El protocolo presentado produce un persistente conflicto sensorial para los experimentos destinados al estudio de aprendizaje a largo plazo. Con el uso de un dispositivo fijo permanentemente sobre sus cabezas, ratones están continuamente expuestos a un desajuste sensorial entre entradas visuales y vestibulares mientras se mueven libremente en jaulas de la casa.
Artículo de método
A largo plazo conflicto sensorial en comportarse libremente ratones
En este artículo
Resumen
Resumen
Protocolos de conflictos sensoriales a largo plazo son un medio valioso de estudiar el aprendizaje motor. El protocolo presentado produce un persistente conflicto sensorial para los experimentos destinados al estudio de aprendizaje a largo plazo en ratones. Permanentemente usando un dispositivo fijado en la cabeza, los ratones están continuamente expuestos a un desajuste sensorial entre entradas visuales y vestibulares mientras se mueven libremente en jaulas hogar. Por lo tanto, este protocolo permite fácilmente el estudio del sistema visual y multisensoriales interacciones durante un tiempo prolongado que no sería accesible si no. Además de bajar los costos experimentales del aprendizaje sensorial, a largo plazo en comportarse naturalmente ratones, este enfoque admite la combinación de experimentos en vivo y en vitro . En el ejemplo divulgado, video-oculography se realiza para cuantificar el reflejo vestibulo-ocular (VOR) y el reflejo optokinetic (OKR) antes y después del aprendizaje. Ratones exponen a este conflicto sensorial a largo plazo entre las entradas visuales y vestibulares presentada una fuerte disminución de ganancia VOR pero mostraron pocos cambios OKR. Detallados pasos de montaje del dispositivo, cuidado de los animales, y reflejas medidas se divulgan por este medio.
Introducción
Conflictos sensoriales como los visuales, están presentes en la vida diaria, por ejemplo, cuando uno lleva gafas o durante una vida entera (desarrollo crecimiento, cambios en la agudeza sensorial, etcetera.). Debido a una mirada circuito bien-descrita de la anatomía, controlados fácilmente entradas sensoriales, salidas motor cuantificables y cuantificación precisa métodos1, reflejos de estabilización se han utilizado como modelos de aprendizaje en muchas especies de motor. En los seres humanos y monos, se estudia la adaptación de (VOR) refleja vestibulo-ocular mediante el uso de prismas que el sujeto lleva varios días2,3,4,5. Dado que el modelo de roedor permite la combinación de los experimentos conductuales y celulares, hemos desarrollado un nuevo método para crear a largo plazo conflicto sensorial en comportarse libremente ratones con un casco-como el dispositivo. Inspirado por la metodología empleada en los seres humanos y monos, el protocolo genera un desequilibrio entre las entradas vestibulares y visuales (es decir, visuo-vestibular desajuste, VVM) que conduce a una disminución en la ganancia VOR.
Protocolos clásicos desencadenando una adaptación de ganancia por VOR en roedores consisten en el animal de cabeza fija en una placa giratoria de rotación girando el campo visual en fase. Este paradigma crea un conflicto visuo-vestibular, que hace el VOR contraproducente. Protocolos de adaptación a largo plazo consisten en una iteración de este procedimiento en el transcurso de varios días consecutivos6,7,8. Como resultado, cuando un grupo grande de animales necesita ser probado, metodología clásica requiere de una gran cantidad de tiempo. Además, debido a que el animal es cabeza fijada, el aprendizaje se limita principalmente a una discreta frecuencia/velocidad y consisten en entrenamientos discontinuos interrumpidos por intervalos de diferenciarlo de duración variable6. Finalmente, protocolos clásicos utilizan aprendizaje pasivo, como la estimulación vestibular no es generada activamente por movimientos voluntarios del animal, una situación que mucho procesamiento vestibular9,10.
