Artículo de método

Modelo Calvarial de Aumento Óseo en Conejo para Evaluación del Crecimiento Óseo y Neovascularización en Materiales de Sustitución Ósea

DOI:

10.3791/59976

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13 de agosto de 2019

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1Division of Fixed Prosthodontics and Biomaterials, Biomaterials Laboratory, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, 2Department of Surgery, Division of Oral and Maxillofacial Surgery (HUG), Unity of Oral Surgery and Implantology, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, 3Department of Surgery, Division of Oral and Maxillofacial surgery (HUG), Laboratory of Oral & Maxillofacial Pathology, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, 4Division of Fixed Prosthodontics and Biomaterials, University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aquí presentamos un protocolo quirúrgico en conejos con el objetivo de evaluar materiales de sustitución ósea en términos de capacidades de regeneración ósea. Mediante el uso de cilindros PEEK fijados en cráneos de conejo, osteoconducción, osteoinducción, osteogénesis y vasculogénesis inducidas por los materiales pueden evaluarse ya sea en animales vivos o eutanasiados.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El principio básico del modelo calvarial de conejo es cultivar nuevo tejido óseo verticalmente en la parte superior de la parte cortical del cráneo. Este modelo permite la evaluación de materiales de sustitución ósea para la regeneración ósea oral y craneofacial en términos de crecimiento óseo y apoyo de neovascularización. Una vez que los animales son anestesiados y ventilados (intubación endotraqueal), cuatro cilindros de cetona de éter de poliéter (PEEK) se atornillan sobre el cráneo, a ambos lados de la mediana y coronal suturas. Se perforan cinco agujeros intramedulares dentro del área ósea delimitada por cada cilindro, lo que permite la afluencia de células de médula ósea. Las muestras de material se colocan en los cilindros que luego se cierran. Finalmente, se sutura el sitio quirúrgico, y los animales se despiertan. El crecimiento óseo puede evaluarse en animales vivos mediante microtomografía. Una vez que los animales son eutanasiados, el crecimiento óseo y la neovascularización pueden evaluarse mediante microtomografía, inmunohistología e inmunofluorescencia. Como la evaluación de un material requiere la máxima estandarización y calibración, el modelo calvarial parece ideal. El acceso es muy fácil, la calibración y la estandarización se facilitan mediante el uso de cilindros definidos y se pueden evaluar cuatro muestras simultáneamente. Además, se puede utilizar una tomografía viva y, en última instancia, se puede prever una gran disminución de animales a eutanasiar.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El modelo calvarial de aumento óseo fue desarrollado en los años 90 con el objetivo de optimizar el concepto de regeneración ósea guiada (GBR) en el dominio quirúrgico oral y craneofacial. El principio básico de este modelo es cultivar nuevo tejido óseo verticalmente en la parte superior de la parte cortical del cráneo. Para ello, un reactor (por ejemplo, titanio -dome, -cilindro o -jaula) se fija en el cráneo para proteger la regeneración ósea llevada a cabo por un injerto (por ejemplo, hidrogel, sustituto óseo, etc.). Con la ayuda de este modelo, jaulas de titanio o cerámica1,2,3,4,5,6, membranas GBR7,8,9 ,10, factores osteogénicos11,12,13,14,15,16,17, hueso nuevo suplentes12,16,17,18,19,20,21,22,23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 o el mecanismo de neovascularización durante el proceso de regeneración ósea30 se evaluaron.

Desde un punto de vista traslacional, el modelo calvarial representa un defecto de una pared que se puede comparar con un defecto de clase IV en la mandíbula31. El objetivo es cultivar hueso nuevo por encima de una zona cortical, sin ningún apoyo lateral de las paredes óseas endógenas. Por lo tanto, el modelo es extremadamente estricto y evalúa el potencial real de la osteoconducción vertical sobre la parte cortical del hueso. Si el modelo descrito en el presente documento se dedica principalmente a la evaluación de la osteoconducción en sustitutos óseos, también se puede evaluar la osteogénesis y/o la osteoinducción, así como la vasculogénesis1,2,3, 4,5,6,7,8,9,10,11,12,13 ,14,15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29,30.

