Calvarial Model of Bone Augmentation in Rabbit for Assessment of Bone Growth and Neovascularization in Bone Substitution Materials

Laurine Marger; Antonio Barone; Carla  P. Martinelli-Kl&#228;y; Leandra Schaub; Malin Strasding; Mustapha Mekki; Irena Sailer; Susanne  S Scherrer; St&#233;phane Durual

doi:10.3791/59976

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Research Article

Modelo Calvarial de Aumento Óseo en Conejo para Evaluación del Crecimiento Óseo y Neovascularización en Materiales de Sustitución Ósea

DOI: 10.3791/59976

August 13, 2019

Laurine Marger¹, Antonio Barone², Carla P. Martinelli-Kläy³, Leandra Schaub¹, Malin Strasding⁴, Mustapha Mekki¹, Irena Sailer⁴, Susanne S Scherrer¹, Stéphane Durual¹

¹Division of Fixed Prosthodontics and Biomaterials, Biomaterials Laboratory,University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, ²Department of Surgery, Division of Oral and Maxillofacial Surgery (HUG), Unity of Oral Surgery and Implantology,University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, ³Department of Surgery, Division of Oral and Maxillofacial surgery (HUG), Laboratory of Oral & Maxillofacial Pathology,University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine, ⁴Division of Fixed Prosthodontics and Biomaterials,University of Geneva, University Clinic of Dental Medicine

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Summary Abstract Introduction Protocol Representative Results Discussion Disclosures Acknowledgements Materials References Reprints and Permissions

Summary

Aquí presentamos un protocolo quirúrgico en conejos con el objetivo de evaluar materiales de sustitución ósea en términos de capacidades de regeneración ósea. Mediante el uso de cilindros PEEK fijados en cráneos de conejo, osteoconducción, osteoinducción, osteogénesis y vasculogénesis inducidas por los materiales pueden evaluarse ya sea en animales vivos o eutanasiados.

Abstract

El principio básico del modelo calvarial de conejo es cultivar nuevo tejido óseo verticalmente en la parte superior de la parte cortical del cráneo. Este modelo permite la evaluación de materiales de sustitución ósea para la regeneración ósea oral y craneofacial en términos de crecimiento óseo y apoyo de neovascularización. Una vez que los animales son anestesiados y ventilados (intubación endotraqueal), cuatro cilindros de cetona de éter de poliéter (PEEK) se atornillan sobre el cráneo, a ambos lados de la mediana y coronal suturas. Se perforan cinco agujeros intramedulares dentro del área ósea delimitada por cada cilindro, lo que permite la afluencia de células de médula ósea. Las muestras de material se colocan en los cilindros que luego se cierran. Finalmente, se sutura el sitio quirúrgico, y los animales se despiertan. El crecimiento óseo puede evaluarse en animales vivos mediante microtomografía. Una vez que los animales son eutanasiados, el crecimiento óseo y la neovascularización pueden evaluarse mediante microtomografía, inmunohistología e inmunofluorescencia. Como la evaluación de un material requiere la máxima estandarización y calibración, el modelo calvarial parece ideal. El acceso es muy fácil, la calibración y la estandarización se facilitan mediante el uso de cilindros definidos y se pueden evaluar cuatro muestras simultáneamente. Además, se puede utilizar una tomografía viva y, en última instancia, se puede prever una gran disminución de animales a eutanasiar.

Introduction

El modelo calvarial de aumento óseo fue desarrollado en los años 90 con el objetivo de optimizar el concepto de regeneración ósea guiada (GBR) en el dominio quirúrgico oral y craneofacial. El principio básico de este modelo es cultivar nuevo tejido óseo verticalmente en la parte superior de la parte cortical del cráneo. Para ello, un reactor (por ejemplo, titanio -dome, -cilindro o -jaula) se fija en el cráneo para proteger la regeneración ósea llevada a cabo por un injerto (por ejemplo, hidrogel, sustituto óseo, etc.). Con la ayuda de este modelo, jaulas de titanio o cerámica¹^,²^,³^,⁴^,⁵^,⁶, membranas GBR⁷^,⁸^,⁹ ^,¹⁰, factores osteogénicos¹¹^,¹²^,¹³^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁶^,¹⁷, hueso nuevo suplentes¹²^,¹⁶^,¹⁷^,¹⁸^,¹⁹^,²⁰^,²¹^,²²^,²³ ^, ²⁴ ^, ²⁵ ^, ²⁶ ^, ²⁷ ^, ²⁸ ^, ²⁹ o el mecanismo de neovascularización durante el proceso de regeneración ósea³⁰ se evaluaron.