Las mencionadas limitaciones experimentales son superadas por la metodología innovadora presentada. El acercamiento quirúrgico requerido es sencillo y los materiales utilizados son fácilmente disponibles comercialmente. La única parte que se basa en material más costoso es la cuantificación del comportamiento; sin embargo, los fundamentos del protocolo pueden utilizarse para cualquier experimento de en vitro las investigaciones a otros estudios de comportamiento de aprendizaje. En general, generando un deterioro visual temporal y un conflicto visuo-vestibular durante varios días, esta metodología puede fácilmente transponerse a cualquier estudio que trate con perturbación sensorial o aprendizaje motor.
Protocolo
Animales todos los procedimientos siguieron las regulaciones animales de la Universidad Descartes de París.
1. montaje de dispositivo
Nota: El dispositivo utilizado en este protocolo es una estructura de casco-como fijada en cráneos de ratones por medio de un nombre implantado.
- Utilizando una impresora 3D y blanco opaco poli (ácido láctico) (PLA) plástico, impresión utilizando los archivos de diseño y especificación aquí (véase Tabla de materiales) para el dispositivo y el nombre.
Nota: Las dimensiones del dispositivo se muestran en figura 1 y las dimensiones del nombre que se muestra en la figura 2. - Un dispositivo con bandas como sham deben ser probados (figura 2A11). Para obtener el modelo rayas, usando esmalte de uñas negro, dibujar rayas verticales grandes de 3 mm en la superficie externa del dispositivo. La condición de impostor no requiere ninguna modificación en el dispositivo de impresión.
2. nombre cirugía de implantación
Todos los materiales utilizados en el presente Protocolo se detallan en la lista de materiales en la información complementaria. Pasos 2.7-2.9 uso en biomateriales en la implantación del kit (véase Tabla de materiales). Garantizar el uso de instrumentos estériles y arreglar la cirugía y la recuperación en diferentes zonas. Una vez dominado, el procedimiento de implantación dura aproximadamente 30 minutos.
- Para la analgesia, 30 min antes del comienzo de la cirugía, por vía subcutánea inyectar buprenorfina (0,05 mg/kg) y devolver el animal en su jaula casera.
Nota: Efectos analgésicos de buprenorfina duran aproximadamente 12 h, durante mucho tiempo después del final del procedimiento. En nuestra experiencia, ratones no muestran signos de angustia relacionada con esta intervención, pero una posterior dosis de 0,05 mg/kg de buprenorfina se recomienda 24 h después de la cirugía. - Anestesiar al animal en una cámara con gas de isoflurano de 2,5% - 3%. Esperar 3 minutos y compruebe si el ratón es anestesiado correctamente mediante la observación de la respiración y la falta de movimiento dentro de la cámara. Pase el ratón a un cono de nariz en una mesa quirúrgica con una almohadilla térmica y pellizcando interdigital, verificar que existe ningún reflejo de retirada y baja el isoflurano al 1,5%.
- Afeitarse la cabeza del ratón use una afeitadora eléctrica. Para obtener un ambiente estéril, frotar la zona depilada con solución de yodo y luego con alcohol al 70%. Repita este procedimiento dos veces más.
- Inyección de clorhidrato de lidocaína (2%, 2 mg/kg) debajo de la piel de la cabeza para anestesia local y esperar 5 minutos para los efectos de comenzar. Para evitar daños oculares debido a la sequedad, cubre los ojos del ratón con el ungüento veterinario oftálmico tópico.
- Con un par de fórceps romos, agarrar la piel en la parte posterior de la cabeza y con un par de tijeras embotadas (o bisturí), hacer una incisión longitudinal de aproximadamente 1.5 cm para exponer el cráneo.
- Con la ayuda de un bisturí, rayar el periostio. Tenga cuidado de no rayar demasiado, ya que la fijación de la nombre puede verse comprometida si el cráneo comienza a sangrar un poco.
- Aplique una gota del activador del verde en el centro del cráneo. Esto mejorará la fijación del cemento por aumento de permeabilidad ósea.