Esencialmente por razones éticas, prácticas y económicas, el modelo calvarial fue desarrollado en el conejo en el que el metabolismo óseo y la estructura son bastante relevantes en comparación conel humano 32. De las 30 referencias citadas anteriormente, el 80% utilizó el conejo calvarial modelo1,2,3,4,5,6,7,8 ,9,10,11,12,13,14,15,17,22, 23,26,27,28,29,30,33, demostrando así la relevancia de este modelo animal. En 2008, el grupo Busenlechner transfirió el modelo calvarial al cerdo, para permitir la comparación de ocho sustitutos óseos simultáneamente20 (en comparación con dos sustitutos óseos con el conejo). Por otro lado, nuestro grupo transfirió el modelo calvarial de conejo a las ovejas. En resumen, las cúpulas de titanio se colocaron en cráneos de oveja para caracterizar la osteoconducción de un nuevo sustituto óseo impreso en 3D. Estos estudios nos permitieron desarrollar y dominar el modelo calvarial y su análisis16,21.

Los tres últimos estudios citaron16,20,21, junto con varias otras investigaciones12,17,18,19,22, 23,24,26,27,28,29, confirmó el gran potencial del modelo calvarial como cribado y caracterización Modelo. Sin embargo, a pesar de que los resultados obtenidos fueron bastante satisfactorios, también señalaron algunas limitaciones: (1) El uso de cúpulas de titanio, que impidieron la difusión de rayos X y a su vez el uso vivo de micro-CT. Estos no pudieron ser eliminados antes del procesamiento histológico, obligando a los investigadores a incrustar las muestras en resina de poli(metilmetacrilato) (PMMA). Por lo tanto, los análisis resultantes se limitaron en gran medida a la topografía. (2) Altos costos financieros, especialmente debido al costo de los animales, y los costos relacionados con la logística, el mantenimiento y la cirugía de los animales. (3) Dificultades para obtener aprobaciones éticas para animales grandes.

26 mejoró en gran medida el modelo del conejo. Las cúpulas de titanio fueron reemplazadas por cilindros closables que podían llenarse con un volumen constante de material. Cuatro de estos cilindros fueron colocados en cráneos de conejo. Al finalizar, los cilindros podían retirarse para que las biopsias estuvieran libres de metales, introduciendo mucha más flexibilidad en cuanto al procesamiento de muestras. El modelo calvarial de conejo se volvió atractivo para pruebas simultáneas con menores costos, fácil manejo de animales y facilitación del procesamiento de muestras. Aprovechando estos desarrollos recientes, hemos mejorado aún más el modelo reemplazando el titanio por PEEK para producir cilindros, permitiendo así la difusión de rayos X y el uso de microtomografía en animales vivos.

En este artículo, describiremos los procesos de anestesia y cirugía y mostraremos ejemplos de salidas que se pueden obtener utilizando este protocolo, es decir, histología (inmuno), histomorfometría, microtomografía en vivo y ex vivo para evaluar los mecanismos del hueso regeneración y cuantificar la nueva síntesis ósea apoyada por materiales sustitutivos óseos.

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Protocolo

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De conformidad con los requisitos legales suizos, el protocolo fue aprobado por un comité académico y supervisado por las agencias veterinarias cantonales y federales (autorizaciones no GE/165/16 y GE/100/18).

