Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

Artículo de método

Extracción de vesículas extracelulares de todo tejido

15.2K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/59143

⸱

7 de febrero de 2019

 ,  , 
1Department of Biomedical Sciences, Florida State University College of Medicine

En este artículo

Resumen

Presentamos un protocolo detallado para aislar pequeñas vesículas extracelulares (EVs) de tejidos todo, incluyendo a muestras de cerebro y del tumor. Este método ofrece una técnica reproducible para extraer EVs de tejido sólido para mayores análisis aguas abajo.

Resumen

Intersticiales y circulantes unida a la membrana extracelulares vesículas pequeñas (EVs) representan un objetivo prometedor para el desarrollo de ensayos de nuevos biomarcadores diagnóstico o pronóstico y probablemente servir como actores importantes en la progresión de un vasto espectro de enfermedades. La investigación actual se centra en la caracterización de las vesículas segregadas de múltiples células y tipos de tejidos con el fin de mejor comprender el papel de EVs en la patogenia de condiciones incluyendo neurodegeneración, inflamación y cáncer. Sin embargo, globalmente consistente y reproducibles técnicas para aislar y purificar las vesículas permanecen en progreso. Por otra parte, apenas se describen los métodos de extracción de EVs de tejidos sólidos ex vivo . Presentamos un protocolo detallado para extraer pequeños EVs de interés de tejidos entero frescos o congelados, incluyendo a muestras de cerebro y tumor, para mayor caracterización. Demostramos la capacidad de adaptación de este método para múltiples análisis aguas abajo, incluyendo microscopía electrónica y caracterización de immunophenotypic de vesículas, así como cuantitativo spectrometry total de proteínas de EV.

Introducción

Pequeñas vesículas extracelulares (EVs) incluyen exosomas derivados de endosomal y microvesículas de membrana-arrojan pequeñas que son de amplio interés biomédico. EVs pequeño están compuestos por una heterogénea población de vesículas de membrana-limite 50-250 nm que contiene las proteínas biológicamente activas, lípidos y ácidos nucleicos que colectivamente se cree que desempeñan un papel importante en multitud de procesos de la enfermedad. Avance de la investigación ha implicado especialmente estas vesículas en neurodegenerativas y trastornos del prión, procesos infecciosos, condiciones autoinmunes o inflamatorias y el crecimiento del tumor y metástasis1,2,3 , 4 , 5 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13. Investigación Biomédica de rápido crecimiento en la importancia de los vehículos eléctricos en la patogénesis de la enfermedad ha generado un interés paralelo en el desarrollo de métodos reproducibles y riguroso para el aislamiento y purificación de estas vesículas.

Un desafío histórico y actual en EV caracterización ha sido la imposibilidad de separar totalmente pequeñas subpoblaciones de EV. Este reto es en gran parte debido a nuestra limitada comprensión de los diferentes mecanismos moleculares que rigen la biogénesis de diferentes vesículas. Superposición de tamaño, densidad y carga biológica entre subpoblaciones más convolutes estas distinciones. Parte de este reto ha sido también el uso de ampliamente diferentes técnicas de enriquecimiento, proporciona inconsistencia en posteriores análisis de vesículas aisladas en laboratorios y socavando los esfuerzos mundiales para iluminar poblaciones EV categóricas.

Cabe destacar que la mayoría de los EV caracterización se ha realizado de la colección in vitro de cultivo celular sobrenadante, con estudios in vivo más recientes que describen técnicas para aislar las vesículas de fluidos corporales de animales o humanos, incluyendo plasma, orina y la saliva. Mientras que EVs están presente en grandes cantidades en circulación, también reconoció que estas vesículas desempeñan papeles importantes en eventos de comunicación célula a célula y están presentes en el intersticio de los tejidos celulares. En el contexto de cáncer, EVs intersticiales pueden ser particularmente importantes en la modulación del microambiente tumoral para el cáncer siembra y crecimiento metastático14,15. Por lo tanto, es valor en el desarrollo y optimización de técnicas para extraer las vesículas de muestras de tejidos sólidos. Estos métodos proporcionarán un medio directamente estudiar órgano - o tumor derivado de EVs de muestras clínicas, incluyendo pequeñas biopsias y resecciones parcial o total del órgano.