- Preparar el cemento: mezcla una cuchara de (suministrada en el kit de implantación) de polímero con cinco gotas de monómero y una gota de catalizador. Con la ayuda de un pincel, aplique una cantidad generosa de la mezcla de cemento entre los hitos de cráneo lambda y bregma;
- Rápidamente Coloque el nombre en el cemento con un movimiento birlando pasando de lambda a bregma. Después de que se ha dado el nombre, volver a aplicar más cemento alrededor de la parte inferior para asegurar que el nombre correctamente se pega al cráneo. Para garantizar la correcta fijación, asegúrese de que el cemento se aplica abundantemente y que se seca antes de continuar al siguiente paso.
Nota: Con este procedimiento de fijación, el nombre no sale y no permiten pruebas a largo plazo, repetidas; en nuestras manos, eliminación de nombre es < 10%. - Preparar la mezcla de la resina mediante la aplicación de una relación de polvo a líquido que permite una suave consistencia de la mezcla. Aplique la resina donde se aplicó el cemento como en el nombre para proteger su superficie.
- Esperar 3 minutos para la resina seca y cerrar la piel en la parte posterior de las orejas con sutura de monofilamento. Con un algodón, aplicar diluido (10% - 20%) solución de yodo en la zona operada.
Nota: Asegúrese de que la piel no se atascan a la resina. - Apague la anestesia y colocar al animal bajo una cálida luz roja para evitar la hipotermia. Coloque el alimento humedecido e hidrogel u otra fuente de agua en gel en el piso de la jaula. No descuide el ratón hasta que recupere la conciencia. Tan pronto como el animal se recupera totalmente del procedimiento (generalmente, 30 min a 1 h después), colocar en una jaula con grupos de tres o cuatro para estimular las interacciones sociales.
3. fijación del dispositivo
- 48 h después de la cirugía, fije el aparato a la medida de cabeza en el nombre.
- Usando un par de tornillos de 1,2 mm y un destornillador (hex 1.3 mm), alinee los orificios en el dispositivo de rayas con los agujeros en el nombre, coloque los tornillos y fijarlos. Para solucionar la farsa, gire el dispositivo hacia abajo y, con la parte posterior (figura 1A) del dispositivo frente a la dirección rostral, alinee los orificios en el dispositivo con los agujeros en el nombre.
Nota: Se recomienda hacer este paso por dos operadores, uno sostiene el ratón con una restricción de ratón con una sola mano, mientras que el otro asegurar el dispositivo para el nombre. Si la fijación se realiza por un solo operador, el dispositivo se puede colocar cuando el ratón está bajo anestesia de gas. - Compruebe que el dispositivo está bien asegurado y no puede extraerse por el animal y que el dispositivo no aplica presión directamente sobre la nariz del ratón, que podría potencialmente causar dolor, dificultad para respirar, o lesiones de la piel.
Nota: También es importante asegurar el dispositivo simétricamente se inserta en la cara de ratón, para que los ojos están cubiertos totalmente por el dispositivo principal. Compruebe que el animal no muestra signos de dolor anormal o señal de socorro.
- Usando un par de tornillos de 1,2 mm y un destornillador (hex 1.3 mm), alinee los orificios en el dispositivo de rayas con los agujeros en el nombre, coloque los tornillos y fijarlos. Para solucionar la farsa, gire el dispositivo hacia abajo y, con la parte posterior (figura 1A) del dispositivo frente a la dirección rostral, alinee los orificios en el dispositivo con los agujeros en el nombre.
- Deje el dispositivo en el ratón durante 14 días.
4. animal cuidado y vigilancia
- Una vez en sus jaulas, ratones presenta ciertas anomalías en el comportamiento. Al principio, el animal puede permanecer postrado y trate de remover el dispositivo con sus patas delanteras, pero esto debe parar después de la primera hora. Durante las próximas horas siguientes, el animal generalmente muestra dificultades orientando a sí mismo dentro de la jaula y llegar a agua y alimento. Por lo tanto, durante las 48 h después de la implantación, seguimiento de los ratones y proporcionan fácil acceso a agua y alimento, colocando directamente en el piso de la jaula, por ejemplo.
