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Artículo de método

Cultivo del Tenicato Pelágico Marino Dolioletta gegenbauri (Uljanin 1884) para Estudios Experimentales

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DOI:

10.3791/59832

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9 de agosto de 2019

 ,  , 
1Skidaway Institute of Oceanography, University of Georgia, 2Hampton University

En este artículo

Resumen

Los doliolids, incluyendo la especie Dolioletta gegenbauri,son pequeños zooplancton marinos gelatinosos de importancia ecológica que se encuentran en los sistemas productivos de estanterías subcontinentales en todo el mundo. La dificultad de cultivar estos delicados organismos limita su investigación. En este estudio, describimos los enfoques de cultivo para la recolección, cría y mantenimiento de la doliolida Dolioletta gegenbauri.

Resumen

Los zooplanktos gelatinosos desempeñan un papel crucial en los ecosistemas oceánicos. Sin embargo, generalmente es difícil investigar su fisiología, crecimiento, fecundidad e interacciones tróficas principalmente debido a desafíos metodológicos, incluyendo la capacidad de cultivarlos. Esto es particularmente cierto para el doliolid, Dolioletta gegenbauri. D. gegenbauri ocurre comúnmente en sistemas productivos de estanterías continentales subtropicales en todo el mundo, a menudo a concentraciones de floración capaces de consumir una gran fracción de la producción primaria diaria. En este estudio, describimos los enfoques de cultivo para recolectar, criar y mantener D. gegenbauri con el propósito de realizar estudios basados en laboratorio. D. gegenbauri y otras especies de doliolid pueden ser capturados en vivo usando redes de plancton de malla remolcadas oblicuamente de 202 m de un barco a la deriva. Los cultivos se establecen de forma más fiable cuando las temperaturas del agua están por debajo de los 21 oC y se inician a partir de gonozooides inmaduros, farorzooides madurantes y enfermeras grandes. Los cultivos pueden mantenerse en recipientes de cultivo redondeados en una rueda de plancton giratoria lenta y mantenerse en una dieta de algas cultivadas en agua de mar natural durante muchas generaciones. Además de la capacidad de establecer cultivos de laboratorio de D. gegenbauri,demostramos que la condición de recolección, la concentración de algas, la temperatura y la exposición al agua de mar naturalmente condicionada son fundamentales para el cultivo crecimiento, supervivencia y reproducción de D. gegenbauri.

Introducción

Zooplancton representan la mayor biomasa animal en el océano, son componentes clave en las redes de alimentos marinos, y desempeñan un papel importante en los ciclos biogeoquímicos oceánicos1,2. Zooplancton, aunque compuesto por una gran diversidad de organismos, se puede distinguir en dos categorías: gelatinosa y no gelatinosa con pocos taxones intermedios3,4. En comparación con el zooplancton no gelatinoso, el zooplancton gelatinosoes especialmente difícil de estudiar debido a sus complejas historias de vida 5, y sus delicados tejidos se dañan fácilmente durante la captura y manipulación. Las especies de zooplancton gelatinoso son, por lo tanto, notoriamente difíciles decultivar en el laboratorio y generalmente menos estudiadas en comparación con las especies no gelatinosas 6.

Entre los grupos gelatinosos de zooplancton, uno abundante y de importancia ecológica en el océano del mundo son los thaliaceanos. Los thaliaceans son una clase de tunicados pelágicos que incluyen los órdenesSalpida, Pyrosomida y Doliolida 7. Los doliolida, denominados colectivamente doliolids, son pequeños organismos pelágicos de natación libre en forma de barril que pueden alcanzar altas abundancias en regiones neríticas productivas de los océanos subtropicales. Los doliolids se encuentran entre los más abundantes de todos los grupos de zooplancton4,8. Como alimentadores de suspensión, los doliolids recogen partículas de alimentos de la columna de agua creando corrientes de filtro y capturándolas en redes de moco9. Taxonómicamente, los doliolids se clasifican en el phylum Urochordata10. Ancestrales a los cordados, y además de su importancia ecológica como componentes clave de los sistemas pelágicos marinos, los thaliaicos son de importancia para entender los orígenes de la historia colonial10,11 y la evolución de los cordatos5,7,10,12,13,14.