1. Dispositivos y animales específicos

  1. Cilindros
    1. Cilindros de máquina con pestañas estabilizadoras laterales de PEEK para tener un diámetro interior de 5 mm, diámetro exterior de 8 mm y una altura de 5 mm (Figura1).
    2. Tapas PEEK de la máquina con un diseño que permite sujetar con precisión en la parte superior del cilindro (espesor 1 mm).
    3. Esterilice los cilindros y tapas PEEK autoclaveantes antes de la cirugía.
  2. Tornillos
    1. Utilice microtornillos autoperforantes (hechos de titanio puro comercial (grado 5)) para fijar los cilindros (1,2 mm de diámetro, 4 mm de longitud). Esterilice autoclave antes de la cirugía.
  3. Animales
    1. Compra conejos blancos de Tres meses de edad de Nueva Zelanda (hombres o mujeres), con un peso de 2,5 kg cada uno.
      NOTA: Obtenemos conejos criando en la Universidad de Ginebra.

2. Cirugía

  1. Bandeja quirúrgica
    1. Mantenga los bisturíes, tijeras, dos fórceps, el elevador periosteal, jeringas (1, 2, 5, 50 ml), motor quirúrgico, fresas quirúrgicas redondas (0,8 mm de diámetro), agujas, solución salina estéril, cuatro cilindros, ocho tornillos y destornillador listo.
  2. Tratamiento preclínico
    1. Aclimatar a los animales una semana antes de la cirugía.
    2. Proporcionar un antibiótico profiláctico diariamente (5-10 mg/kg por vía oral (PO)) a partir de 2 h antes de la cirugía hasta 3 días después de la cirugía.
  3. Anestesia e intubación
    1. Sedar a los animales mediante inyección intramuscular (IM) de ketamina (25 mg/kg, 50 mg/ml, 0,5 ml/kg) + xilazina (3 mg/kg, 20 mg/ml, 0,15 ml/kg). Espere 20 minutos para que los animales duerman
      profundamente (atonía muscular completa).
      NOTA: Esta premedicación permitirá un proceso de intubación simple, rápido e indoloro. La analgesia profunda y la anestesia se inducen como se describe en el paso 2.3.8.
    2. Coloque una cánula intravenosa (IV) en la vena marginal del oído y manténgala cerrada hasta que se complete la intubación.
      NOTA: Esta línea IV servirá para perfumar fentanilo y propofol para la analgesia profunda y la anestesia, respectivamente (ver paso 2.3.8).
    3. Mantener la anestesia suministrando 5% de sevoflurano en oxígeno puro hasta que se realice la intubación.
      NOTA: Este paso es necesario sólo si el animal muestra signos de despertar (movimientos oculares, contracciones musculares).
    4. Anestetiza la tráquea localmente pulverizando 10% lidocaína. Coloque el conejo en posición propensa y mantenga su cabeza en extensión vertical.
    5. Deslice el primer tubo endotraqueal de pequeño diámetro (2,5 mm) en la tráquea del conejo hasta que se pueda oír el flujo de aire en el tubo. Esto abrirá la laringe y facilitará la inserción del tubo definitivo.
    6. Inserte una guía (catéter de intubación) en el tubo para fijar la posición del tubo en la tráquea. Retire el tubo de diámetro pequeño y deslice el tubo endotraqueal definitivo (4,9 mm) en la guía.
    7. Retire la guía e infle el globo al final del tubo endotraqueal para sellar y bloquear el dispositivo en la tráquea. El tubo permanecerá en su lugar, pero se puede asegurar mediante el uso de un cordón atado alrededor de la frente.  Ventilar inmediatamente (7 ml/kg, frecuencia de 40/min) al animal con 3% de sevoflurano en oxígeno puro.
    8. Perfumar continuamente (vena del oído) fentanilo (0,01 mg/ml, 2-4 ml/h) para inducir analgesia, 2-4 mg/kg de (2%) propofol (20 mg/ml, 4-8 mL/h) para inducir anestesia, y 4 ml/kg/h de acetato de Ringer para mantener afecciones isovolumétricas.
    9. Coloque una sonda de temperatura rectal. También monitorear la función cardíaca, la temperatura y la saturación de oxígeno durante todo el proceso.