En este estudio y en un informe anterior publicado por nuestro laboratorio16, apuntamos a las preocupaciones de varios principales actuales en la metodología del enriquecimiento de EV: 1) para describir una técnica reproducible para aislar y purificar EVs a los más altos estándares en la actualidad aceptado en el campo; 2) para intentar aislar pequeñas subpoblaciones EV altamente enriquecidas en exosomas derivados de endosomal; y 3) para proporcionar un protocolo para la extracción de estas vesículas de muestras de tejido sólido con el fin de más caracterización.

Recientemente, Kowal y colegas describieron un gradiente de densidad de iodixanol relativamente pequeños para separar y purificar EV subpoblaciones con mayor eficacia que el de gradientes de densidad de sacarosa comparable17. En el estudio citado, EVs derivados de células dendríticas capturadas en una fracción de densidad relativamente constante con una densidad de 1,1 g/mL, fueron altamente enriquecidos en proteínas endosomal creídas que es más consistente con una alta proporción de exosomas presente en este fracción. Según los autores, estas proteínas de "buena fe" exosomal incluyen el gen de susceptibilidad tumoral 101 (TSG101), syntenin-1, CD81, ADAM10, EHD4 y varias de las proteínas anexina17. Hemos adaptado más adelante esta técnica para tener éxito un método de la disociación del tejido descrito por Perez-Gonzalez et al18 y un protocolo posterior centrifugación diferencial para aislar todo derivado del cerebro EVs16. También hemos demostrado la utilidad de este método en la caracterización de proteomas EV combinando un protocolo secuencial descendente espectrometría cuantitativa y comparativa de proteína vesicular, descrita previamente por nuestro laboratorio19. Este trabajo en paralelo desde el laboratorio de Hill, en el cual se enriquecieron EVs de la corteza frontal del cerebro20.

En este estudio, elaborar sobre esta técnica y ampliar la aplicación del protocolo recientemente publicado de nuestro laboratorio para el aislamiento de EVs de tumores sólidos de pulmón. A nuestro conocimiento, éste es el primer estudio que describe un protocolo para enriquecer EVs de ex vivo especímenes de tumor. Dado el interés generalizado en EVs como nuevos biomarcadores diagnóstico y su papel en la tumorigénesis, este método probablemente resultará valioso para un número creciente de investigadores científicos. Desde una perspectiva clínica, EVs intersticiales podrían albergar gran valor diagnóstico, especialmente en muestras donde se limita la evaluación histologic. Nuestra esperanza es que el método descrito aquí proporcionará una base para una técnica reproducible cosecha EVs de frescos o congelados animales o humanos especímenes quirúrgicos, allanando el camino para el trabajo futuro a descubrir el importante papel en la patogénesis de la enfermedad estos pequeños las vesículas pueden jugar.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

Cerebro entero se obtuvieron con la aprobación del uso Animal institucional y Comité de cuidado (IACUC) de la Universidad Estatal de Florida. Un total de doce cerebros de ratón (3 cerebros de cada grupo de edad: 2, 4, 6 y 8 meses) de un J C57BL/6 fondo fueron utilizados para la extracción de EV, como se describió anteriormente16. Especímenes de tumor de pulmón fueron generosamente donados por Dr. Mandip Sachdeva bajo aprobación de Florida agrícola y mecánica de la Universidad de IACUC. Tumores pulmonares se derivan de la línea celular de adenocarcinoma humano H1975 en ratones nude de inmunodeficientes Balb/c nu/nu. Datos de dos repeticiones de tumor representativas se destacan en este estudio.

Nota: Una descripción esquemática del método de aislamiento y purificación de vesícula se proporciona en la figura 1.