La historia de vida de los doliolids es compleja y contribuye a la dificultad para cultivarlos y sostenerlos a lo largo de su ciclo de vida. Una revisión del ciclo de vida doliolid y la anatomía se puede encontrar en Godeaux et al.15. El ciclo de vida doliolid, que implica una alternancia obligatoria entre las etapas de la historia de la vida sexual y asexual, se presenta en la Figura1. Los óvulos y espermatozoides son producidos por los gonozooides hermafroditas, la única etapa solitaria del ciclo de vida. Los gonozooides liberan espermatozoides a la columna de agua y los óvulos son fertilizados internamente y liberados para convertirse en larvas. Las larvas eclosionan y metorfican en oozooides que pueden alcanzar 1-2 mm. Suponiendo condiciones ambientales y nutrición propicias, los oozooides se convierten en enfermeras tempranas dentro de 1-2 días a 20 oC e inician las etapas coloniales del ciclo de vida. Los oozooides producen asexualmente brotes en su eston ventral. Estos cogollos salen del estony migran al cadoforo dorsal donde se alinean en tres filas emparejadas. Las filas dobles centrales se convierten en phorozooides y las dos filas dobles externas se convierten en trophozooides. Estos últimos proporcionan alimento tanto a la enfermera como a los farorozooides16,17. Los trophozooides suministran nutrición a la enfermera, ya que pierde todos los órganos internos. A medida que aumenta la abundancia de trophozooides, el tamaño de la enfermera puede alcanzar los 15 mm en el laboratorio. A medida que los farorozooides crecen, ingenian cada vez más presas planctónicas y alcanzan 1,5 mm de tamaño antes de ser liberados como individuos17. Una sola enfermera puede liberar > 100 phorozooides durante su vida útil18. Después de que los farorozooides son liberados del cadoforo, siguen creciendo y son la segunda etapa colonial del ciclo de vida. Una vez que alcanzan los 5 mm de tamaño, cada phorozooide desarrolla un racimo de gonozooides en su pedúnculo ventral. Estos gonozooides pueden ingerir partículas cuando alcanzan 1 mm de longitud. Después de que los gonozooides han alcanzado de 2 a 3 mm de tamaño, se liberan del phorozooide y se convierten en la única etapa solitaria del ciclo de vida. Una vez que alcanzan los 6 mm de tamaño, los gonozooides se vuelven sexualmente maduros17. Los gonozooides pueden alcanzar 9 mm o más de longitud. Los gonozooides son hermafroditas, los espermatozoides se liberan intermitentemente mientras que la fertilización de los óvulos ocurre internamente16,17. Cuando el gonozooide tiene un tamaño de 6 mm, libera hasta 6 óvulos fertilizados. El cultivo exitoso requiere apoyar las necesidades específicas de cada una de estas etapas únicas de la historia de la vida.

Debido a la importancia ecológica y evolutiva de los thaliaceanos, incluidos los doliolids, es necesario que las metodologías de cultivo avancen en la comprensión de la biología, fisiología, ecología e historia evolutiva únicas de este organismo19 . Los doliolids tienen una promesa considerable como organismos modelo experimentales en biología del desarrollo y genómica funcional porque son transparentes y probablemente tienen genomas simplificados20,21. La falta de métodos de cultivo fiables, sin embargo, impide su utilidad como modelos de laboratorio. Aunque un puñado de laboratorios han publicado resultados basados en doliolides cultivados, a nuestroconocimiento no se han publicado previamente enfoques de cultivo y protocolos detallados. Basándose en años de experiencia, y los intentos de cultivo de ensayos y errores, el propósito de este estudio fue revisar experiencias y compartir protocolos para la recolección y cultivo de doliolids, específicamente la especie Dolioletta gegenbauri.

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Protocolo

1. Preparación de instalaciones de cultivo para la cría de D. gegenbauri

NOTA: Todos los materiales y equipos requeridos se enumeran en la Tabla de Materiales.

