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Artículo de método

Evaluación de las preferencias del saltamontes dorsiblanco que se alimenta de arroz

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DOI:

10.3791/59323

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23 de mayo de 2020

 ,  , 
1Agricultural Genomics Institute at Shenzhen, Chinese Academy of Agricultural Sciences

En este artículo

Resumen

Este estudio presenta un método simple y factible para evaluar la resistencia no preferencial a los saltamontes de espalda blanca que se alimentan de arroz en condiciones de laboratorio. Se discute la mejora de las estrategias y la composición del método actual de identificación de la resistencia a los saltamontes de espalda blanca y marrón.

Resumen

La explotación de los recursos de germoplasma de arroz resistente a los insectos y los genes relacionados es la necesidad primordial para el mejoramiento de variedades resistentes a los insectos, pero la precisión de la identificación de los fenotipos de arroz resistentes a los insectos es una dificultad importante. Es urgente desarrollar un nuevo método o mejorar los métodos existentes para detectar la resistencia del arroz a los insectos. Este artículo describe un método simple y factible para evaluar la resistencia del arroz al saltamontes de espalda blanca ( WBPH), Sogatella furcifera, en el laboratorio. La preferencia de los WBPH adultos que se alimentan o habitan en plantas de arroz en maduración se analiza continuamente mediante comparación por pares. Los cambios dinámicos de los WBPH en las plantas de arroz se registran y comparan como un índice de identificación de resistencia. El método actual es simplemente operable y fácilmente observable y tiene un ciclo corto. El uso de este método podría extenderse para investigar la preferencia de alimentación y oviposición de hemípteros similares, como el saltamontes marrón (BPH), Nilaparvata lugens (Stål).

Introducción

El arroz es un alimento básico para más de un tercio de la población mundial, y más del 90% del arroz se produce y consume en Asia 1,2. El WBPH y el BPH son las plagas más destructivas del arroz y una amenaza sustancial para la producción de arroz3. Desde el punto de vista del costo y el medio ambiente, el cultivo y la aplicación de arroz resistente a los insectos es el enfoque más eficaz para controlar el daño causado por los saltamontes 4,5,6. En consecuencia, el cribado de los recursos de germoplasma de arroz resistente es un requisito previo clave para el mejoramiento de arroz resistente a los insectos. La precisión en la identificación del fenotipo resistente al arroz es útil para el mapeo fino y la investigación funcional adicional de los genes objetivo. Sin embargo, la identificación fenotípica se ha convertido en una dificultad importante debido a la complejidad del mecanismo de resistencia. La resistencia del arroz a las plagas se puede dividir en tres tipos, a saber, antibiosis, tolerancia y no preferencia7. Cada tipo refleja un aspecto diferente del mecanismo de resistencia del arroz a las plagas. En la actualidad, el método más utilizado para el cribado de la resistencia a los saltamontes es la técnica estándar de cribado en caja de semillas (SSST), que puede utilizarse para identificar rápidamente la resistencia fenotípica de un gran número de plantas de arroz y obtener líneas de germoplasma resistentes candidatas en poco tiempo8.

Sin embargo, el método SSST solo refleja la resistencia del arroz en la etapa de plántula y es más efectivo para evaluar los mecanismos de resistencia de tipo tolerancia. La resistencia del arroz a los insectos también se refleja en las antibiosis, como la tasa de supervivencia de las ninfas, la duración de las ninfas y la tasa de eclosión de los huevos, y en las no preferencias, como el hábitat, la alimentación y la preferencia de oviposición9. Además, el rendimiento de las plántulas de arroz para la resistencia a menudo no es muy estable. Con el crecimiento de las plantas, la resistencia tiende a ser más estable. Por lo tanto, el método SSST no puede reflejar completamente el nivel de resistencia del arroz. Además, la resistencia del arroz a las plagas varía en las diferentes etapas de crecimiento, y existen diferencias obvias en los mecanismos de resistencia entre las plántulas y las plantas maduras. Los estudios han demostrado que la maduración de las plantas de arroz puede liberar metabolitos secundarios volátiles para evitar la infestación por plagas de insectos, que se manifiestan por la no selectividad del insecto en la alimentación u oviposición en la planta de arroz10,11. Este es también un tipo muy crítico de mecanismo de resistencia, que desempeña un papel importante en la prevención de plagas de insectos y garantiza el rendimiento del arroz en la madurez.