1. tejido disociación y centrifugación diferencial

  1. Preparar 10 mL de tampón de disociación (10 mg de papaína 5,5 mM de L-cisteína 67 μm 2-Mercaptoetanol; 1,1 mM EDTA) en medio de Hibernate-E por aproximadamente 0.4-1.0 g de tejido. Tenga en cuenta que todas las soluciones utilizadas para la purificación y enriquecimiento de EV deben ser diluidas en agua ultrapura de filtrado.
  2. Añadir tejido entero fresco o congelado a buffer de disociación en un tubo cónico de 50 mL e incubar en un agua caliente baño María a 37 ° C durante 20 min tejido se puede cortar en fragmentos más pequeños antes de la incubación si es necesario.
  3. Después de la incubación, añadir inhibidores de proteasa y fosfatasa para una concentración final de 1 x en el búfer de disociación que contiene el tejido.
  4. Vierta la solución que contiene el tejido en un homogeneizador de Dounce suelta de ajuste y disociar suavemente el tejido usando aproximadamente 30 movimientos lentos por muestra. El número de trazos puede ajustarse en base a la consistencia del tejido.
  5. Tejido de transferencia disociada en tampón a un tubo cónico de 50 mL y centrifugar a 500 x g durante 5 min a 4 ° C para que sedimenten las células y los restantes fragmentos de tejido fibroso o cohesivo.
  6. Transferir el sobrenadante a un tubo cónico de 50 mL limpio y centrifugar a 2.000 x g por 10 min a 4 ° C de la pelotilla y desechar detritos celulares grandes.
  7. Transferir nuevamente el sobrenadante a un tubo cónico de 50 mL limpio y centrifugar a 10.000 x g durante 40 min a 4 ° C para que sedimenten las vesículas más grandes no deseadas o cuerpos apoptóticos pequeño.
    Nota: Este pellet puede guardarse para un estudio adicional de vesículas más grandes si se desea.
  8. Decantar el sobrenadante con filtro 0.45 μm en un tubo de 12 mL limpia ultracentrifugación.
    Nota: Las muestras de tejido denso fibrótico pueden no fácilmente filtradas. Estas muestras pueden ser filtradas a través de un tamiz de célula 40 μm, luego pasa a través de agujas pequeñas en serie (18 G, 20 G, 22 G) antes de pasar el filtro de 0.45 μm.
  9. Ultracentrífuga la muestra a 100.000 x g durante 2 h a 4 ° C para que sedimenten EVs pequeño.
  10. Decantar el sobrenadante y dejar los tubos de ultracentrifugación invertidos durante 5-10 min., aprovechando con frecuencia para eliminar el líquido residual en los lados de los tubos. Líquido residual se puede aspirar con una aspiración vacío pipeta.
  11. Vuelva a suspender los pellets de EV en 1,5 mL de tampón de sucrosa de 0.25 M (10 mM Tris, pH 7.4). Es importante asegurar la completa resuspensión de la pelotilla en este paso. Para ello, cubra los tubos con parafilm antes Vortex EVs en solución. Los tubos de la ultracentrífuga durante 15-20 min a temperatura ambiente antes de una mezcla final de vórtice de la roca.
  12. Brevemente centrifugar los tubos a una velocidad no mayor de 1.000 x g para recuperar la suspensión líquida en la parte inferior del tubo.
  13. Continúe con los pasos de purificación gradiente abajo, o si es necesario, almacenar EV suspensión a 4 ° C durante la noche.