  1. Preparar 1 M de hidróxido de sodio (NaOH), 0.06 M Permanganato de potasio (KMnO4). Para preparar esta solución, disolver 400 g de NaOH en agua desionizada de 10 L. Agregue 100 g de KMnO4 a la solución NaOH y mezcle bien.
  2. Preparar una solución de bisulfito desodio de 0,1 M (NaHSO 3) disolviendo 100 g de NaHSO3 en agua desionizada de 10 L y mezcle bien.
    ADVERTENCIA: Estos reactivos son irritantes que pueden causar problemas respiratorios si se inhalan. Colocar en un área bien ventilada, como una campana de humo. Evite cualquier contacto con la piel. Use guantes de protección, ropa protectora, protección para los ojos y protección facial cuando manipule.
  3. Antes de establecer y criar cultivos de doliolid en el laboratorio, limpiar y esterilizar los frascos de cultivo.
    1. Enjuagar frascos de cultivo de 1,9 L y 3,8 L al menos 3 veces con agua desionizada. Deje que las tapas del tornillo se sequen, ya que las tapas no están incluidas en los siguientes pasos de limpieza.
    2. Limpie y esterilice los frascos de cultivo de vidrio de 1,9 y 3,8 l sumergiéndolos en la solución NaOH/KMnO 4. Deje que los frascos se empaquen durante la noche.
    3. Retire los frascos de la solución NaOH/KMnO4 y sumerja los frascos en la solución de bisulfito sódico (NaHSO3). Deje que los frascos se empaquen durante la noche.
    4. Retire los frascos de la solución NaHSO3 y enjuague bien con agua desionizada. Deje que los frascos se sequen.
  4. Coloque la rueda de plancton (Figura2) en un espacio de temperatura controlada (cámara ambiental). Equilibrar la temperatura a 20oC. Para obtener una descripción más detallada de la rueda de plancton personalizada, consulte la Figura suplementaria 1.

2. Cultura del fitoplancton

  1. Obtener cultivos de algas del Centro Nacional de Algas Marinas y Microbiota (NCMA) u otras fuentes para ser utilizados como alimento para D. gegenbauri. Mezclas de dos especies flageadas incluyendo Isochrysis galbana (CCMP 1323), Rhodomonas sp (CCMP 740), y una pequeña diatomea, Thalassiosira weissflogii (CCMP 1051) se obtuvieron de la NCMA y se han utilizado en laboratorio anterior estudios a los doliolids traseros con éxito17.
  2. Prepare los medios de crecimiento L1 y L1-Si22 según lo recomendado por la NCMA.
  3. Siga las instrucciones proporcionadas por el proveedor para iniciar los nuevos cultivos de algas.
  4. Para mantener los cultivos de stock, utilizando rigurosas técnicas de cultivo axénico, transfiera 0,5 ml de cultivo de senescente antiguo a 25 ml de medios de crecimiento fresco en tubos estériles de cultivo de vidrio de 55 ml cada dos semanas.
    NOTA: No es posible almacenar cultivos de algas vivos sin transferirlos regularmente. Si los cultivos no se utilizarán durante largos períodos, y no es posible mantener los cultivos durante el período de no uso, se recomienda volver a adquirir estos cultivos de algas comunes a partir de sus fuentes originales (por ejemplo, NCMA).
  5. Preparar volúmenes más grandes de fitoplancton para alimentar doliolidas en matraces limpios de cultivo de tejido plástico de 500 ml que contengan 200 ml de medios de crecimiento.
    1. Fitoplancton de inocular a partir de poblaciones axenicas (4 ml) a 200 ml de medios de crecimiento (1:50 dilución).
    2. Incubar a 20oC con una luz de 12:12 h: ciclo oscuro bajo iluminación de luz blanca fría de 65-85 oE/m2. Los matraces de cultivo de laicos están planos para maximizar la iluminación. Suavemente remolino de cultura todos los días.
    3. Determinar la concentración de células utilizando un contador de partículas o microscopio para monitorear el crecimiento de los cultivos.
      NOTA: Después de 7-10 días desde la inoculación, los cultivos flagelados contendrán 105-106 celdas/ml y el cultivo de diatomea contendrá 104-105 celdas/ml. Estas concentraciones son suficientes para mantener los cultivos doliolidas.
    4. Iniciar nuevas poblaciones de alimentación en un mínimo de cada dos semanas para proporcionar suficiente biomasa de algas para apoyar todas las actividades de cultivo.