- Seguimiento de los pesos de los ratones durante la duración del protocolo. Pesan los ratones después de la implantación y otra vez cada 24 h. atención especial debe prestarse a los animales usando el dispositivo de rayas, como normalmente experimentan pérdida de peso corporal (1-2 g) durante las primeras 48 h, pero empezar a engordar otra vez a un ritmo normal siguiente ese período inicial (ver figura 2B11).
- Después de 2 días, se espera que los ratones retomar sus facultades regulares. Dependiendo del sistema utilizado en instalaciones, el dispositivo podría ser evitar el acceso a la comida y el agua. Asegúrese de que el animal está en la facilidad mientras que comer y beber o adaptar en consecuencia el sistema de dispensación.
Nota: No se modifica el rango de movimientos de la cabeza producido por los animales después de unos días con el dispositivo en el dispositivo (ver figura 211) (es decir., la gama de movimientos de la cabeza produce restos similares a los movimientos naturales de la cabeza). - Para asegurar bienestar de ratones, garantizar la vigilancia diaria y aplicar la escala cualitativa (tabla 1) del bienestar a lo largo de la duración del protocolo.
- Eliminar un ratón del protocolo actual si se aplican una o más de los siguientes criterios:
- Ratones que tienen un total puntuación superior a 4 puntos en la escala cualitativa antes mencionado deben ser excluidos inmediatamente del experimento (ver tabla 1). Independientemente de la puntuación, si el ratón no recupera su peso inicial después de 6 días, el procedimiento debe ser detenido.
- El dispositivo no se fija correctamente en el nombre si, por ejemplo, el nombre tiembla cuando se toca o algo comienza a salir. Esto causa el nombre a la cabeza del ratón y por lo tanto interrumpe el aprendizaje, que explica por qué son necesarias encuestas diarias.
- Cuando un ratón ha su nombre arrancó durante cualquier parte del protocolo. Debido a la sangría de cráneo asociados a este destacamento, la cirugía de reimplantación tiene una tasa de éxito baja y no merece la pena intentar.
5. extracción del dispositivo
- Después del período de aprendizaje (en el presente Protocolo 14 días), retire el dispositivo siguiendo las mismas instrucciones que para su fijación (sección 3). Tan pronto como se retira el dispositivo, prueba de los ratones con experimentos tales como pruebas de video-oculography, o, por ejemplo, en vitro electrofisiología como se describió anteriormente11.
Nota: tan pronto como se saca el dispositivo, ratones están expuestos hacia el medio ambiente estándar, sin obstáculos visuales. Por lo tanto, realizar experimentos que tienen como objetivo probar los efectos de aprendizaje de este dispositivo directamente después de su retiro.
6. video-oculography sesiones
Nota: Video-oculography experimentos se realizan para registrar los movimientos del ojo generado mientras el animal se gira en la oscuridad (reflejo vestibulo-ocular, VOR) o girando entorno al animal mientras el animal está todavía (reflejo de optokinetic, OKR). Cada ratón fue probado por tanto esos reflejos antes y después del Protocolo de adaptación. Para más detalles sobre la configuración de video-oculography, ver informes previamente publicados12,13. Para habituar a los ratones a la grabación contenida las condiciones, el día antes del comienzo de la grabación, coloque el animal en el tubo en el centro de la placa giratoria para 10 minutos sin realizar ninguna prueba.
- Asegure el ratón en el plato por cabeza-fijación con la ayuda de tornillos insertados en el nombre. Coloque un domo pantalla que rodea al animal y apagar todas las luces en la habitación excepto el proyector optoquinéticas.
Nota: Grabaciones de Video-oculography requieren el animal que aún y con sus ojos abiertos. Interrumpir la sesión de grabación y el animal vuelve a su jaula en caso de que el ratón no voluntariamente mantener sus ojos abiertos, poner o si la apariencia del ojo se deteriora durante la sesión de grabación. Otro intento se puede hacer después de un período de descanso de al menos 12h. - Iniciar la estimulación de campo completo OKR (proyección del patrón del punto blanco) y grabar a varias velocidades diferentes en las direcciones de las agujas del reloj las agujas del reloj y contador. Tan pronto como las grabaciones son más, quite la cúpula.