    10. Controlar la profundidad de la anestesia mediante el control de la respiración autónoma; si el animal muestra signos de respiración autónoma, dispensar un pequeño bolo de propofol y fentanilo.
  4. Preparación del sitio
    1. Coloque el conejo sobre una almohadilla calentada (39 oC) cubierta por una almohadilla de colchón (para evitar quemaduras) en la mesa de cirugía. Afeitar el cuero cabelludo.
    2. Aplicar un gel lubricante sobre los ojos para evitar la irritación y la sequedad. Desinfectar el sitio frotando la piel con yodo povidona (10%). A continuación, cubrir el conejo con una cortina quirúrgica estéril y cortar un área de acceso para el cráneo.
    3. Desinfectar el sitio quirúrgico con yodo povidona (10%) por segunda vez. Aplicar un gel lubricante sobre los ojos para evitar la irritación y la sequedad.
    4. Prepare una mesa cubierta (cortina estéril) en la que colocar la bandeja quirúrgica completa.
  5. Apertura del sitio quirúrgico
    1. Anestetiza localmente con una inyección subcutánea (SC) de lidocaína 2% (1 ml) en el cráneo.
    2. Incise a través de la piel (con un bisturí) a lo largo de la línea sagital calvarial, desde las órbitas hasta la protuberancia occipital externa (4 cm de longitud). Asegúrese de que el periosteum esté inciso.
    3. Elevar suavemente el periiosteum (con un elevador periosteal) a ambos lados de la incisión. Enjuague el sitio con solución salina estéril.
  6. Colocación del cilindro
    1. Localice las suturas medianas y coronales en el cráneo (Figura2A,B). Tenga en cuenta que estas líneas anatómicas forman una cruz. Los cilindros se colocarán en cada uno de los cuadrantes definidos por la cruz, asegurando que el borde del cilindro no esté sobre la sutura (Figura2C).
    2. Coloque el primer cilindro en el cuadrante superior izquierdo (hueso frontal izquierdo) e intente colocar el dispositivo plano. Fijar en la posición con fuerte presión de la mano y atornillar un micro-tornillo, hasta que se sienta la resistencia. Asegúrese de que el cabezal del tornillo esté al ras con la superficie de la pestaña del cilindro.
    3. Repita el mismo procedimiento en la otra pestaña para fijar el cilindro firmemente en el cráneo. Asegúrese de que el cilindro esté fijado herméticamente al hueso.
    4. Repita el procedimiento en el cuarto superior derecho (hueso frontal derecho), el cuarto inferior izquierdo (hueso parietal izquierdo) y el cuarto inferior derecho (hueso parietal derecho).
  7. Perforación ósea de 5 agujeros intramedulares dentro del área circunscrita por los cilindros (Figura 1)
    1. Taladre un agujero intramedular bajo riego salino (0,8 mm de diámetro, 1 mm de profundidad) con una fresa redonda en el hueso, en el centro del área circunscrita por el cilindro. Asegúrese de que aparezca sangrado.
    2. Taladre dos agujeros intramedulares más a lo largo del eje pasando a través de los dos tornillos de pestaña, en los bordes internos del cilindro. A lo largo del hacha perpendicular, taladre dos agujeros intramedulares más en los bordes internos del cilindro. Asegúrese de que aparezca sangrado.
    3. Repita la operación dentro de los otros tres cilindros.
  8. Cilindros de llenado con muestras de material y tapón (Figura 3)
    1. Prepare el material sustitutivo óseo deseado de acuerdo con las instrucciones del fabricante o las especificaciones del material.
    2. Llene el primer cilindro hasta el borde con la muestra de material y cierre el cilindro ajustando la tapa. Repita el proceso en los otros 3 cilindros.
  9. Cierre del sitio quirúrgico
    1. Cierre la piel por encima de los cilindros con una sutura intermitente no resorbable.
    2. Aplique un apósito pulverizable sobre la herida.