3. Recogida de doelilidos silvestres y agua de mar para la cultura

NOTA: En la Figura 3se describe una descripción general de los enfoques de recolección y cultivo. En la Figura 4se proporciona una descripción de la red de plancton de colección especializada y el extremo del bacalao.

  1. Localice los doliolids detectándolos utilizando redes de plancton o sistemas de imágenes in situ23.
    NOTA: Debido a que los doliolides rara vez están presentes en las aguas superficiales y no son detectables por la tecnología de teledetección, guiados por el conocimiento previo de condiciones favorables a los doliolids (ver Discusión),la presencia de doliolides debe determinarse antes del muestreo.
  2. Recoger agua de mar rica en partículas antes de recoger doliolides vivos en preparación para iniciar un cultivo D. gegenbauri.
    1. Despliegue botellas de Niskin montadas en una roseta CTD o equipo equivalente para recoger agua del sitio donde se encuentran los doliolidas y de la profundidad que contiene las estimaciones más altas de clorofila una concentración estimada por fluorometría in situ.
      NOTA: La clorofila una concentración se utiliza como indicador de las concentraciones de partículas. En la plataforma continental media de South Atlantic Bight (SAB), la clorofila subsuperficial un máximo suele estar cerca de la parte inferior, pero en otros lugares, puede que no lo esté.
  3. Una vez localizados los doliolids, recupere los zooides doliolides no dañados utilizando la red de plancton especializada y el extremo del bacalao. Antes de desplegar la red, llene el extremo del bacalao con agua de mar.
    1. Desde un barco a la deriva, baje y levante la red a través de la columna de agua manteniendo un ángulo de remolque oblicuo de 15 a 25o y una velocidad de despliegue y recuperación vertical no superior a 15 m/min.
  4. Una vez que la red esté a bordo, transfiera y divida suavemente el contenido del extremo de bacalao en cubos de plástico de 3 galones (20 L) cada uno que contengan 10 L de agua de mar superficial recogida del sitio.
    NOTA: Los nuevos cubos de plástico deben estar acondicionados mediante la adición de agua de mar días antes de la recolección de doliolides vivos. El objetivo es reducir la lixiviación de productos químicos del plástico. Si no hay agua de mar disponible, utilice agua purificada (por ejemplo, Milli Q) o agua del grifo libre de contaminantes tóxicos para acondicionar los cubos.
  5. Aísle los zooides doliolid de otros plancton.
    1. En pequeños lotes (2 L) transfiera tablones mixtos del contenido neto de remolque (ahora en cubos de plástico de 20 L) a un vaso de vidrio de 2 L.
    2. Usando una pipeta de vidrio de gran diámetro (8 mm ID x 38 cm de longitud), sifón cuidadosamente y transferir activamente los zooides doliolid nadadores desde el vaso de precipitados a frascos de cultivo de vidrio limpio que contienen agua de mar rica en partículas recogida con botellas de Niskin de donde estaban los doliolidas Situado.
    3. Suelte suavemente los zooides doliolid bajo la superficie del agua de mar.
      NOTA: Recoger gonozooides, phorozooides que contengan gonozooides en desarrollo adjuntos y etapas de enfermería que contengan trohozooides adjuntos (Figura 1).
  6. Después de la adición de doliolids, agregue el cultivo de Rhodomonas sp. a una concentración final de 5 x 103 – 104 células/ml (50 ml de un cultivo que contenga 5 x 104 – 1 x 105 células/ml en un frasco de 3,8 L). Esto es para determinar si los doliolides están alimentando activamente. Cuando los doliolids ingienden Rhodomonas sp., su tracto digestivo aparecerá de color rojo. Retire los zooides que no parecen estar alimentándose.
  7. Para evitar que los doliolids queden atrapados en la interfaz aire-agua, evite el espacio en la cabeza en los frascos de cultivo llenando completamente los frascos con agua de mar rica en partículas sin filtrar y colocando un pedazo de plástico sobre la abertura del frasco (89 mm de ancho).
    1. Evite crear burbujas de aire que también puedan dañar a los animales. Atornille cuidadosamente la tapa al frasco e invierta suavemente el frasco para determinar si hay burbujas presentes. Si hay burbujas, retírelas.
    2. Después de llenar los frascos, limpie el exceso de agua del exterior del frasco.
  8. Monte cada frasco en la rueda de plancton (Figura2) colocando el frasco en las barras metálicas verticales cubiertas con tubos de goma, y entre una abrazadera de manguera de acero inoxidable.
    1. Asegúrese de que la parte posterior del frasco esté acolchada contra el tubo de goma. Apriete la abrazadera de la manguera alrededor del frasco ajustando el tornillo.
    2. Compruebe que el frasco no se mueve una vez que esté bien fijado en su lugar. Deje que los frascos giren a 0,3 rpm para mantener los doliolides en suspensión.
      ADVERTENCIA: Es importante no apretar demasiado el frasco para evitar que el frasco se agriete.
  9. En el barco, mantenga los recipientes de cultivo en la rueda de plancton a 20 oC con luz tenue hasta que puedan ser transferidos a la instalación de cultivo de laboratorio.
  10. Al regresar al laboratorio, transfiera los frascos que contienen doliolidis a la instalación de cultivo preparada. Monte los frascos en la rueda del plancton (consulte el paso 3.8) y permita que los frascos continúen girando a 0,3 rpm.
    NOTA: Toda la cría de doliolidas en este estudio se llevó a cabo a 20 oC.

