH2O) (figura 2B). Para contratinción, sumergir el portaobjetos seco en la solución de azul de metileno 0.1% para ~ 30 s. Airee el portaobjetos durante 1 h.
    5. Observar las diapositivas de paso 1.7.4 en un microscopio de campo brillante 10 X o 20 X. Establecer la etapa del ciclo estral (figura 2B)20 mediante la observación de la morfología celular que permite distinguir las cuatro distintas etapas del ciclo estral (figura 2B).
      Nota: Metestro se caracteriza por una mezcla de leucocitos, cornified las células epiteliales escamosas, proestro, diestro por los leucocitos de una mezcla de leucocitos y células epiteliales nucleadas y celo por las células epiteliales cornified (figura 2B) 20.
    6. Registrar el peso del cuerpo y devolver el ratón a su jaula casera como se describe en pasos 1.5.6-1.5.7. Frotis vaginales se terminan el día en que el ratón tiene su primer estro (figura 2B).

2. deseable condiciones de la sala de cría

  1. Asegúrese de que la sala de cría tiene una temperatura de 20-24 ° C, 55 ± 10% de humedad y homogénea sala luz de una intensidad de ~ 300-400 lux aproximadamente 1 m por encima del piso21. Esta intensidad de la luz permite que la intensidad de luz media jaula deseable de 25-80 lux. Para probar la intensidad de la luz, utilice un medidor de luz.
  2. Utilizar un sistema automatizado para el control de la iluminación en la sala de cría para garantizar la adecuada sincronización de iluminación durante todo el experimento. Condiciones óptimas de la duración del día para evaluar la fertilidad en gama de roedores de un día de 12 h (12 h luz y 12 h oscuridad, LD12:12), para "verano" condiciones a 14 h de luz y 10 h oscuridad (LD14:10)21.
  3. Preparación de jaulas de cría.
    1. Preparar una jaula ratón limpio con tapa, agua, comida, ropa de cama y nidificación por pareja de cría.
    2. Llenar las tarjetas de jaula con toda la información requerida, incluyendo sexo, fecha de nacimiento, la cepa de ratón y la fecha cuando el acoplamiento está configurado.

3. fertilidad estudio

  1. Identificar los animales para el estudio de fertilidad. Asegúrese de que los animales son sexualmente maduros (paso 1). Un rango de edad típicamente usada para establecer un estudio de fertilidad en ratones es 10-16 semanas de edad, una edad donde se ha completado la maduración sexual en las condiciones más experimentales.
  2. Sobre una mesa limpia, coloque la jaula de cría preparada en el paso 2.3.
  3. Captura y mantenga presionado el ratón.
    1. Introducir lentamente una mano enguantada en la jaula del ratón. Deja la mano en la jaula durante un período corto de tiempo (~ 5-30 s), permitiendo a los ratones para adaptarse al olor del guante y la mano. Evitar movimientos espasmódicos y agitados.
    2. Baje la mano cónica cerca de la parte inferior de la jaula y lentamente se aproximan a los ratones. A funcionar lejos. Cuando ejecuta sobre la mano, atrapar la cola de un ratón entre el pulgar y el dedo índice.
    3. Levante el ratón por la cola para 2-3 s. Si el ratón tiene que celebrarse más, sostener la cola y colocar el ratón en la mano cónica mantener la espera en la cola.
  4. Transferir 1 macho y 1 hembra en la jaula de cría, sosteniendo por la cola (paso 3.3). Asegúrese de que las hembras están en la misma etapa de estro al configurar el análisis de fertilidad. Determinar la etapa de estro de las hembras realizando un frotis vaginal como se describe en paso 1.7.
  5. Cerrar la caja y asegurarse de que los ratones tienen material alimentos, agua y anidación. Fije el titular de la tarjeta de la jaula con la tarjeta de la jaula a la jaula.
  6. Coloque la jaula de cría en la vivienda. Deje la jaula de cría tan tranquilo como sea posible para la duración completa del estudio de fertilidad. Realizar el estudio de fertilidad por 30 días. Para cada par de crianza, mantener registros detallados y Nota 1) la fecha que del apareamiento está configurado, 2) la fecha nacen camadas y 3) el número de cachorros nacidos, incluyendo cachorros muertos y vivos. Verifica la basura todos los días durante todo el estudio.
  7. Prolongar la fertilidad estudio para un 30-60 días adicionales si no o un débil impacto sobre la fertilidad se estableció en paso 3.6.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los resultados presentados son de dos modelos de ratón transgénico diferente donde la transcripción factor Ventral anterior caja homeo 1 (Vax1) se ha eliminado en todo el cuerpo en un alelo, aquí conocido como heterocigoto ratones (HET)13o Vax1 ha sido borrado condicional dentro de GnRH neuronas22, aquí llamado KO condicional (cKO). Antes de establecer el estudio de fertilidad, es importante confirmar Inicio puberal en los ...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El bienestar general de los ratones es crítico para una fertilidad exitoso ensayo21. Cuando se realiza un análisis de fertilidad, es importante controlar no físicamente en los ratones cada día ya que esto puede causar estrés. Además evitar cambios frecuentes de la jaula, ya que también son estresantes. Idealmente se realizará cambios de jaula no más de 1 - 2 veces por semana. Exposición a la luz durante la fase oscura afecta negativamente la reproducción en roedores nocturnos. No se encienden las ...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El autor no tiene nada que revelar.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Agradezco a los autores que contribuyen a la labor inicial que es la base de esta publicación. Gracias a Aitor Aguirre, Genevieve E. Ryan y Erica L. Schoeller ayuda a preparar el manuscrito. Gracias a Jessica Sora Lee y barbilla de Austin para asistencia técnica con el manuscrito. H.M.H. fue apoyado por Eunice Kennedy Shriver Instituto Nacional de salud infantil y desarrollo humano de los institutos nacionales de salud bajo la concesión número R00HD084759.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Bolas de algodón estérilesFisher22456885
Protector de superficieFisher1420637
Medidor de luzVWR21800-014
Azul de metileno Sigma-AldrichM9140
Portaobjetos de microscopioGenesee Scientific29-101
Optimouse rack con jaulasAnimalCare systemsC89100
Cesta para botellas de agua Sistemas AnimalCareC61011
Tapas de jaula filtradasSistemas AnimalCareC78210
Comedero estándar OptimiceSistemas AnimalCareC40100SG
Tarjetero para jaulasSistemas AnimalCareC43251
Tarjetas para jaulasSistemas AnimalCareM52010
Ensamblaje de botellasAnimalCare
Cama R'Nest NestingThe AndersonsBRN4WSR
Cama de mazorca de maíz de 1/8 " The Andersons8B
Standard mouse chowTeklad7904 (7004)
EscalaVWR10205-004
Vaso de precipitados de polipropilenoFisher14-955-111F
Sistemas C79122P