3. Tratamiento postquirúrgico

  1. Detener el suministro de analgesia y anestesia (propofol y fentanilo detención de perfusión) y comprobar la recuperación de la respiración autónoma.
  2. Detenga la ventilación una vez que el animal haya recuperado la respiración autónoma. Mantenga al animal bajo oxígeno puro antes de despertar completo.
  3. Inyectar clorhidrato de buprenorfina SC (0,02 mg/kg, 0,03 mg/ml, 0,67 ml/kg) y repetir la inyección cada 6 h durante 3 días como analgesia postquirúrgica.
  4. Transfiera al animal a su alojamiento habitual con agua y alimentación completa.
  5. Retire las suturas después de unos 10 días de cicatrización de heridas.

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Resultados

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El modelo descrito en este documento está dedicado a la evaluación de la osteoconducción en sustitutos óseos. También se puede evaluar la osteogénesis y la osteoinducción de los sustitutos óseos (pre-)celularizados o cargados con moléculas bioactivas, así como la vasculogénesis1,2,3,4, 5 , 6 <...

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Discusión

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El modelo descrito en este documento es simple y debe desarrollarse con bastante facilidad siempre y cuando se sigan todos los pasos y el equipo sea adecuado. Como el protocolo descrito es un método quirúrgico, todos los pasos parecen críticos y deben seguirse correctamente. Es fundamental ser entrenado para experimentos con animales, especialmente en el manejo de conejos y la anestesia. No dude en pedir ayuda anestesista y veterinaria profesional. Es fundamental insistir en el monitoreo visual diario de los animales ant...

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Divulgaciones

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Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

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Los autores están en deuda con Geistlich AG (Wolhusen, CH) y la fundación Osteología (Lucerne, CH) (concesión no 18-049) por su apoyo, así como Con El Global D (Brignais, FR) para el suministro de los tornillos. Un agradecimiento particular va a dr. B. Schaefer de Geistlich. También estamos agradecidos a Eliane Dubois y Claire Herrmann por su excelente procesamiento histológico y sus valiosos consejos. Por último, reconocemos calurosamente a Xavier Belin, Sylvie Roulet y a todo el equipo de Pr Walid Habre, "cirugía experimental Dpt", por su notable asistencia técnica.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Fármacos
Enrofloxacina Baytril 10%BayerAntibiótico
FentaniloBischelPara analgesia
Ketalar 50mg/mlPfizerKetamina para anestesia
LidohexBichselGel lubricante para los ojos
OpsiteSmith y Sobrino66004978Apósito en aerosol
Povidona yodada 10%, BetadineMundipharmaagente antiinfeccioso
Propofol 2%Braun3538710Para anestesia
Rapidocaína 2%sintetica Anestesialocal
Ringer-acetatoFresenius KabiCompensación de volumen
Rompun 2%BayerXilacina para anestesia
Sevoflurano 5%AbbviePara anestesia
Solución salina estérilSintetica
TemgesicReckitt BenckiserClorhidrato de buprenorfina, analgesia
Tiopental InresaOspedialaPara anestesia
Xilocaína 10% sprayAstra ZenecaPara intubación
NombreCompanyNúmero de catálogoComentarios
Equipo
Fresenius Vial piloto CBomba de infusiónImexmed
Almohadilla calefactadaAparato
de HarvardAspiración dominante 50Medela
Tubo de aspiración OptimusPromedical80342.2
Motor quirúrgicoSchick dentalQubePerforación de orificios intramedulares
VentilaciónMaquet Servo1
NameCompanyNúmero de catálogo Comentarios
Material
Cilindros y taponesBoutyplastComposición personalizada: PEEK (poliéter éter cetona)
Manual eje de retenciónGlobalDACT1K
Mango móvil para eje de retención automáticoGlobalDMTM
Autoperforante tornillosGlobalDVA1.2KL4tornillos de accionamiento transversal compuestos por titanio grado 5, ISO 5832-3
Name>CompanyNúmero de catálogo>Comentarios
>Bandeja quirúrgica
Tubo endotraqueal Shiley diámetro 2,5mmCovidien86233Para intubación
Tubo endotraqueal Shiley diámetro 4,9mmCovidien107-35GPara intubación
Ethicon prolene 4-0Ehticon8581HPinza de sutura no reabsorbible
MarcelBlancBD027R145 mm
Catéter de intubaciónCook medicalGuía para la intubación
Soporte de agujaMarcel BlancBM008R
Agujas BD Microlance3Becton Dickinson300300/30462226G; 18G
PeriostealHU-FriedyP9X
Fresas quirúrgicas redondasPatterson780000,8 mm de diámetro, Perforación de agujeros intramedulares
BisturíSwann-Mortonn° 10 y n° 15
TijerasMarcel Blanc00657180 mm
Jeringas OmnifixBraun4616057V5ml, 10ml y 50ml
Venflon G22Braun42690985-01Vasofix seguridad para el oído iv line