4. Mantener las culturas D. gegenbauri

  1. Desde el barco hasta el laboratorio, permita que los animales se aclimaten en los frascos originales a las condiciones del laboratorio durante 3 días.
    1. Durante el período de aclimatación, utilice una pipeta de vidrio de diámetro ancho para intercambiar el 10% del agua con agua de mar rica en partículas sin filtrar del sitio de recolección todos los días durante 3 días.
    2. Mantenga varios copépodos en el frasco, pero retire todos los demás zooplancton, pellets fecales grandes y partículas agregadas grandes que pueden obstruir el aparato de filtrado del doliolid (red de moco). Si el cultivo consiste en enfermeras tempranas, mantenga un gonozooide grande (6 mm) en el frasco.
      NOTA: No es importante qué especies de copépodos están incluidas en el cultivo, pero en este experimento, se utilizaron las especies más abundantes presentes desde donde se capturaron los doliolids.
  2. Después del período de aclimatación, transfiera los zooides y copópodos doliolides del frasco original a un frasco de cultivo limpio que contenga un 80% de filtro de fibra de vidrio (GF/F) filtrado de agua de mar y el 20% del agua de mar del frasco original. Prepare el agua de mar filtrada filtrando el agua de mar a través de un GF/F con un tamaño de poro nominal de papel de filtro de 0,7 m.
  3. Mantener el nuevo cultivo intercambiando el 10% del agua con agua de mar filtrada por GF/F cada 3 días y eliminando agregados y pellets fecales. Semanalmente, transfiera animales a un frasco nuevo como se describe en el paso 4.2.
  4. Alimentar los doliolids manteniendo las concentraciones de fitoplancton en los frascos de cultivo entre 40 - 95 g c/l.
    NOTA: Estas concentraciones imitan las condiciones ambientales que se sabe que apoyan las condiciones de floración de D. gegenbauri17. La mezcla de especies de algas varía dependiendo de la etapa de vida y el número de zooides en cada frasco. Durante las primeras etapas de la vida, añadir 1:1 mezcla (por contenido de carbono) de las algas criptomonad (Isochrysis galbana y Rhodomonas sp.) solamente. Las especies de presas más grandes pueden obstruir fácilmente el aparato de alimentación de las pequeñas enfermeras y desarrollar trophozooides. Añadir la diatom Thalassiosira weissflogii a la mezcla de algas, también a igual contenido de carbono, cuando se alimentan de enfermeras más grandes, phorozooides y gonozooides.
    1. Monitorear las concentraciones de algas antes y después de la alimentación para guiar la decisión de con qué frecuencia y cuánta cantidad de algas añadir a los cultivos. Utilice un contador de partículas para determinar las concentraciones de algas, ya que las concentraciones de algas en los frascos de cultivo son relativamente diluidas.
  5. Retire suficientes zooides para mantener concentraciones de algas de 40 – 95 gC/L para que los doliolids restantes tengan suficiente comida para crecer.
    NOTA: La etapa de vida más difícil de mantener con éxito en condiciones de laboratorio es el desarrollo de larvas y oozooide (enfermera temprana). Durante esta fase del cultivo, mantenga un gonozooide grande (6 mm) además de varios copépodos en el frasco con larvas en desarrollo y oozooides (20 euros por frasco de 3,8 L).
  6. Transfiera al menos 4 enfermeras a un nuevo tarro de cultivo una vez que un mínimo de 8 trophozooides sean visibles en el cadoforo de la enfermera (Figura1B).