Desde un punto de vista traslacional, el modelo calvarial representa un defecto de una pared que se puede comparar con un defecto de clase IV en la mandíbula^31. El objetivo es cultivar hueso nuevo por encima de una zona cortical, sin ningún apoyo lateral de las paredes óseas endógenas. Por lo tanto, el modelo es extremadamente estricto y evalúa el potencial real de la osteoconducción vertical sobre la parte cortical del hueso. Si el modelo descrito en el presente documento se dedica principalmente a la evaluación de la osteoconducción en sustitutos óseos, también se puede evaluar la osteogénesis y/o la osteoinducción, así como la vasculogénesis¹^,²^,³^, ⁴^,⁵^,⁶^,⁷^,⁸^,⁹^,¹⁰^,¹¹^,¹²^,¹³ ^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁶^,¹⁷^,¹⁸^,¹⁹^,²⁰^,²¹^,²² ^,²³^,²⁴^,²⁵^,²⁶^,²⁷^,²⁸^,²⁹^,³⁰.

Esencialmente por razones éticas, prácticas y económicas, el modelo calvarial fue desarrollado en el conejo en el que el metabolismo óseo y la estructura son bastante relevantes en comparación con^{el humano 32.} De las 30 referencias citadas anteriormente, el 80% utilizó el conejo calvarial modelo¹^,²^,³^,⁴^,⁵^,⁶^,⁷^,⁸ ^,⁹^,¹⁰^,¹¹^,¹²^,¹³^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁷^,²²^, ²³^,²⁶^,²⁷^,²⁸^,²⁹^,³⁰^,³³, demostrando así la relevancia de este modelo animal. En 2008, el grupo Busenlechner transfirió el modelo calvarial al cerdo, para permitir la comparación de ocho sustitutos óseos simultáneamente²⁰ (en comparación con dos sustitutos óseos con el conejo). Por otro lado, nuestro grupo transfirió el modelo calvarial de conejo a las ovejas. En resumen, las cúpulas de titanio se colocaron en cráneos de oveja para caracterizar la osteoconducción de un nuevo sustituto óseo impreso en 3D. Estos estudios nos permitieron desarrollar y dominar el modelo calvarial y su análisis^16,^21.

Los tres últimos estudios citaron¹⁶^,²⁰^,²¹, junto con varias otras investigaciones¹²^,¹⁷^,¹⁸^,¹⁹^,²²^, ²³^,²⁴^,²⁶^,²⁷^,²⁸^,²⁹, confirmó el gran potencial del modelo calvarial como cribado y caracterización Modelo. Sin embargo, a pesar de que los resultados obtenidos fueron bastante satisfactorios, también señalaron algunas limitaciones: (1) El uso de cúpulas de titanio, que impidieron la difusión de rayos X y a su vez el uso vivo de micro-CT. Estos no pudieron ser eliminados antes del procesamiento histológico, obligando a los investigadores a incrustar las muestras en resina de poli(metilmetacrilato) (PMMA). Por lo tanto, los análisis resultantes se limitaron en gran medida a la topografía. (2) Altos costos financieros, especialmente debido al costo de los animales, y los costos relacionados con la logística, el mantenimiento y la cirugía de los animales. (3) Dificultades para obtener aprobaciones éticas para animales grandes.

26 mejoró en gran medida el modelo del conejo. Las cúpulas de titanio fueron reemplazadas por cilindros closables que podían llenarse con un volumen constante de material. Cuatro de estos cilindros fueron colocados en cráneos de conejo. Al finalizar, los cilindros podían retirarse para que las biopsias estuvieran libres de metales, introduciendo mucha más flexibilidad en cuanto al procesamiento de muestras. El modelo calvarial de conejo se volvió atractivo para pruebas simultáneas con menores costos, fácil manejo de animales y facilitación del procesamiento de muestras. Aprovechando estos desarrollos recientes, hemos mejorado aún más el modelo reemplazando el titanio por PEEK para producir cilindros, permitiendo así la difusión de rayos X y el uso de microtomografía en animales vivos.

En este artículo, describiremos los procesos de anestesia y cirugía y mostraremos ejemplos de salidas que se pueden obtener utilizando este protocolo, es decir, histología (inmuno), histomorfometría, microtomografía en vivo y ex vivo para evaluar los mecanismos del hueso regeneración y cuantificar la nueva síntesis ósea apoyada por materiales sustitutivos óseos.