2. purificación de gradiente de densidad

  1. Añadir 1,5 mL de iodixanol 60% (solución stock en agua) en el búfer de sacarosa/Tris de 1,5 mL conteniendo EVs para crear una solución final que contiene 30% iodixanol. Pipeta para arriba y abajo varias veces para homogeneizar la solución. Tenga cuidado para evitar perder la solución en la punta de la pipeta, como el iodixanol alta concentración es bastante viscosa.
  2. Transferir la solución de tampón 30% iodixanol con EVs para la parte inferior de un tubo de ultracentrifugación de 5,5 mL.
  3. Preparar por lo menos 1,5 mL de soluciones de iodixanol 20% y 10% por ejemplo en agua ultrapura de la 60% iodixanol solución.
  4. Miden 1,3 mL de 20% iodixanol y cuidadosamente capa sobre la capa de degradado de fondo usando una jeringa y una aguja de 18 G. Para evitar mezclar las capas en la interfaz de densidad, mantener el bisel de la aguja en contacto con el interior del tubo de ultracentrifugación justo por encima del menisco y añadir la solución gota a gota.
  5. Capa de 1,2 mL de solución 10% iodixanol encima de la capa de iodixanol 20% usando la misma técnica que el anterior.
  6. Cuidadosamente el balance y cargar los tubos de ultracentrifugación en cubos de rotor y centrífuga de un rotor de columpio-cubo a 268.000 x g por 50 min a 4 ° C. Establecer las velocidades de aceleración y deceleración de la centrífuga en los tipos mínimos permitidos para evitar la interrupción de las capas de densidad.
  7. Etiqueta de diez tubos de microcentrífuga de 1,5 mL para cada muestra que corresponden a fracciones de 1 a 10 de la gradiente de densidad. Fracción 1 se designa como la fracción superior que primero desaparecerá, mientras que la fracción 10 es la fracción de fondo último eliminada.
  8. Una vez terminada la ultracentrifugación en gradiente, suavemente Quite los tubos de los cubos de rotor y coloque en un soporte estable. A menudo se verá una visible banda de vesículas en la fracción de interés. Pipetear 10 fracciones seriales de 490 μl de la parte superior del gradiente en los tubos correspondientes. Habrá una pequeña cantidad de líquido restante en la parte inferior del tubo que contiene probablemente proteínas contaminantes. Esta muestra puede ser descarta, o conservada como fracción 11 si lo desea.
  9. Medir los índices de refracción de fracciones utilizando un refractómetro. Esto también puede realizarse con un gradiente de control ejecutar en paralelo si es necesario la conservación de la muestra. Pipetear 20-30 μl de cada fracción contiene iodixanol sobre la superficie del refractómetro y estimar la densidad mediante la comparación de los índices de refracción para densidades de iodixanol conocido. Tenga en cuenta que fracciones se pueden almacenar durante la noche en la solución que contiene iodixanol si es necesario antes de proceder a la siguiente etapa de lavado de ultracentrifugación.
  10. Transfiera cada fracción al tubo limpio 12 mL de ultracentrifugación. Añadir 5 mL de 1 x solución salina con tampón fosfato (PBS; 137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM de Na2HPO4, 2 mM KH2PO4, pH 7.4) para el tubo y mezclar mediante pipeteo lentamente arriba y abajo.
    Nota: PBS ha añadido a las muestras debe estar libre de partículas, garantizada por filtrado de PBS estéril a través de un filtro de 0,22 μm y almacenar a temperatura ambiente para evitar la precipitación de sales.
  11. Añadir un adicional 6 mL de 1 x PBS a la parte superior y otra vez la mezcla con cuidado.
  12. Ultracentrífuga los tubos a 100.000 x g durante 2 h a 4 ° C para volver a pellets pequeñas vesículas. Decantar el sobrenadante y toque los tubos secos antes de lisis de vesículas para análisis de proteínas (paso 3) o re-suspensión de los vehículos eléctricos para análisis morfológico (paso 5).

3. lisis y confirmación del Immunoblot de proteínas EV

Nota: Si se desea la preservación de todas vesículas para la caracterización morfológica o actividad biológica, los investigadores pueden proceder directamente al paso 5. En los experimentos iniciales, o antes de análisis de espectrometría de masas, deben analizarse todas aquellas fracciones recuperadas por el immunoblot para confirmar fracciones con proteínas de la EV.