- Para poder grabar el VOR en tono oscuro, aplique una gota de pilocarpina 2% a la de ojos14. Espere al menos 5 minutos para que actúe y retírelo suavemente con un hisopo de algodón. La pilocarpina mantendrá a la pupila estrecha con un tamaño constante a lo largo de las mediciones, permitiendo la adecuada cuantificación de los movimientos en la oscuridad.
- Apague todas las luces en la habitación y añadir una caja encima de la bandeja giratoria para mantener el animal en tono oscuro. Iniciar el VOR horizontal sinusoidales angulares rotaciones alrededor de un eje vertical con diferentes frecuencias y velocidades diferentes.
- Una vez terminada la sesión de grabación, regresa el ratón a una jaula bien iluminada con una lámpara infrarroja. El calor será prevenir la hipotermia causada por los efectos de vasodilatador secundario de pilocarpina en el cuerpo del ratón.
Nota: Debido al animal está restringido, las sesiones de grabación no pueden durar más de 90 minutos. Cuando se necesitan sesiones de prueba adicional, que el resto de animales durante 24 horas entre sesiones.
Resultados
Las figuras siguientes ilustran los resultados obtenidos con ratones que el protocolo de adaptación de 2 semanas usando ya sea un dispositivo de rayas o simulado. La figura 3 muestra un ejemplo de materia prima rastros vistos durante las sesiones de grabación. Como se muestra mediante la comparación de las huellas, la respuesta VOR disminuye después del protocolo VVM (figura 3A, antes vs después de rayas). El VOR de ratones sham permanecía inalterado después de la adaptación (figura 3A, antes vs después de sham). OKR de ratones usando el dispositivo rayas (figura 3B) es comparable con el período antes de iniciar el protocolo VVM y simulado de ratones. Figura 4 muestra un ejemplo de la cuantificación de las ganancias medias de VOR a una frecuencia fija de 0,5 Hz y a 40 grados por segundo, antes y después del protocolo VVM, para dispositivos de rayas y simulados. Hay una disminución fuerte ganancia después de ratones llevaban el dispositivo rayas, mientras que los ratones sham no tuvo cambios de ganancia significativo. Se han informado efectos de disminución de la VOR a diferentes velocidades y frecuencias por Carcaud et al11 y Idoux et al15.
Figura 1 : Dispositivo de cabeza con dimensiones, en milímetros. Vistas: Espalda (A) lado (B), inferior (C) y (D) aéreo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : Nombre que se representa con las dimensiones, en milímetros. En la cirugía de implantación, este ligera (0,2 g) nombre plástico poli (ácido láctico) permite la fijación del dispositivo de adaptación para el ratón y la fijación de la cabeza del animal sobre el plato durante las sesiones de video-oculography. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Huellas crudos ejemplo de movimientos del ojo durante estímulos VOR y OKR. (A, izquierda) Izquierda: VOR realizada a 0,5 Hz a 40 ° /s y estimulación de optokinetic (B, derecha) a una velocidad constante de 10 ° /s (línea negra), en sentido horario, antes (líneas verdes) y después de usar (amarillo) el dispositivo simulado o rayas (morado). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4 : Ejemplo significa VOR y OKR obtener valores después de la adaptación al dispositivo ya sea rayado o sham. Ganancias se trazaron según tiempo (días) para el rayado (n = 10) y simulada (n = 6) dispositivos en estímulos de 40 ° /s y 0,5 Hz para el VOR (izquierda) y 10 ° /s agujas para el OKR (derecha). En la escala de tiempo, "antes" día representa el día inmediatamente anterior a la adaptación y "día 0" representa el día cuando se quita el dispositivo. Barras de error representan la desviación estándar, *** p < 0.001, no significativo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Puntos | Alteraciones de peso corporal | Apariencia física | Comportamiento |
| 0 | ninguno o aumento de peso | estándar | no hay signos de locomoción normal y |
| 1 | pérdida de peso < 10% | no hay preparación de cuerpo | problemas orientación locomoción o jaula |
| 2 | pérdida de peso entre 10-20% | deshidratación | -- |
| 3 | pérdida de peso > 20% | heridas | ticks nerviosos (por ejemplo, rascarse, morderse) |
Tabla 1: escala cualitativa para la evaluación del bienestar. Figuran los parámetros cualitativos que deben ser evaluados durante la duración del protocolo. La suma peso alteraciones, apariencia física y decenas de comportamiento no deben ser superiores a cuatro puntos.