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Schneider, J. E. Energy balance and reproduction. Physiology and Behavior. 81 (2), 289-317 (2004).
  2. Walton, J. C., Weil, Z. M., Nelson, R. J. Influence of photoperiod on hormones, behavior, and immune function. Frontiers Neuroendocrinology. 32 (3), 303-319 (2012).
  3. Hoffmann, H. M., Mellon, P. L. A small population of hypothalamic neurons govern fertility: the critical role of VAX1 in GnRH neuron development and fertility maintenance. Neuroscience communications. 2, (2016).
  4. Kauffman, A. S. Sexual differentiation and the Kiss1 system: Hormonal and developmental considerations. Peptides. , (2009).
  5. Bronson, F. H., Dagg, C. P., Snell, G. D. Reproduction. , Dover Publications, Inc. New York. (1966).
  6. Chehab, F. F., Mounzih, K., Lu, R., Lim, M. E. Early onset of reproductive function in normal female mice treated with leptin. Science. , (1997).
  7. Yoshimura, S., Yamaguchi, H., Konno, K., Ohsawa, N., Noguchi, S., Chisaka, A. Observation of Preputial Separation is a Useful Tool for Evaluating Endocrine Active Chemicals. J Toxicologic Pathology. 18, 141-157 (2005).
  8. Ahima, R. S., Dushay, J., Flier, S. N., Prabakaran, D., Flier, J. S. Leptin accelerates the onset of puberty in normal female mice. Journal of Clinical Investigation. 99 (3), 391-395 (1997).
  9. Bohlen, T. M., et al. A short-day photoperiod delays the timing of puberty in female mice via changes in the kisspeptin system. Frontiers in Endocrinology. 9 (FEB), 1-9 (2018).
  10. Shahab, M., Mastronardi, C., Seminara, S. B., Crowley, W. F., Ojeda, S. R., Plant, T. M. Increased hypothalamic GPR54 signaling: A potential mechanism for initiation of puberty in primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. , (2005).
  11. Hoffmann, H. M., Mellon, P. L. A small population of hypothalamic neurons govern fertility: the critical role of VAX1 in GnRH neuron development and fertility maintenance. Neuroscience communications. 2, 5-9 (2016).
  12. Navarro, V. M., et al. Role of Neurokinin B in the Control of Female Puberty and Its Modulation by Metabolic Status. Journal of Neuroscience. 32 (7), 2388-2397 (2012).
  13. Hoffmann, H. M., Tamrazian, A., Xie, H., Pérez-Millán, M. I., Kauffman, A. S., Mellon, P. L. Heterozygous deletion of ventral anterior homeobox (Vax1) causes subfertility in mice. Endocrinology. 155 (10), 4043-4053 (2014).
  14. Kauffman, A. S., et al. The Kisspeptin Receptor GPR54 Is Required for Sexual Differentiation of the Brain and Behavior. Journal of Neuroscience. 27 (33), 8826-8835 (2007).
  15. Teles, M. G., et al. Brief report: A GPR54-activating mutation in a patient with central precocious puberty. New England Journal of Medicine. , (2008).
  16. Korenbrot, C. C., Huhtaniemi, I. T., Weiner, R. I. Preputial separation as an external sign of pubertal development in the male rat. Biology of reproduction. , (1977).
  17. Gaytan, F., et al. Development and validation of a method for precise dating of female puberty in laboratory rodents: The puberty ovarian maturation score (Pub-Score). Scientific Reports. 7 (March), 1-11 (2017).
  18. Caligioni, C. Assessing reproductive status/stages in mice. Current Protocols in Neuroscience. , 1-11 (2010).
  19. Mayer, C., et al. Timing and completion of puberty in female mice depend on estrogen receptor -signaling in kisspeptin neurons. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (52), 22693-22698 (2010).