Protocol

De conformidad con los requisitos legales suizos, el protocolo fue aprobado por un comité académico y supervisado por las agencias veterinarias cantonales y federales (autorizaciones no GE/165/16 y GE/100/18).

1. Dispositivos y animales específicos

Cilindros
1. Cilindros de máquina con pestañas estabilizadoras laterales de PEEK para tener un diámetro interior de 5 mm, diámetro exterior de 8 mm y una altura de 5 mm (Figura1).
2. Tapas PEEK de la máquina con un diseño que permite sujetar con precisión en la parte superior del cilindro (espesor 1 mm).
3. Esterilice los cilindros y tapas PEEK autoclaveantes antes de la cirugía.
Tornillos
1. Utilice microtornillos autoperforantes (hechos de titanio puro comercial (grado 5)) para fijar los cilindros (1,2 mm de diámetro, 4 mm de longitud). Esterilice autoclave antes de la cirugía.
Animales
1. Compra conejos blancos de Tres meses de edad de Nueva Zelanda (hombres o mujeres), con un peso de 2,5 kg cada uno.
  NOTA: Obtenemos conejos criando en la Universidad de Ginebra.

2. Cirugía

Bandeja quirúrgica
1. Mantenga los bisturíes, tijeras, dos fórceps, el elevador periosteal, jeringas (1, 2, 5, 50 ml), motor quirúrgico, fresas quirúrgicas redondas (0,8 mm de diámetro), agujas, solución salina estéril, cuatro cilindros, ocho tornillos y destornillador listo.
Tratamiento preclínico
1. Aclimatar a los animales una semana antes de la cirugía.
2. Proporcionar un antibiótico profiláctico diariamente (5-10 mg/kg por vía oral (PO)) a partir de 2 h antes de la cirugía hasta 3 días después de la cirugía.
Anestesia e intubación
1. Sedar a los animales mediante inyección intramuscular (IM) de ketamina (25 mg/kg, 50 mg/ml, 0,5 ml/kg) + xilazina (3 mg/kg, 20 mg/ml, 0,15 ml/kg). Espere 20 minutos para que los animales duerman
  profundamente (atonía muscular completa).
  NOTA: Esta premedicación permitirá un proceso de intubación simple, rápido e indoloro. La analgesia profunda y la anestesia se inducen como se describe en el paso 2.3.8.
2. Coloque una cánula intravenosa (IV) en la vena marginal del oído y manténgala cerrada hasta que se complete la intubación.
  NOTA: Esta línea IV servirá para perfumar fentanilo y propofol para la analgesia profunda y la anestesia, respectivamente (ver paso 2.3.8).
3. Mantener la anestesia suministrando 5% de sevoflurano en oxígeno puro hasta que se realice la intubación.
  NOTA: Este paso es necesario sólo si el animal muestra signos de despertar (movimientos oculares, contracciones musculares).
4. Anestetiza la tráquea localmente pulverizando 10% lidocaína. Coloque el conejo en posición propensa y mantenga su cabeza en extensión vertical.
5. Deslice el primer tubo endotraqueal de pequeño diámetro (2,5 mm) en la tráquea del conejo hasta que se pueda oír el flujo de aire en el tubo. Esto abrirá la laringe y facilitará la inserción del tubo definitivo.
6. Inserte una guía (catéter de intubación) en el tubo para fijar la posición del tubo en la tráquea. Retire el tubo de diámetro pequeño y deslice el tubo endotraqueal definitivo (4,9 mm) en la guía.
7. Retire la guía e infle el globo al final del tubo endotraqueal para sellar y bloquear el dispositivo en la tráquea. El tubo permanecerá en su lugar, pero se puede asegurar mediante el uso de un cordón atado alrededor de la frente. Ventilar inmediatamente (7 ml/kg, frecuencia de 40/min) al animal con 3% de sevoflurano en oxígeno puro.
8. Perfumar continuamente (vena del oído) fentanilo (0,01 mg/ml, 2-4 ml/h) para inducir analgesia, 2-4 mg/kg de (2%) propofol (20 mg/ml, 4-8 mL/h) para inducir anestesia, y 4 ml/kg/h de acetato de Ringer para mantener afecciones isovolumétricas.
9. Coloque una sonda de temperatura rectal. También monitorear la función cardíaca, la temperatura y la saturación de oxígeno durante todo el proceso.
10. Controlar la profundidad de la anestesia mediante el control de la respiración autónoma; si el animal muestra signos de respiración autónoma, dispensar un pequeño bolo de propofol y fentanilo.
Preparación del sitio