  1. Para lyse EVs para análisis de proteínas, añadir 40 μl de tampón de lisis fuerte (5% SDS, 10 mM EDTA, 120 mM Tris-HCl pH 6.8, 2.5% 2-Mercaptoetanol, urea de 8 M) con la adición de inhibidor de la proteasa a pellet de EV en tubo de ultracentrífuga.
    Nota: Si las condiciones no reductoras se desean para la detección de anticuerpos de proteínas, sustituir agua ultrapura para el 2-Mercaptoetanol en el buffer de lisis fuerte.
  2. Asegurar la completa resuspensión del pellet y lisis de EVs en tampón colocando parafilm sobre la ultracentrifugación tubo Vortex vigorosamente, luego mecer por 20 min a temperatura ambiente antes de un vórtice final.
  3. Centrifugar brevemente a 1.000 x g durante 30-60 s para recuperar el volumen de la muestra entera. Transferir la muestra a un tubo nuevo de microcentrífuga de 1,5 mL y conservar a-20 ° C a-80 ° C hasta el procesamiento posterior.
  4. Preparación purificada lisados para el análisis de immunoblot, añadir 5 x Laemmli el tampón de muestra (10% SDS, 250 mM Tris pH 6.8, azul de bromofenol de 1 mg/mL 0,5 M TDT, glicerol 50%, 5% 2-Mercaptoetanol) para las muestras a una concentración final de 1 x.
    Nota: Si se desean que las condiciones no reductoras, reemplace la TDT y 2-Mercaptoetanol con agua ultrapura.
  5. Si todo tejido homogeneizado se desean que los controles, lisar el tejido en la urea que contiene fuerte tampón de lisis detallado arriba con inhibidor de la proteasa, luego centrifugar a 10.000 x g por 10 min, descartar el resto matriz extracelular, las células enteras, o detritos celulares intactas. Añadir 5 x Laemmli tampón para el homogeneizado de tejido para una concentración final de 1 x.
  6. Hervir el tampón de muestra que contiene muestras de homogeneizado de tejido o EV a 95 ° C durante 5-10 min., luego un volumen igual de la carga (desde el equivalente de 0,1 a 0,3 g de a partir de material tejido, 1-2 μg de la proteína purificada de EV) de fracciones 1-10 en un gel de SDS-PAGE 10%. Carga igual masa de tejido homogeneizado. Mayor volumen de muestras puede ser necesaria para la detección de anticuerpos menos sensibles.
  7. Proceda con el análisis de Western blot y electroforesis en gel de anteriormente detallada21 para confirmar las proteínas de la EV en los lisados purificadas y comparar la abundancia relativa de la EV en fracciones.
    Nota: Una vez que la proteína EV ha demostrado reproducible en fracciones constantes, el lavado de ultracentrifugación final descrito en paso 2.12 puede limitarse a gradiente fracciones de interés.

4. EV cuantificación de proteína

  1. Utilizar un análisis basado en la fluorescencia compatibles con detergente y urea si sensible cuantificación de proteínas de EV es deseada para su posterior análisis (véase Tabla de materiales). Tenga en cuenta que algunos ensayos de fluorescencia son compatibles con el azul de bromofenol en Tampón Laemmli, facilitando la lisis directa de la pelotilla de EV (en paso 2.12) en este tampón si se prefiere.
  2. Si se utiliza el kit de cuantificación de dicha proteína de fluorescencia, punto 1 μl de muestra o estándar en por lo menos duplicar en el papel filtro siempre y seguir cuantificación de proteína según las instrucciones del fabricante.

5. Caracterización de la morfología de EV

  1. Para examinar todo vesículas después de la centrifugación final lavado en paso 2.12, cuidadosamente vuelva a suspender EV sedimento en partícula-libre 1 x PBS. Tienda de EVs a 4 ° C durante no más de una semana hasta el procesamiento para evitar ciclos de congelación-descongelación.
    Nota: Es beneficioso que previamente han confirmado constantemente que contiene proteína EV enriquecida por el análisis de immunoblot para limitar el análisis morfológicos a fracciones de interés fracciones.
  2. Realizar nanopartículas seguimiento análisis sobre todo muestras de EV para determinar la concentración y tamaño de las vesículas en preparaciones, como anteriormente detallada22.
  3. Caracterizar la morfología de EV y confirmar las mediciones de tamaño por microscopia electrónica de las vesículas, si lo desea. Rejillas de EM se pueden preparar de suspensiones de vesícula después paso 5.123, o alternativamente pueden procesarse como bloque preparados24 de pellets siguiendo paso 2.12.