    NOTA: Los trohozooides se duplicarán en número cada 1 – 2 días a 20 oC. Los trohozooides son lo suficientemente grandes como para ser visibles a simple vista.
    1. Retire dos de las enfermeras una vez que las enfermeras desarrollen 20 trophozooides.
    2. Retire una enfermera cuando las enfermeras desarrollen > 30 trophozooides en sus cadopforos. Permita que el enfermero restante desarrolle farorzooides en su cadoforo.
    3. Retire la enfermera una vez que la enfermera libere hasta 30 farorzooides.
  7. Reducir el número de animales en el frasco una vez que los farorzooides alcanzan 3 mm de tamaño.
    1. Retire todos los farorzooides excepto cuatro cuando los phorozooides se hacen más grandes (> 5 mm) y han desarrollado racimos de gonozooides.
    2. Reduzca el cultivo a dos phorozooides cuando el número de racimos de gonozooides aumente de tamaño y comience a alimentarse.
    3. Retire los farorzooides una vez que los phorozooides liberen hasta 30 gonozooides.
  8. Reduzca el número de gonozooides de 30 zooides a 2 por frasco. Deje que los óvulos fertilizados se liberen en el frasco.
    1. Retire un gonozooide dejando un solo gonozooide en el frasco una vez que se desarrollen los oozooides.
      NOTA: Las enfermeras desechadas, los farorzooides y los gonozooides se pueden utilizar para sembrar cultivos adicionales y para llevar a cabo más experimentos.

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Resultados

Siguiendo los procedimientos descritos para la recolección y el cultivo del doliolid, D. gegenbauri descritos en la Figura 3, es posible mantener un cultivo de D. gegenbauri a lo largo de su compleja historia de vida (Figura1) y sostenerlo durante muchas generaciones. Aunque el cultivo de D. gegenbauri se describe aquí, estos procedimientos también deben ser relevantes para el cultivo de otras especies de doliolid.

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Discusión

La capacidad de cultivar doliolids se ha establecido en las últimas décadas y se ha utilizado para apoyar la investigación en varias áreas. Los estudios experimentales en nuestros laboratorios han apoyado la publicación de al menos 15 estudios científicos centrados en la alimentación y el crecimiento18,26,reproducción18,28, dieta6, 29, fisiología...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que declarar.

Agradecimientos

Agradecemos a las muchas personas que han aportado conocimiento acumulado a este proyecto a lo largo de los años, incluyendo G.-A. Paffenháfer y D. Deibel que originalmente desarrollaron estos protocolos. M. K-ster, y L. Lamboley también han contribuido significativamente al desarrollo de estos procedimientos.  N.B. López-Figueroa y el S.E. Rodríguez-Santiago generaron las estimaciones de abundancia de doliolidas proporcionadas en la Tabla 1. Este estudio fue apoyado en parte por los premios OCE 082599, 1031263 a MEF, proyectos colaborativos OCE 1459293 y OCE 14595010 a MEF y DMG y, el premio Nacional de Administración Oceánica y Atmosférica NA16SEC4810007 a DMG. Estamos agradecidos a la tripulación trabajadora y profesional de la R / V Savannah. Lee Ann DeLeo preparó las figuras, Charles Y. Robertson aprueba el manuscrito y, James (Jimmy) Williams fabricó la rueda de plancton