1. Coloque el conejo sobre una almohadilla calentada (39 oC) cubierta por una almohadilla de colchón (para evitar quemaduras) en la mesa de cirugía. Afeitar el cuero cabelludo.
2. Aplicar un gel lubricante sobre los ojos para evitar la irritación y la sequedad. Desinfectar el sitio frotando la piel con yodo povidona (10%). A continuación, cubrir el conejo con una cortina quirúrgica estéril y cortar un área de acceso para el cráneo.
3. Desinfectar el sitio quirúrgico con yodo povidona (10%) por segunda vez. Aplicar un gel lubricante sobre los ojos para evitar la irritación y la sequedad.
4. Prepare una mesa cubierta (cortina estéril) en la que colocar la bandeja quirúrgica completa.
Apertura del sitio quirúrgico
1. Anestetiza localmente con una inyección subcutánea (SC) de lidocaína 2% (1 ml) en el cráneo.
2. Incise a través de la piel (con un bisturí) a lo largo de la línea sagital calvarial, desde las órbitas hasta la protuberancia occipital externa (4 cm de longitud). Asegúrese de que el periosteum esté inciso.
3. Elevar suavemente el periiosteum (con un elevador periosteal) a ambos lados de la incisión. Enjuague el sitio con solución salina estéril.
Colocación del cilindro
1. Localice las suturas medianas y coronales en el cráneo (Figura2A,B). Tenga en cuenta que estas líneas anatómicas forman una cruz. Los cilindros se colocarán en cada uno de los cuadrantes definidos por la cruz, asegurando que el borde del cilindro no esté sobre la sutura (Figura2C).
2. Coloque el primer cilindro en el cuadrante superior izquierdo (hueso frontal izquierdo) e intente colocar el dispositivo plano. Fijar en la posición con fuerte presión de la mano y atornillar un micro-tornillo, hasta que se sienta la resistencia. Asegúrese de que el cabezal del tornillo esté al ras con la superficie de la pestaña del cilindro.
3. Repita el mismo procedimiento en la otra pestaña para fijar el cilindro firmemente en el cráneo. Asegúrese de que el cilindro esté fijado herméticamente al hueso.
4. Repita el procedimiento en el cuarto superior derecho (hueso frontal derecho), el cuarto inferior izquierdo (hueso parietal izquierdo) y el cuarto inferior derecho (hueso parietal derecho).
Perforación ósea de 5 agujeros intramedulares dentro del área circunscrita por los cilindros (Figura 1)
1. Taladre un agujero intramedular bajo riego salino (0,8 mm de diámetro, 1 mm de profundidad) con una fresa redonda en el hueso, en el centro del área circunscrita por el cilindro. Asegúrese de que aparezca sangrado.
2. Taladre dos agujeros intramedulares más a lo largo del eje pasando a través de los dos tornillos de pestaña, en los bordes internos del cilindro. A lo largo del hacha perpendicular, taladre dos agujeros intramedulares más en los bordes internos del cilindro. Asegúrese de que aparezca sangrado.
3. Repita la operación dentro de los otros tres cilindros.
Cilindros de llenado con muestras de material y tapón (Figura 3)
1. Prepare el material sustitutivo óseo deseado de acuerdo con las instrucciones del fabricante o las especificaciones del material.
2. Llene el primer cilindro hasta el borde con la muestra de material y cierre el cilindro ajustando la tapa. Repita el proceso en los otros 3 cilindros.
Cierre del sitio quirúrgico
1. Cierre la piel por encima de los cilindros con una sutura intermitente no resorbable.
2. Aplique un apósito pulverizable sobre la herida.

3. Tratamiento postquirúrgico

Detener el suministro de analgesia y anestesia (propofol y fentanilo detención de perfusión) y comprobar la recuperación de la respiración autónoma.
Detenga la ventilación una vez que el animal haya recuperado la respiración autónoma. Mantenga al animal bajo oxígeno puro antes de despertar completo.
Inyectar clorhidrato de buprenorfina SC (0,02 mg/kg, 0,03 mg/ml, 0,67 ml/kg) y repetir la inyección cada 6 h durante 3 días como analgesia postquirúrgica.
Transfiera al animal a su alojamiento habitual con agua y alimentación completa.
Retire las suturas después de unos 10 días de cicatrización de heridas.