Archivo suplementario 1. Device.STL. por favor haga clic aquí para descargar este archivo.
Archivo suplementario 2. Headpost.STL. por favor haga clic aquí para descargar este archivo.
Discusión
La perturbación sensorial a largo plazo descrita aquí consiste en un desajuste visuo-vestibular producido en ratones comportarse libremente. Para implantar el dispositivo que usan ratones durante 14 días, se realiza una cirugía sencilla y breve con el equipo quirúrgico disponible comercialmente. Ratones se recuperan en menos de 1 h de este procedimiento de implantación de nombre y no asocia signos de angustia de él. Posteriormente, en el ejemplo de aplicación del presente Protocolo, VOR y OKR se miden utilizando la técnica de video-oculography. Sin embargo, este protocolo de aprendizaje a largo plazo inducido por el dispositivo podría utilizarse en una variedad de experimentos in vitro electrofisiología1imagen neuronal y varios ensayos conductuales. La lógica detrás del desarrollo de esta técnica fue inspirada por la metodología basada en el prisma utilizada en seres humanos y monos. Esta técnica, sin embargo, se diferencia porque se deteriora en lugar de visión se modifica. Por lo tanto, constituye (en su forma actual) un caso extremo de desajuste visuo-vestibular. Los autores creen que la información técnica puede ser útil para diseñar una prisma-como la versión del dispositivo o desarrollando específicos restringiendo función dispositivos16.
De una luz (0,9 g) poli (ácido láctico) plástico, el dispositivo principal fue diseñado para caber la cabeza de un ratón adulto joven, lo que permite protección del hocico y dejando bastante espacio lateral para permitir que el novio animal. La parte frontal de este dispositivo expone el extremo del hocico para permitir la alimentación y conductas de la preparación. El dispositivo es un poco opaco, por lo que el animal carece de la visión precisa de los alrededores pero sigue recibiendo estimulación de luminancia. Las implantaciones de rayas y sham son probadas para asegurar que los efectos medidos son debidos principalmente al visuo-vestibular desajuste causado por la señal visual de alto contraste durante los movimientos autogenerados del aparato con bandas y no por propioceptiva modificación (es decir, el peso del dispositivo aplicado en mouse´s cabeza y cuello).
Experimentalmente, los ratones que usaron el dispositivo rayas demostrado un significativo VOR obtener disminución de 50% después del período de aprendizaje; sin embargo, puede haber una variabilidad interindividual para valores de ganancia absoluta. Farsa los ratones mostraron no VOR importante tener alteraciones, demostrando así que la reducción de la VOR es causada por el conflicto sensorial y no por deficiencia motora. Además, ratones jóvenes (< P26) demostró VOR y OKR obtienen valores inferiores a animales mayores17. Por esa razón, edad animal debe tenerse en cuenta al planificar el experimento. Finalmente, los criterios de exclusión mencionados ratones (sección 4.5) están un paso crucial que debe seguirse para garantizar bienestar, así como establecer resultados fiables.