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Anderud, J., et al. Guided bone augmentation using a ceramic space-maintaining device. Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology and Oral Radiology. 118 (5), 532-538 (2014).
  2. Lundgren, A. K., Lundgren, D., Hammerle, C. H., Nyman, S., Sennerby, L. Influence of decortication of the donor bone on guided bone augmentation. An experimental study in the rabbit skull bone. Clinical Oral Implants Research. 11 (2), 99-106 (2000).
  3. Lundgren, D., Lundgren, A. K., Sennerby, L., Nyman, S. Augmentation of intramembraneous bone beyond the skeletal envelope using an occlusive titanium barrier. An experimental study in the rabbit. Clinical Oral Implants Research. 6 (2), 67-72 (1995).
  4. Slotte, C., Lundgren, D. Impact of cortical perforations of contiguous donor bone in a guided bone augmentation procedure: an experimental study in the rabbit skull. Clinical Implant Dentistry and Relat Research. 4 (1), 1-10 (2002).
  5. Tamura, T., et al. Three-dimensional evaluation for augmented bone using guided bone regeneration. Journal of Periodontal Research. 40 (3), 269-276 (2005).
  6. Yamada, Y., et al. Correlation in the densities of augmented and existing bone in guided bone augmentation. Clinical Oral Implants Research. 23 (7), 837-845 (2012).
  7. Chierico, A., et al. Electrically charged GTAM membranes stimulate osteogenesis in rabbit calvarial defects. Clinical Oral Implants Research. 10 (5), 415-424 (1999).
  8. Ikeno, M., Hibi, H., Kinoshita, K., Hattori, H., Ueda, M. Effects of the permeability of shields with autologous bone grafts on bone augmentation. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 28 (6), e386-e392 (2013).
  9. Ito, K., Nanba, K., Murai, S. Effects of bioabsorbable and non-resorbable barrier membranes on bone augmentation in rabbit calvaria. Journal of Periodontology. 69 (11), 1229-1237 (1998).
  10. Lee, Y. M., et al. Enhanced bone augmentation by controlled release of recombinant human bone morphogenetic protein-2 from bioabsorbable membranes. Journal of Periodontology. 74 (6), 865-872 (2003).
  11. Fugl, A., et al. S-nitroso albumin enhances bone formation in a rabbit calvaria model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 43 (3), 381-386 (2014).
  12. Ikeno, M., Hibi, H., Kinoshita, K., Hattori, H., Ueda, M. Effects of self-assembling peptide hydrogel scaffold on bone regeneration with recombinant human bone morphogenetic protein-2. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 28 (5), e283-e289 (2013).
  13. Ito, K., et al. Effects of ipriflavone on augmented bone using a guided bone regeneration procedure. Clinical Oral Implants Research. 18 (1), 60-68 (2007).
  14. Jung, R. E., Hammerle, C. H., Kokovic, V., Weber, F. E. Bone regeneration using a synthetic matrix containing a parathyroid hormone peptide combined with a grafting material. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 22 (2), 258-266 (2007).
  15. Minegishi, T., et al. Effects of ipriflavone on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvaria. Journal of Oral Science. 44 (1), 7-11 (2002).
  16. Moussa, M., et al. Medium-Term Function of a 3D Printed TCP/HA Structure as a New Osteoconductive Scaffold for Vertical Bone Augmentation: A Simulation by BMP-2 Activation. Materials. 8 (5), 2174-2190 (2015).
  17. Thoma, D. S., Kruse, A., Ghayor, C., Jung, R. E., Weber, F. E. Bone augmentation using a synthetic hydroxyapatite/silica oxide-based and a xenogenic hydroxyapatite-based bone substitute materials with and without recombinant human bone morphogenetic protein-2. Clinical Oral Implants Research. 26 (5), 592-598 (2014).