6. en gel de purificación y digestión de la tripsina para el análisis de espectrometría de masas

  1. Si se desea caracterización de proteomas de EV por espectrometría de masa, carga igual masa (por lo menos 10 μg de proteína) de las fracciones que contienen EVs en un gel de poliacrilamida prefabricado para separar y purificar las proteínas. Geles premoldeados suministrado fabricante son las preferidas para reducir los niveles de proteínas (por ejemplo, queratina) en las muestras de contaminantes potenciales.
  2. Ejecutar la muestra por lo menos 0,5 pulgadas en el gel de poliacrilamida para la purificación de la proteína, luego fijar y tinción con Coomassie tinte, como se ha descrito en detalle25.
  3. Cortar los carriles en 1 mm3 cubos para la digestión de tripsina, como anteriormente detallada19,26.
  4. Carga 5 μl de la muestra de péptido digerido en instrumento de LC-MS/MS para la separación en la columna analítica y análisis posterior por espectrometría de masas según los parámetros especificados en detalle16.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

Un Resumen esquemático de la disociación del tejido, centrifugación diferencial y gradiente purificación de vesículas se muestra en la figura 1. La confirmación morfológica e immunophenotypic de EVs purificada de gradiente se destaca en la figura 2. Muestra un diagrama de densidades reproducibles después de ultracentrifugación de la gradiente de iodixanol 10-30%, con dos poblaciones distintas vesículas migran hacia arriba a fracc...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

Interés tanto científico se ha generado con respecto a los roles que EVS pequeño jugar en el microambiente del tumor, así como en función, maduración y desarrollo del órgano. En general, este estudio proporciona un flujo de trabajo optimizado para la extracción de EVs intactos de todo el cerebro o las muestras de tumor. Mientras que aquí simplemente se demuestra la aplicabilidad de esta técnica a pulmón tumor derivado de EVs, este método podría ser adaptado para el trabajo en otros tejidos sólidos, proporcionando oportun...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Los autores agradecen el Dr. Richard Nowakowski y Florida estado Universidad laboratorio de los recursos para proveer y cuidar de los animales utilizados para desarrollar este protocolo, respetuosamente. Agradecemos a Liu Xia, Dr. Rakesh Singh y la Florida Universidad traslacional ciencia Laboratorio Estatal de asistencia con el trabajo de espectrometría de masas utilizado para la caracterización de aguas abajo de la vesícula, así como la posibilidad de recurso de la proyección de imagen de ciencia biológico CEI de el uso del microscopio electrónico de transmisión en este estudio. Finalmente, agradecemos a Dr. Mandip Sachdeva (Florida A & M University) para la donación de las muestras de tumor en el desarrollo de este método. Este estudio fue apoyado por subvenciones de la Florida Departamento de la salud Ed Ethel Moore Alzheimer Enfermedad programa de investigación y concedió a D.G.M. y J.M.O (6AZ11) y el Instituto Nacional del cáncer de los institutos nacionales de salud premio con el número R01CA204621 otorgado a la D.G.M.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
0,45 y micro; filtro mVWR28145-505
Tubos ultracentrífugos de 12 mLBeckman Coulter331372
tubos de ultracentrífuga de 5,5 mLBeckman Coulter344057
anticuerpo anti-AlixSanta Cruzsc-7129
anticuerpo anti-CalnexinSanta Cruzsc-11397
anticuerpo anti-CD63Abcamab59479
anticuerpo anti-CD81Santa Cruzsc-9158
anticuerpo anti-Flotillina 2Santa Cruzsc-25507
anti-HSC70 anticuerpoSanta Cruzsc-7298
anti-Sintenina-1Santa Cruzsc-100336
anticuerpo anti-TSG101Santa Cruzsc-7964
EZQ kit de cuantificación de proteínasThermoFisher ScientificR33200
FA-45-6-30 rotor Microscopio electrónico Eppendorf5820715006
FEI CM120Microscopía
cabra anti-conejo IgG (fragmento Fab)Genetex27171
Inhibidor de la fosfatasa HALT (solución 100x)ThermoFisher Scientific78420
Inhibidor de la proteasa HALT (solución 100x)ThermoFisher Scientific78438
Hibernación E medioThermoFisher ScientificA1247601
MLS-50 rotor de cubeta oscilanteBeckman Coulter367280
NanoSight LM10Malvern
Optima MAX-XP Ultracentrífuga de sobremesa Ultracentrífuga Beckman Coulter393315
Optima XE-100Beckman CoulterA94516
OptiprepSigmaD155660% de yodixanol en solución de agua estéril
Q Exactive HF Espectrómetro de masasThermoFisher Scientific
conejo anticabra IgGGenetex26741
conejo antiratón IgGGenetex26728
Refracto 30PX (refractómetro)Mettler Toledo51324650
S-4-104rotor Eppendorf5820759003
SW 41 Ti cuchara oscilante RotorBeckman Coulter333790
Centrífuga de sobremesa 5804REppendorf22623508
TSS de