Representative Results

El modelo descrito en este documento está dedicado a la evaluación de la osteoconducción en sustitutos óseos. También se puede evaluar la osteogénesis y la osteoinducción de los sustitutos óseos (pre-)celularizados o cargados con moléculas bioactivas, así como la vasculogénesis1,2,3,4, 5 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 20 , 21 , 22 , 23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30. Se puede utilizar un estudio cinético, desde 3 días hasta 3 meses después de la cirugía dependiendo de los mecanismos y salidas a analizar. Una línea de tiempo clásica que permite descripciones en la madrugada y media es: 2, 4, 6, 8 y 12 semanas. Tenga en cuenta que un mínimo de 6 muestras por punto de tiempo es obligatorio para obtener resultados significativos. Cada muestra a ser probada debe colocarse al menos una vez en cada posición en el cráneo por punto de tiempo (asignación aleatoria). Por último, las muestras falsas (por ejemplo, cilindros llenos de sangre coagulada) deben incluirse en el protocolo34.

Una vez completada la cirugía, el crecimiento óseo puede ser monitoreado en diferentes momentos mediante el uso de tomografía ósea en animales vivos. Un ejemplo se muestra en la Figura 4A,B. Un análisis adicional requiere que los animales sean sacrificados (inyección intravenosa letal de 150 mg/kg de pentobarbital (100 mg/ml). Después de la eutanasia, las muestras se seccionan y los cilindros se retiran cuidadosamente (Figura5). Las biopsias se fijan con una solución de solución salina tamponada con fosfato y un 4% de formaldehuro. El crecimiento óseo puede evaluarse mediante microtomografía (Figura4 C,D). Las muestras también se pueden procesar para la tinción histológica (inmune). El análisis histomorfométrico y las tinciones específicas son posibles para completar el análisis más específicamente (Figura6).

Figura 1: Especificaciones de los cilindros PEEK. Se perforaron dos orificios (0,8 mm de diámetro) en las pestañas estabilizadoras laterales para atornillar. Las posiciones de los 5 agujeros intramedulares (0,8 mm de diámetro) que se perforarán en el cráneo dentro del área delimitada por el cilindro se marcan con círculos rojos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2: Imagen representativa del cráneo del conejo y colocación de los cilindros. Imágenes que muestran la mediana y coronal suturas en el cráneo del conejo descongranando los huesos parietales y frontales izquierdo-derecho (A,B). Colocación de los cilindros a ambos lados de las suturas (C). Barras de escala de 5 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3: Imagen representativa de los cilindros fijos, llenados y tapados. Imagen que muestra cuatro cilindros fijados en el cráneo de un conejo con tornillos de titanio. Dentro del área delimitada por cada cilindro, se perforaron 5 orificios intramedulares (0,8 mm de diámetro, 1 mm de profundidad) bajo riego con una fresa redonda para permitir la migración de células óseas. Los cilindros se llenaron con diferentes muestras sustitutivas óseas (volúmenes calibrados) antes del taponamiento (solo se muestra un cilindro cerrado). Barra de escala de 5 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4: Imágenes representativas del análisis microtomográfico (micro-CT). Con el objetivo final de evaluar el crecimiento óseo realizado por sustitutos óseos, 4 cilindros se fijaron en un cráneo de conejo con tornillos de titanio y se llenaron con materiales sustitutivos de hueso. (A) Imágenes en vivo: escaneo transversal bidimensional (14 min, 99 kV/88 a a con una resolución de 20 m) de un cilindro a las 12 semanas. (B) reconstrucción tridimensional (3D) a partir del análisis micro-CT vivo a las 4 semanas (círculos rojos: sustitutos óseos en cilindros; flecha roja: control en el que el cilindro está lleno de sangre coagulada). (C,D) Después de la eutanasia (12 semanas), los cilindros se retiraron antes de la fijación y el análisis de micro-CT. (C) Escaneo transversal 2D (57 min, 99 kV/88 áA con una resolución de 10 m) de un cilindro y reconstrucción 3D del hueso nuevo total en el cilindro (D). Se muestran partículas sustitutivas óseas (rojas), hueso nuevo (verde) y lecho óseo (amarillo). Barras de escala de 2 mm Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 5: Imágenes representativas de una biopsia a las 4 semanas. Después de la eutanasia (4 semanas), las muestras fueron seccionadas por bloques y los cilindros fueron retirados antes de la fijación en 4% de formalina, análisis de micro-CT y procesamiento histológico. Barra de escala de 5 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 6: Imágenes representativas de las secciones (inmunes) histológicas. Con el objetivo final de evaluar el crecimiento óseo y la neovascularización llevada a cabo por sustitutos óseos, 4 cilindros se fijaron en un cráneo de conejo con tornillos de titanio y se llenaron con sustitutos óseos. Después de la eutanasia (12 semanas), los cilindros se retiraron antes de la fijación y el procesamiento histológico. (A) Tinción Masson-Goldner (50x): sustituto óseo aparece como partículas malva rodeadas de hueso nuevo en verde. (B) Las rodajas fueron escaneadas y procesadas para la extracción digital de material sustitutivo óseo para que el nuevo hueso (rojo) pudiera cuantificarse fácilmente. (C) Inmunomanchación de CD31 (flechas), un marcador típico de células endoteliales y el proceso de neovascularización. (D) Tinción inmunofluorescente (verde) de una zona altamente neovascularizada en la que algunos capilares nuevos expresan altamente CD31 (flecha). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discussion