  20. McLean, A. C., Valenzuela, N., Fai, S., Bennett, S. A. L. Performing Vaginal Lavage, Crystal Violet Staining, and Vaginal Cytological Evaluation for Mouse Estrous Cycle Staging Identification. Journal of Visualized Experiments. (67), 4-9 (2012).
  21. Hedrich, H. The Laboratory Mouse. , Academic Press. (2012).
  22. Hoffmann, H. M., Trang, C., Gong, P., Kimura, I., Pandolfi, E. C., Mellon, P. L. Deletion of Vax1 from Gonadotropin-Releasing Hormone (GnRH) Neurons Abolishes GnRH Expression and Leads to Hypogonadism and Infertility. Journal of Neuroscience. 36 (12), 3506-3518 (2016).
  23. Sloboda, D. M., Howie, G. J., Pleasants, A., Gluckman, P. D., Vickers, M. H. Pre- and postnatal nutritional histories influence reproductive maturation and ovarian function in the rat. PLoS ONE. , (2009).
  24. Manual, R. Breeding Strategies for Maintaining Colonies of Laboratory Mice. Management. , (2007).
  25. Kennedy, G. C., Mitra, J. Body weight and food intake as initiating factors for puberty in the rat. The Journal of Physiology. , (1963).
  26. Sisk, C. L., Foster, D. L. The neural basis of puberty and adolescence. Nature Neuroscience. 7 (10), 1040-1047 (2004).
  27. Nelson, J. F., Karelus, K., Felicio, L. S., Johnson, T. E. Genetic influences on the timing of puberty in mice. Biology of reproduction. , (1990).
  28. Nelson, J. F., Felicio, L. S., Randall, P. K., Sims, C., Finch, C. E. A longitudinal study of estrous cyclicity in aging C57BL/6J mice: I. Cycle frequency, length and vaginal cytology. Biology of reproduction. , (1982).
  29. Falconer, D. S. Weight and age at puberty in female and male mice of strains selected for large and small body size. Genetical Research. , (1984).
  30. Rodriguez, I., Araki, K., Khatib, K., Martinou, J. C., Vassalli, P. Mouse vaginal opening is an apoptosis-dependent process which can be prevented by the overexpression of Bcl2. Developmental Biology. , (1997).
  31. Lomniczi, A., Wright, H., Ojeda, S. R. Epigenetic regulation of female puberty. Frontiers in Neuroendocrinology. 36, 90-107 (2015).
  32. Selmanoff, M. K., Goldman, B. D., Ginsburg, B. E. Developmental changes in serum luteinizing hormone, follicle stimulating hormone and androgen levels in males of two inbred mouse strains. Endocrinology. 100 (1), 122-127 (1977).
  33. Larder, R., Clark, D. D., Miller, N. L. G., Mellon, P. L. Hypothalamic Dysregulation and Infertility in Mice Lacking the Homeodomain Protein Six6. Journal of Neuroscience. 31 (2), 426-438 (2011).
  34. Knight, C. H., Maltz, E., Docherty, A. H. Milk yield and composition in mice: Effects of litter size and lactation number. Comparative Biochemistry and Physiology -- Part A: Physiology. 84 (1), 127-133 (1986).
  35. Chahoud, I., Paumgartten, F. J. R. Influence of litter size on the postnatal growth of rat pups: is there a rationale for litter-size standardization in toxicity studies. Environmental research. 109 (8), 1021-1027 (2009).
  36. Pandolfi, E. C., Hoffmann, H. M., Schoeller, E. L., Gorman, M. R., Mellon, P. L. Haploinsufficiency of SIX3 Abolishes Male Reproductive Behavior Through Disrupted Olfactory Development, and Impairs Female Fertility Through Disrupted GnRH Neuron Migration. Molecular Neurobiology. , (2018).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este artículo de JoVE

Solicitar permiso

Etiquetas

Separaci n prepucialapertura vaginalcr a de ratonescr a de ratasmadurez sexualestablecimiento del estromanejo de animales

Artículos relacionados