Una de las ventajas de este protocolo es a la vez que ahorra a experimentadores durante el período de aprendizaje, en comparación con otros tipos de protocolos de adaptación VOR/OKR. Hasta ahora, ha sido estudiada adaptación VOR en ratones mediante la fijación de la cabeza y entrenamiento el animal en una giratoria placa giratoria6,8,18,19, que es desperdiciador de tiempo, especialmente cuando muchos de los animales deben ser entrenado. El protocolo presentado permite la formación de varios animales a la vez y ahorra tiempo. Además, en estos experimentos clásicos los entrenamientos son por lo general limitados a 1 h al día, dejando largos periodos de desaprendizaje supuestos causantes de adaptación al ser iterada alternancia de aprendizaje/desaprendizaje con diferentes dinámicas20. Aquí, la fijación de la cabeza del dispositivo permite aprendizaje ininterrumpido. Otra ventaja es que dado que el período de aprendizaje se genera en una situación libre comportamiento cabeza-libre, los ratones son capaces de aprender a través de una serie de movimientos naturales de la cabeza que activamente se generan. En los protocolos clásicos, el animal es fijo de cabeza mientras se gira pasivamente en el plato para que el aprendizaje se produce a un determinado estímulo (una frecuencia, una velocidad)21 que reflejan la gama natural de movimientos de la cabeza. Es importante tener en cuenta que el sistema vestibular codifica diferentemente movimientos cuando se generan activamente por el sujeto o cuando externamente aplicado10; así, los mecanismos celulares en ambas situaciones pueden variar también.
En general, la metodología descrita es adecuada para estudios combinados/in vivo/in vitro sobre adaptaciones sensoriales a largo plazo que ocurren después de un conflicto visual o visuo-vestibular desajuste en comportarse libremente ratones. Conflictos sensoriales son una causa reconocida de enfermedad de movimiento, que es un campo que ha suscitado recientemente el uso de ratones22,23. Recientemente se demostró que la adaptación de ganancia causada por el uso de este dispositivo ofrece protección contra la enfermedad de movimiento cuando se exponen ratones a un estímulo provocador15. Por lo tanto, este protocolo podría utilizarse para identificar los mecanismos celulares subyacentes adaptación a un conflicto sensorial, así como para desarrollar tratamientos contra mareo.
Divulgaciones
Los autores no declaran conflictos de interés.
Agradecimientos
Agradecemos Patrice Jegouzo los dispositivos principales y nombre desarrollo y producción. También agradecemos a P. Calvo, A. Mialot y Idoux E. por su ayuda en el desarrollo de las versiones anteriores del dispositivo y el protocolo VVM.
Este trabajo fue financiado por el Centre Nacional des Etudes Spatiales, el CNRS y la Universidad París Descartes. J. C. y M. B. reciben apoyo de la ANR-13-CESA-0005-02 francés. F. F. B. y M. B. reciben apoyo de la ANR-15-CE32-0007 francés.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Impresora 3D | Ulimaker, EE. UU. | S5 | |
| Tijeras romas | FST | 14079-10 | |
| Catalyst V | Sun Medical, Japón | LX22 | Parkell biomateriales, Kit n° S380 |
| Dentalon Plus | Heraeus | 37041 | |
| Sistema y software de seguimiento ocular | Iscan | ETN200 | |
| Activador verde | Sun Medical, Japón | VE-1 | Parkell biomateriales, Kit n° Monómero S380 |
| Sun Medical, Japón | MF-1 | Parkell biomateriales, Kit n° S380 | |
| Ocrygel | TvmLab | 10779 | Pomada veterinaria oftálmica |
| Polímero tipo L transparente (cemento) | Sun Medical, Japón | TT12F | Parkell biomateriales, Kit n° S380 |
| Sketchup | Trimble | Software de modelado 3D utilizado para el archivo de diseño listo para imprimir del dispositivo | |
| Plato | No disponible comercialmente |
Referencias
- Blazquez, P. M., Hirata, Y., Highstein, S. M. The vestibulo-ocular reflex as a model system for motor learning: what is the role of the cerebellum. Cerebellum. 3 (3), 188-192 (2004).
- Berthoz, A., Jones, G. M., Begue, A. E. Differential visual adaptation of vertical canal-dependent vestibulo-ocular reflexes. Experimental Brain Research. 44 (1), 19-26 (1981).
- Melvill Jones, G., Guitton, D., Berthoz, A. Changing patterns of eye-head coordination during 6 h of optically reversed vision. Experimental Brain Research. 69 (3), 531-544 (1988).