  18. Busenlechner, D., et al. Resorption of deproteinized bovine bone mineral in a porcine calvaria augmentation model. Clinical Oral Implants Research. 23 (1), 95-99 (2012).
  19. Busenlechner, D., et al. Paste-like inorganic bone matrix: preclinical testing of a prototype preparation in the porcine calvaria. Clinical Oral Implants Research. 20 (10), 1099-1104 (2009).
  20. Busenlechner, D., et al. Simultaneous in vivo comparison of bone substitutes in a guided bone regeneration model. Biomaterials. 29 (22), 3195-3200 (2008).
  21. Carrel, J. P., et al. A 3D printed TCP/HA structure as a new osteoconductive scaffold for vertical bone augmentation. Clinical Oral Implants Research. 27 (1), 55-62 (2016).
  22. Murai, M., et al. Effects of different sizes of beta-tricalcium phosphate particles on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvarium. Dental Materials Journal. 25 (1), 87-96 (2006).
  23. Nishida, T., et al. Effects of bioactive glass on bone augmentation within a titanium cap in rabbit parietal bone. Journal of Periodontology. 77 (6), 983-989 (2006).
  24. Nyan, M., et al. Feasibility of alpha tricalcium phosphate for vertical bone augmentation. Journal of Investigating and Clinical Dentistry. 5 (2), 109-116 (2012).
  25. Polimeni, G., et al. Histopathological observations of a polylactic acid-based device intended for guided bone/tissue regeneration. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 10 (2), 99-105 (2008).
  26. Polo, C. I., et al. Effect of recombinant human bone morphogenetic protein 2 associated with a variety of bone substitutes on vertical guided bone regeneration in rabbit calvarium. Journal of Periodontology. 84 (3), 360-370 (2013).
  27. Slotte, C., Lundgren, D., Burgos, P. M. Placement of autogeneic bone chips or bovine bone mineral in guided bone augmentation: a rabbit skull study. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 18 (6), 795-806 (2003).
  28. Tamimi, F. M., et al. Bone augmentation in rabbit calvariae: comparative study between Bio-Oss and a novel beta-TCP/DCPD granulate. Journal of Clinical Periodontology. 33 (12), 922-928 (2006).
  29. Torres, J., et al. Effect of solely applied platelet-rich plasma on osseous regeneration compared to Bio-Oss: a morphometric and densitometric study on rabbit calvaria. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 10 (2), 106-112 (2008).
  30. Yamada, Y., et al. Angiogenesis in newly augmented bone observed in rabbit calvarium using a titanium cap. Clinical Oral Implants Research. 19 (10), 1003-1009 (2008).
  31. Cordaro, L., Terheyden, H. ITI Treatment Guide. Wismeijer, D., Chen, S., Buser, D. 7, Quintessence. (2014).
  32. Pearce, A. I., Richards, R. G., Milz, S., Schneider, E., Pearce, S. G. Animal models for implant biomaterial research in bone: A review. European Cells & Materials. 13, 1-10 (2007).
  33. Min, S., et al. Effects of marrow penetration on bone augmentation within a titanium cap in rabbit calvarium. Journal of Periodontology. 78 (10), 1978-1984 (2007).
  34. Braun, T. M. Ch. 4. Osteology guidelines for oral and maxillofacial regeneration Preclinical models for translational research. Giannobile, W. V., Nevins, M. , Quintessence publishing. 31-43 (2011).
  35. Doro, D. H., Grigoriadis, A. E., Liu, K. J. Calvarial Suture-Derived Stem Cells and Their Contribution to Cranial Bone Repair. Frontiers in Physiology. 8, 956(2017).