Referencias

  1. Bobrie, A., Colombo, M., Raposo, G., Théry, C. Exosome secretion: molecular mechanisms and roles in immune responses. Traffic. 12 (12), 1659-1668 (2011).
  2. Théry, C., Zitvogel, L., Amigorena, S. Exosomes: composition, biogenesis and function. Nature Reviews Immunology. 2 (8), 569-579 (2002).
  3. Howitt, J., Hill, A. F. Exosomes in the Pathology of Neurodegenerative Diseases. Journal of Biological Chemistry. 291 (52), 26589-26597 (2016).
  4. Sardar Sinha, M., et al. Alzheimer's disease pathology propagation by exosomes containing toxic amyloid-beta oligomers. Acta Neuropathologica. 136 (1), 41-56 (2018).
  5. Meckes, D. G., Raab-Traub, N. Microvesicles and viral infection. Journal of Virology. 85 (24), 12844-12854 (2011).
  6. Meckes, D. G. Exosomal communication goes viral. Journal of Virology. 89 (10), 5200-5203 (2015).
  7. Schorey, J. S., Cheng, Y., Singh, P. P., Smith, V. L. Exosomes and other extracellular vesicles in host-pathogen interactions. EMBO Reports. 16 (1), 24-43 (2015).
  8. Zhang, X., et al. Exosomes in cancer: small particle, big player. Journal of Hematology Oncology. 8, 83(2015).
  9. Janas, A. M., Sapoń, K., Janas, T., Stowell, M. H. Exosomes and other extracellular vesicles in neural cells and neurodegenerative diseases. Biochimica et Biophysica Acta. 1858 (6), 1139-1151 (2016).
  10. Chahar, H. S., Bao, X., Casola, A. Exosomes and Their Role in the Life Cycle and Pathogenesis of RNA Viruses. Viruses. 7 (6), 3204-3225 (2015).
  11. Pegtel, D. M., Peferoen, L., Amor, S. Extracellular vesicles as modulators of cell-to-cell communication in the healthy and diseased brain. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 369 (1652), (2014).
  12. Raposo, G., et al. B lymphocytes secrete antigen-presenting vesicles. Journal of Experimental Medicine. 183 (3), 1161-1172 (1996).
  13. Katsiougiannis, S. Extracellular Vesicles: Evolving Contributors in Autoimmunity. Forum on immunopathological diseases and therapeutics. 6 (3-4), 163-170 (2015).
  14. Costa-Silva, B., et al. Pancreatic cancer exosomes initiate pre-metastatic niche formation in the liver. Nature Cell Biology. 17 (6), 816-826 (2015).
  15. Hoshino, A., et al. Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis. Nature. 527 (7578), 329-335 (2015).
  16. Hurwitz, S. N., et al. An optimized method for enrichment of whole brain-derived extracellular vesicles reveals insight into neurodegenerative processes in a mouse model of Alzheimer's disease. Journal of Neuroscience Methods. 307, 210-220 (2018).
  17. Kowal, J., et al. Proteomic comparison defines novel markers to characterize heterogeneous populations of extracellular vesicle subtypes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 113 (8), 968-977 (2016).
  18. Perez-Gonzalez, R., Gauthier, S. A., Kumar, A., Levy, E. The exosome secretory pathway transports amyloid precursor protein carboxyl-terminal fragments from the cell into the brain extracellular space. Journal of Biological Chemistry. 287 (51), 43108-43115 (2012).