Los autores no tienen nada que revelar.

Disclosures

Acknowledgements

Los autores están en deuda con Geistlich AG (Wolhusen, CH) y la fundación Osteología (Lucerne, CH) (concesión no 18-049) por su apoyo, así como Con El Global D (Brignais, FR) para el suministro de los tornillos. Un agradecimiento particular va a dr. B. Schaefer de Geistlich. También estamos agradecidos a Eliane Dubois y Claire Herrmann por su excelente procesamiento histológico y sus valiosos consejos. Por último, reconocemos calurosamente a Xavier Belin, Sylvie Roulet y a todo el equipo de Pr Walid Habre, "cirugía experimental Dpt", por su notable asistencia técnica.

Materials

Fármacos
Enrofloxacina Baytril 10%	Bayer		Antibiótico
Fentanilo	Bischel		Para analgesia
Ketalar 50mg/ml	Pfizer		Ketamina para anestesia
Lidohex	Bichsel		Gel lubricante para los ojos
Opsite	Smith y Sobrino	66004978	Apósito en aerosol
Povidona yodada 10%, Betadine	Mundipharma		agente antiinfeccioso
Propofol 2%	Braun	3538710	Para anestesia
Rapidocaína 2%	sintetica Anestesia		local
Ringer-acetato	Fresenius Kabi		Compensación de volumen
Rompun 2%	Bayer		Xilacina para anestesia
Sevoflurano 5%	Abbvie		Para anestesia
Solución salina estéril	Sintetica
Temgesic	Reckitt Benckiser		Clorhidrato de buprenorfina, analgesia
Tiopental Inresa	Ospediala		Para anestesia
Xilocaína 10% spray	Astra Zeneca		Para intubación
Nombre	Company	Número de catálogo	Comentarios
Equipo
Fresenius Vial piloto C	Bomba de infusión	Imexmed
Almohadilla calefactada	Aparato
de HarvardAspiración dominante 50	Medela
Tubo de aspiración Optimus	Promedical	80342.2
Motor quirúrgico	Schick dental	Qube	Perforación de orificios intramedulares
Ventilación	Maquet Servo1
Name	Company	Número de catálogo	Comentarios
Material
Cilindros y tapones	Boutyplast	Composición personalizada	: PEEK (poliéter éter cetona)
Manual eje de retención	GlobalD	ACT1K
Mango móvil para eje de retención automático	GlobalD	MTM
Autoperforante tornillos	GlobalD	VA1.2KL4	tornillos de accionamiento transversal compuestos por titanio grado 5, ISO 5832-3
Name	>Company	Número de catálogo	>Comentarios
>Bandeja quirúrgica
Tubo endotraqueal Shiley diámetro 2,5mm	Covidien	86233	Para intubación
Tubo endotraqueal Shiley diámetro 4,9mm	Covidien	107-35G	Para intubación
Ethicon prolene 4-0	Ehticon	8581H	Pinza de sutura no reabsorbible
Marcel	Blanc	BD027R	145 mm
Catéter de intubación	Cook medical		Guía para la intubación
Soporte de aguja	Marcel Blanc	BM008R
Agujas BD Microlance3	Becton Dickinson	300300/304622	26G; 18G
Periosteal	HU-Friedy	P9X
Fresas quirúrgicas redondas	Patterson	78000	0,8 mm de diámetro, Perforación de agujeros intramedulares
Bisturí	Swann-Morton		n° 10 y n° 15
Tijeras	Marcel Blanc	00657	180 mm
Jeringas Omnifix	Braun	4616057V	5ml, 10ml y 50ml
Venflon G22	Braun	42690985-01	Vasofix seguridad para el oído iv line

References

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