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Tubos de cultivo de algas (tubos de cultivo de vidrio desechables estériles de 55 mL)CualquierNAPara cultivos de algas
AutoclaveCualquieraNAPara equipos de esterilización y agua de mar para cultivos de algas
Vasos de precipitados (vidrio de 2 L)CualquierNAPara clasificar el contenido de estopa de la red de plancton diluido
Cubos (5 galones, ~20L)CualquierNAPara diluir el contenido de la estopa neta planton - debe ser acondicionada con agua de mar antes del primer uso
Garras (20 L) CualquierNAPara almacenar agua de mar
Tarro de vidrio de cultivo Doliolid (tarro de vidrio de boca estrecha de 1,9 L con tapón)QorpakGLC-01882Contenedor para cultivo
Tarro de cultivo de vidrio Doliolid (tarro de vidrio de boca estrecha de 3,8 L con tapón)QorpakGLC-01858Contenedor para cultivo
Cámara ambiental (Cámara ambiental con temperatura controlada)CualquierNAPara acomodar la rueda de plancton y el mantenimiento del cultivo
Aparato de filtración para filtros de 47 mmCualquierNAPara filtrar agua de mar para cultivos
Filtros de microfibra de vidrio, 47 mmWhatman1825-047Para filtrar agua de mar para cultivos
Pipeta de vidrio (pipeta de vidrio de borosilicato (tubo de vidrio), OD 10 mm, ID 8 mm, espesor de pared 1 mm)Science CompanyNC-10894Corte y bordes personalizados pulido
Abrazaderas de manguera, acero inoxidable, #104 (178 mm)CualquierNAPara sujetar jarras de cultivo a la rueda de plancton
Isochrysis galbana cepa CCMP1323Centro Nacional de Algas Marinas y Microbiota (NCMA)cepa CCMP1323Para la alimentación de cultivos de doliólidos
L1 Media Kit, 50 LCentro Nacional de Algas Marinas y Microbiota (NCMA)MKL150LPara el cultivo de algas
Lámpara (Lámpara fluorescente de mesa con brazo ajustable)CualquierNAPara iluminar doliolids en los frascos y vasos de precipitados
Incubadora con control de temperatura iluminadaCualquierNAPara cultivos de algas
Micropipetas y puntas estériles (0-20 y micro; l, 20-200 y micro; l, 200-1000   y micro; l)CualquierNAPara cultivos de algas
Red de plancton (202 y micro; m 0,5 m, longitud 5:1) con anillo de copo y   Copo de acuario de 4 LSea-Gear Corporation90-50x5-200-4A/BBPara la recolección de doliólidos vivos (ver Figura 4)
Rueda de planctonNANAHecho a medida (ver Figura 2)
Envoltura de plásticoCualquierNAPara cubrir el interior de la tapa de los frascos de cultivo de doliólidos Permanganato de
potasioFisher ScientificP279-500Reactivo para la limpieza de frascos y cristalería
Cepa de Rhodomonas sp. CCMP740Centro Nacional de Algas Marinas y Microbiota (NCMA)cepa CCMP740Para la alimentación de cultivos de doliolid
Tubo de cauchoNANA Parasujetar jarras de cultivo a la rueda de plancton (puede estar hecho de tubos tygon)
Bisulfito de sodioFisher ScientificS654-500Reactivo para la limpieza de frascos y cristalería
Hidróxido de sodioFisher ScientificBP359-212Reactivo para la limpieza de tarros y cristalería
Pipetas serológicas estériles (1 mL, 5 mL, 10 mL, 25 mL)CualquierNAPara cultivos de algas
Thalassiosira weissflogii cepa CCMP1051Centro Nacional de Algas Marinas y Microbiota (NCMA)cepaCCMP1051 Para la alimentación de cultivos de doliólidos
Matraces de cultivo de tejidos (250 mL)CualquierNAPara cultivos de algas

Referencias

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