  36. Russel, W., Burch, R. The principles of humane experimental technique. , Universities Federation for Animal Welfare. (1959).
  37. Asvanund, P., Chunhabundit, P. Alveolar bone regeneration by implantation of nacre and B-tricalcium phosphate in guinea pig. Implant Dentistry. 21 (3), 248-253 (2012).
  38. Gielkens, P. F., et al. Gore-Tex as barrier membranes in rat mandibular defects: an evaluation by microradiography and micro-CT. Clinical Oral Implants Research. 19 (5), 516-521 (2008).
  39. Lioubavina, N., Kostopoulos, L., Wenzel, A., Karring, T. Long-term stability of jaw bone tuberosities formed by "guided tissue regeneration". Clinical Oral Implants Research. 10 (6), 477-486 (1999).
  40. Mardas, N., Kostopoulos, L., Stavropoulos, A., Karring, T. Osteogenesis by guided tissue regeneration and demineralized bone matrix. Journal of Clinical Periodontology. 30 (3), 176-183 (2003).
  41. Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Mardas, N., Nyengaard, J. R., Karring, T. Deproteinized bovine bone used as an adjunct to guided bone augmentation: an experimental study in the rat. Clinical Implant Dentistry and Related Research. 3 (3), 156-165 (2001).
  42. Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Nyengaard, J. R., Karring, T. Deproteinized bovine bone (Bio-Oss) and bioactive glass (Biogran) arrest bone formation when used as an adjunct to guided tissue regeneration (GTR): an experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 30 (7), 636-643 (2003).
  43. Stavropoulos, A., Kostopoulos, L., Nyengaard, J. R., Karring, T. Fate of bone formed by guided tissue regeneration with or without grafting of Bio-Oss or Biogran. An experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 31 (1), 30-39 (2004).
  44. Stavropoulos, A., Nyengaard, J. R., Kostopoulos, L., Karring, T. Implant placement in bone formed beyond the skeletal envelope by means of guided tissue regeneration: an experimental study in the rat. Journal of Clinical Periodontology. 32 (10), 1108-1115 (2005).
  45. Thomaidis, V., et al. Comparative study of 5 different membranes for guided bone regeneration of rabbit mandibular defects beyond critical size. Medical Science Monitor. 14 (4), (2008).
  46. Zhang, J. C., et al. The repair of critical-size defects with porous hydroxyapatite/polyamide nanocomposite: an experimental study in rabbit mandibles. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 39 (5), 469-477 (2010).
  47. Zhang, X., et al. Osteoconductive effectiveness of bone graft derived from antler cancellous bone: an experimental study in the rabbit mandible defect model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 41 (11), 1330-1337 (2012).
  48. Bronoosh, P., et al. Effects of low-intensity pulsed ultrasound on healing of mandibular bone defects: an experimental study in rabbits. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44 (2), 277-284 (2015).
  49. Gomes, F. V., et al. Low-level laser therapy improves peri-implant bone formation: resonance frequency, electron microscopy, and stereology findings in a rabbit model. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44 (2), 245-251 (2014).
  50. Lalani, Z., et al. Spatial and temporal localization of secretory IgA in healing tooth extraction sockets in a rabbit model. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 62 (4), 466-472 (2004).
  51. Osorio, L. B., et al. Post-extraction evaluation of sockets with one plate loss--a microtomographic and histological study. Clinical Oral Implants Research. 27 (1), 31-38 (2014).

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