En la actualidad, la identificación de la resistencia del arroz por la no preferencia sigue siendo un desafío. En este caso, actualmente se utilizan dos enfoques principales. Por un lado, los saltamontes y las plantas de arroz se colocan en una jaula cuadrada de red de nailon12. Aunque se considera que este enfoque es relativamente eficiente para llevar a cabo experimentos en múltiples líneas de arroz simultáneamente, requiere un espacio experimental más grande y, por lo tanto, causa algunas dificultades en la observación y el conteo debido a los materiales de red de nailon no transparentes. Por otro lado, el método del olfatómetro de tubo en Y se utiliza en experimentos de selección de insectos de acuerdo con la diferencia en las sustancias volátiles liberadas por el arroz. Este método facilita la observación debido a su envase de vidrio14. Uno de los principales factores limitantes de este método es que solo puede juzgar el olor volátil, y también tiene un requisito estricto sobre la estanqueidad de los dispositivos experimentales y lleva mucho tiempo.

En este artículo, describimos un método mejorado para evaluar la resistencia de la planta de arroz a los WBPH, que es simple de operar y fácil de observar. Este método también se puede utilizar para estudiar el hábitat, la alimentación y el comportamiento de preferencia por oviposición de los BPH y otras plagas hemípteras.

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Protocolo

1. Preparación de saltamontes, plantas de arroz y la jaula de cloruro de polivinilo.

  1. Saltamontes
    1. Cría WBPH en macollos de una variedad de arroz susceptible llamada Taichung Native 1 (TN1) en jaulas a prueba de insectos y déjalos reproducirse naturalmente durante generaciones. Elija hembras adultas de alas largas recién emergidas para realizar más experimentos.
      NOTA: Los WBPH fueron proporcionados por el Instituto de Genómica Agrícola de Shenzhen, Academia China de Ciencias Agrícolas.
  2. Plantas de arroz
    1. Remoje las semillas de cada línea de arroz en agua y colóquelas en una habitación climatizada con parámetros establecidos en 28 ° C, 75%-80% de humedad relativa (HR) y ciclos de 14 h de luz/10 h de oscuridad durante 2 días hasta la germinación.
    2. Siembre 30 semillas germinadas de cada línea de arroz probada de manera uniforme en una caja de semillas de plástico (20 cm [largo] x 15 cm [ancho] x 10 cm [alto]) que se llena con tierra de arroz a una profundidad de 3-4 cm.
    3. Cubra las semillas con una capa delgada de tierra fina y seca; Luego, humedece la tierra seca con agua.
    4. Coloque la caja de semillas en una jaula a prueba de insectos de malla 200 (75 cm [largo] x 75 cm [ancho] x 75 cm [alto]) a 28 °C, con 75%-80% HR y un tratamiento de ciclo de 14 h de luz/10 h de oscuridad en una habitación climatizada. Riegue todos los días para mantener la tierra húmeda. Continúe cultivando las plantas durante 7 días, hasta que hayan alcanzado la etapa de dos a tres hojas.
    5. Elija 20 plántulas con un potencial de crecimiento similar, trasplante las plántulas a macetas de plástico de 10 cm de diámetro (una plántula por maceta) con un agujero en la parte inferior.
    6. Colocar las macetas en una jaula a prueba de insectos de malla 200 (75 cm [largo] x 75 cm [ancho] x 75 cm [alto]) a 28 °C, con 75%-80% HR y un tratamiento de ciclo de 14 h luz/10 h oscuridad en una sala climatizada, con agua en el fondo de la bandeja, durante unos 30 días de crecimiento hasta que alcancen la etapa de ahijamiento con uno o dos macollos.
    7. Recorte las plantas de arroz a un cultivador 48 h antes de comenzar el experimento.
  3. Jaula cilíndrica de cloruro de polivinilo
    1. Obtener cloruro de polivinilo (PVC) transparente con unas dimensiones de 120 cm x 90 cm y un espesor de 0,5 mm.
    2. Conviértalo en una estructura cilíndrica con una altura de 90 cm y un diámetro de 35 cm.
    3. Use una grapadora para fijar el área de superposición en ambos extremos del cilindro. Asegúrese de que el área de superposición sea de unos 90 cm de largo y 10 cm de ancho.
    4. Selle toda el área de superposición desde la periferia del cilindro con cinta sensible a la presión.
      NOTA: Asegúrese de que la jaula cilíndrica se pueda colocar vertical al suelo y que no haya un espacio obvio entre la jaula y el suelo.
    5. Corte 200 redes de nylon de malla, cada una con dimensiones de 50 cm x 50 cm; Prepare lo suficiente para los pasos siguientes.
    6. Consigue bandas elásticas adecuadas; Asegúrese de que el diámetro sea de aproximadamente 1,5 mm y que la circunferencia sea de al menos 32 cm cuando la banda esté contraída.