- Anzai, M., Kitazawa, H., Nagao, S. Effects of reversible pharmacological shutdown of cerebellar flocculus on the memory of long-term horizontal vestibulo-ocular reflex adaptation in monkeys. Neuroscience Research. 68 (3), 191-198 (2010).
- Nagao, S., Honda, T., Yamazaki, T. Transfer of memory trace of cerebellum-dependent motor learning in human prism adaptation: a model study. Neural Networks. 47, 72-80 (2013).
- Boyden, E. S., Raymond, J. L. Active reversal of motor memories reveals rules governing memory encoding. Neuron. 39 (6), 1031-1042 (2003).
- Raymond, J. L., Lisberger, S. G. Behavioral analysis of signals that guide learned changes in the amplitude and dynamics of the vestibulo-ocular reflex. Journal of Neuroscience. 16 (23), 7791-7802 (1996).
- Rinaldi, A., et al. HCN1 channels in cerebellar Purkinje cells promote late stages of learning and constrain synaptic inhibition. Journal of Physiology. 591 (22), 5691-5709 (2013).
- Roy, J. E., Cullen, K. E. Dissociating self-generated from passively applied head motion: neural mechanisms in the vestibular nuclei. Journal of Neuroscience. 24 (9), 2102-2111 (2004).
- Cullen, K. E. The vestibular system: multimodal integration and encoding of self-motion for motor control. Trends in Neurosciences. 35 (3), 185-196 (2012).
- Carcaud, J., et al. Long-Lasting Visuo-Vestibular Mismatch in Freely-Behaving Mice Reduces the Vestibulo-Ocular Reflex and Leads to Neural Changes in the Direct Vestibular Pathway. eNeuro. 4 (1), (2017).
- Stahl, J. S. Using eye movements to assess brain function in mice. Vision Research. 44 (28), 3401-3410 (2004).
- de Jeu, M., De Zeeuw, C. I. Video-oculography in mice. Journal of Visualized Experiments. (65), e3971(2012).
- van Alphen, B., Winkelman, B. H., Frens, M. A. Three-dimensional optokinetic eye movements in the C57BL/6J mouse. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 51 (1), 623-630 (2010).
- Idoux, E., Tagliabue, M., Beraneck, M. No Gain No Pain: Relations Between Vestibulo-Ocular Reflexes and Motion Sickness in Mice. Frontiers in Neurology. 9 (918), (2018).
- Yoshida, T., Ozawa, K., Tanaka, S. Sensitivity profile for orientation selectivity in the visual cortex of goggle-reared mice. PloS One. 7 (7), 40630(2012).
- Faulstich, B. M., Onori, K. A., du Lac, S. Comparison of plasticity and development of mouse optokinetic and vestibulo-ocular reflexes suggests differential gain control mechanisms. Vision Research. 44 (28), 3419-3427 (2004).
- Schonewille, M., et al. Purkinje cell-specific knockout of the protein phosphatase PP2B impairs potentiation and cerebellar motor learning. Neuron. 67 (4), 618-628 (2010).
- Kimpo, R. R., Rinaldi, J. M., Kim, C. K., Payne, H. L., Raymond, J. L. Gating of neural error signals during motor learning. eLife. 3, 02076(2014).
- Kimpo, R. R., Boyden, E. S., Katoh, A., Ke, M. C., Raymond, J. L. Distinct patterns of stimulus generalization of increases and decreases in VOR gain. Journal of Neurophysiology. 94 (5), 3092-3100 (2005).
- Hubner, P. P., Khan, S. I., Migliaccio, A. A. Velocity-selective adaptation of the horizontal and cross-axis vestibulo-ocular reflex in the mouse. Experimental Brain Research. 232 (10), 3035-3046 (2014).
- Wang, J., et al. Storage of passive motion pattern in hippocampal CA1 region depends on CaMKII/CREB signaling pathway in a motion sickness rodent model. Scientific Reports. 7, 43385(2017).
- Wang, Z. B., et al. Low level of swiprosin-1/EFhd2 in vestibular nuclei of spontaneously hypersensitive motion sickness mice. Scientific Reports. 7, 40986(2017).
Reimpresiones y permisos