  19. Hurwitz, S. N., Meckes, D. G. An Adaptable Polyethylene Glycol-Based Workflow for Proteomic Analysis of Extracellular Vesicles. Methods in Molecular Biology. 1660, 303-317 (2017).
  20. Vella, L. J., et al. A rigorous method to enrich for exosomes from brain tissue. Journal of Extracellular Vesicles. 6 (1), 1348885(2017).
  21. Hurwitz, S. N., et al. CD63 Regulates Epstein-Barr Virus LMP1 Exosomal Packaging, Enhancement of Vesicle Production, and Noncanonical NF-.κB Signaling. Journal of Virology. 91 (5), (2017).
  22. Hurwitz, S. N., Conlon, M. M., Rider, M. A., Brownstein, N. C., Meckes, D. G. Nanoparticle analysis sheds budding insights into genetic drivers of extracellular vesicle biogenesis. Journal of Extracellular Vesicles. 5, 31295(2016).
  23. Lässer, C., Eldh, M., Lötvall, J. Isolation and characterization of RNA-containing exosomes. Journal of Visualized Experiments. (59), e3037(2012).
  24. Jung, M. K., Mun, J. Y. Sample Preparation and Imaging of Exosomes by Transmission Electron Microscopy. Journal of Visualized Experiments. (131), (2018).
  25. Meckes, D. G. Affinity purification combined with mass spectrometry to identify herpes simplex virus protein-protein interactions. Methods in Molecular Biology. 1144, 209-222 (2014).
  26. Rider, M. A., Hurwitz, S. N., Meckes, D. G. ExtraPEG: A Polyethylene Glycol-Based Method for Enrichment of Extracellular Vesicles. Scientific Reports. 6, 23978(2016).
  27. Lötvall, J., et al. Minimal experimental requirements for definition of extracellular vesicles and their functions: a position statement from the International Society for Extracellular Vesicles. Journal of Extracellular Vesicles. 3, 26913(2014).
  28. Thakur, B. K., et al. Double-stranded DNA in exosomes: a novel biomarker in cancer detection. Cell Research. 24 (6), 766-769 (2014).
  29. Balaj, L., et al. Tumour microvesicles contain retrotransposon elements and amplified oncogene sequences. Nature Communications. 2, 180(2011).
  30. Skog, J., et al. Glioblastoma microvesicles transport RNA and proteins that promote tumour growth and provide diagnostic biomarkers. Nature Cell Biology. 10 (12), 1470-1476 (2008).
  31. Zhang, H., et al. Identification of distinct nanoparticles and subsets of extracellular vesicles by asymmetric flow field-flow fractionation. Nature Cell Biology. 20 (3), 332-343 (2018).
  32. Zijlstra, A., Di Vizio, D. Size matters in nanoscale communication. Nature Cell Biology. 20 (3), 228-230 (2018).
  33. Meehan, B., Rak, J., Di Vizio, D. Oncosomes - large and small: what are they, where they came from. Journal of Extracellular Vesicles. 5, 33109(2016).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

Extracción de tejidosaislamiento de EVultracentrifugacióngradiente de densidadgradiente de iodixanolpurificación de vesículasmicroscopía electrónicaWestern blotseguimiento de nanopartículas
Extracción de vesículas extracelulares de todo tejido
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Términos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.