2. Tratamiento de insectos y arroz

  1. Coloque una bandeja de plástico redonda con un diámetro de 28 cm y una altura de 10 cm sobre un suelo plano de hormigón en una habitación climatizada con ajustes de parámetros como se describe en el paso 1.2.6.
    NOTA: Si el piso del invernadero es de tierra, busque una superficie lo más plana posible para asegurarse de que la bandeja quede plana.
  2. Elija dos ollas de diferentes líneas de arroz (del paso 1.2.7) y colóquelas en la bandeja, una al lado de la otra, y llene la bandeja de plástico con suficiente agua.
  3. Cubra las dos ollas de arroz de prueba con la jaula cilíndrica hecha en el paso 1.3.4.
  4. Coloque un trozo de red de nailon (del paso 1.3.5) encima de la jaula.
    NOTA: Las dos ollas de arroz en la jaula se pueden usar como un grupo; Repita 15 series de cada grupo. Coloque las ollas de arroz al azar en posición y dirección, pero trate de asegurarse de que las hojas de las dos plantas de arroz no se toquen.
  5. Utilice una trampa de succión hecha a mano para recolectar 40 hembras adultas de WBPH recién emergidas (consulte la sección 1.1).
  6. Coloque los adultos WBPH en un tubo de vidrio (con un diámetro de 2 cm y una altura de 15 cm) y cúbralo con un tapón de esponja.
  7. Levante una esquina de la red de nailon (consulte el paso 2.4).
  8. Retire el tapón de esponja del tubo de vidrio y coloque el tubo en la parte central de la jaula para liberar todos los WBPH.
  9. Cubra la red de nailon rápidamente y use una banda elástica para sellarla y evitar que los WBPH se escapen (Figura 1).

3. Registro y observación

  1. Observe la distribución de WBPH en cada planta de arroz a las 3, 6, 24, 48, 72, 96 y 120 h después de la infestación.
  2. Registre el número de WBPH en diferentes plantas de arroz, incluida la vaina de la hoja y la hoja desde todas las direcciones a través de la jaula transparente.
    NOTA: Sea amable durante el proceso de observación para no perturbar los WBPH.

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Resultados

En este estudio se utilizaron tres líneas de arroz de prueba. La línea de arroz FY01 es susceptible a WBPH y se utiliza como grupo de control. Las líneas de arroz HZ08 y HZ06 fueron líneas transgénicas en las que se introdujeron los genes X1 y X5 potencialmente resistentes a WBPH, respectivamente, sobre la base de los antecedentes del año fiscal 2001. Por lo tanto, una comparación de la resistencia del arroz entre HZ08/HZ06 y FY01 podría revelar si el gen insertado correspondiente tenía u...

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Discusión

Las plantas de arroz en maduración liberan metabolitos secundarios volátiles para controlar las plagas de insectos o reducir la capacidad de apareamiento de estas plagas (como en los WBPH) a través de una estructura física especial en la superficie de la vaina de la hoja, que es un mecanismo de resistencia clave13. En las plantas de arroz, la no preferencia no solo está relacionada con la alimentación, sino que también se asocia con el hábitat y el apareamiento. S...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Los autores están agradecidos con el Dr. Lang Yang por alimentar a los saltamontes de lomo blanco y cultivar arroz. Este trabajo fue apoyado por los Fondos Especiales para el Desarrollo Industrial del Nuevo Distrito de Dapeng, Ciudad de Shenzhen (Subvención No. KY20180216 y KY20180115).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
sala climatizadaNingbo Jiangnan Instrument FactorySZJYS2013temperatura, humedad relativa, control de fotoperiodo
tubo de vidrio con tapón de esponja//diámetro 2 cm y altura 15 cm
trampa de succión hecha a mano///
jaula a prueba de insectos //200-malla, (L × W & veces; H, 75 y veces; 75 y veces; 75 cm)
Red de nylon//Tierrade malla 200
///
caja de semillas de plástico // ( L y veces; W & veces; H, 20 y veces; 15 y veces; 10 cm)
maceta de plásticopara semillas//de plástico de 10 cm de diámetro
// ( D y veces; H, 28  y tiempos; 10 cm)
semilla de arroz de la línea FY01//60 semillas
semilla de arroz de la línea HZ06//30 semillas
semilla de arroz de la línea HZ08//30 semillas
semilla de arroz de la variedad TN1//muchos
Banda elástica//eldiámetro es de 1,5 mm, y la circunferencia es de 32 cm
cinta adhesiva//
SPSS Statistics 19.0IBM Corporation/de análisis de datos estadísticos
///
PVC transparente;//120 cm × 90 cm dimensiones y grosor de 0,5 mm
de arroz bandeja /grapadora

Referencias

  1. Du, B., et al. Identification and characterization of Bph14, a gene conferring resistance to brown planthopper in rice. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. , (2009).
  2. Khush, G. S. Strategies for increasing the yield potential of cereals: case of rice as an example. Plant Breeding. 132 (5), 433-436 (2013).
  3. Heong, K. L., Hardy, B. Breeding for resistance to planthoppers in rice. Planthoppers: New Threats to the Sustainability of Intensive Rice Production Systems in Asia. , International Rice Research Institute, Asian Development Bank, Australian Government, Australian Centre for International Agricultural Research . 401-409 (2009).
  4. Han, Y., Wu, C., Yang, L., Zhang, D., Xiao, Y. Resistance to Nilaparvata lugens in rice lines introgressed with the resistance genes Bph14 and Bph15 and related resistance types. PLoS One. 13 (6), e0198630(2018).
  5. Arora, R., Sandhu, S. Advances in Breeding for Resistance to Hoppers in Rice. Breeding Insect Resistant Crops for Sustainable Agriculture. , Springer. Singapore. 101-130 (2017).
  6. Sarao, P. S., et al. Donors for resistance to brown planthopper Nilaparvata lugens (Stål) from wild rice species. Rice Science. 23 (4), 219-224 (2016).
  7. Horgan, F. Mechanisms of resistance: a major gap in understanding planthopper-rice interactions. Planthoppers: New Threats to the Sustainability of Intensive Rice Production Systems in Asia. Heong, K. L., Hardy, B. , International Rice Research Institute, Asian Development Bank, Australian Government, Australian Centre for International Agricultural Research. 281-302 (2009).
  8. He, J., et al. High-resolution mapping of brown planthopper (BPH) resistance gene Bph27 (t) in rice (Oryza sativa L). Molecular Breeding. 31 (3), 549-557 (2013).
  9. Ling, Y., Weilin, Z. Genetic and biochemical mechanisms of rice resistance to planthopper. Plant Cell Reports. 35 (8), 1559-1572 (2016).
  10. Qi, J., et al. The chloroplast-localized phospholipases D α4 and α5 regulate herbivore-induced direct and indirect defenses in rice. Plant Physiology. , 111(2011).
  11. Qiu, Y., Guo, J., Jing, S., Zhu, L., He, G. High-resolution mapping of the brown planthopper resistance gene Bph6 in rice and characterizing its resistance in the 9311 and Nipponbare near isogenic backgrounds. Theoretical and Applied Genetics. 121 (8), 1601-1611 (2010).
  12. Liu, Y., et al. A gene cluster encoding lectin receptor kinases confers broad-spectrum and durable insect resistance in rice. Nature Biotechnology. 33 (3), 301(2015).
  13. Lou, Y., et al. Differences in induced volatile emissions among rice varieties result in differential attraction and parasitism of Nilaparvata lugens eggs by the parasitoid Anagrus nilaparvatae in the field. Journal of Chemical Ecology. 32 (11), 2375(2006).
  14. Da Silva, A. G., et al. Non-preference for oviposition and antibiosis in bean cultivars to Bemisia tabaci biotype B (Hemiptera: Aleyrodidae). Revista Colombiana de Entomologia. 40 (1), 7-14 (2014).

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