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Artículo de método

In Vitro Establecimiento de una línea celular de cáncer de cabeza y cuello de murine genéticamente diseñada utilizando un sistema de virus Cas9 asociado con Adeno

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DOI:

10.3791/60410

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9 de enero de 2020

 ,  ,  ,  , 
1The Shraga Segal Department of Microbiology, Immunology and Genetics, Ben-Gurion University of the Negev, 2Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 3Human Oncology & Pathogenesis Program (HOPP), Memorial Sloan Kettering Cancer Center, 4Institute of Pathology, Barzilai University Medical Center

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

El desarrollo de modelos murinos con genes específicos mutados en pacientes con cáncer de cabeza y cuello es necesario para comprender la neoplasia. Aquí, presentamos un protocolo para la transformación in vitro de células de la lengua murina primaria utilizando un sistema adeno-asociado virus-Cas9 para generar líneas celulares HNC murinas con alteraciones genómicas específicas.

Resumen

El uso de células epiteliales normales primarias permite inducir reproduciblemente las alteraciones genómicas necesarias para la transformación celular mediante la introducción de mutaciones específicas en oncogenes y genes supresores de tumores, utilizando tecnología de edición del genoma basada en repetición palindrómica corta (CRISPR) en ratones. Esta tecnología nos permite imitar con precisión los cambios genéticos que se producen en los cánceres humanos que utilizan ratones. Al transformar genéticamente las células primarias murinas, podemos estudiar mejor el desarrollo, la progresión, el tratamiento y el diagnóstico del cáncer. En este estudio, utilizamos células epiteliales de lengua de ratón Cas9 inducibles Cre 9 para permitir la edición del genoma utilizando virus asociado al adeno (AAV) in vitro. Específicamente, al alterar KRAS, p53 y APC en células epiteliales normales de la lengua, generamos una línea celular de cáncer de cabeza y cuello murino (HNC) in vitro, que es tumorigénica en ratones singéricos. El método presentado aquí describe en detalle cómo generar líneas celulares HNC con alteraciones genómicas específicas y explica su idoneidad para predecir la progresión del tumor en ratones singéricos. Prevemos que este método prometedor será informativo y útil para estudiar la biología tumoral y la terapia de HNC.

Introducción

La HNC es una neoplasia maligna común en todo el mundo1. El modelado de la génesis de la neoplasia HNC se encuentra actualmente en un punto de inflexión científico2. Si bien se han identificado muchas mutaciones genéticas en HNC2,3,4 (por ejemplo, TP53, PIK3CA, NOTCH1, FAT1 y RAS) las combinaciones específicas de alteraciones genómicas necesarias en concierto para inducir la HNC siguen sin estar claras.

El uso actual de líneas celulares HNC humanas ha ayudado significativamente a dilucidar los mecanismos asociados con la patogénesis y el tratamiento3. Sin embargo, el estudio de las líneas celulares humanas en sistemas murinos inmunocomprometidos tiene sus limitaciones, porque estos sistemas no abordan el proceso neoplásico in vivo, el papel de mutaciones genéticas específicas y las respuestas de tratamiento en un microambiente inmune. Por lo tanto, el desarrollo y establecimiento de líneas celulares murinas con alteraciones genéticas específicas son de importancia primordial para estudiar cómo los diferentes genes contribuyen al proceso de transformación y para probar nuevas terapias basadas en moléculas en ratones inmunocompetentes.

Los estudios de la función génica en la investigación biomédica se han visto significativamente afectados por los avances en las tecnologías de edición de ADN, mediante la introducción de roturas de doble cadena (DSB), por ejemplo5. Estas tecnologías, incluido el uso de nucleasas de dedos de zinc, las nucleasas de efector similares a los activadores de transcripción y las repeticiones palindrómicas cortas regulables agrupadas (CRISPR/Cas9), permiten la manipulación de cualquier gen de interés en su locus. Los últimos sistemas CRISPR/Cas9 se componen de un ARN guía (gRNA) que ordena a la nucleasa Cas9 que genere un OSD en un sitio específico del genoma. Este sistema ha ganado un amplio reconocimiento en la modificación de genes endógenos en cualquier célula o tejido diana, incluso en los organismos más tradicionalmente difíciles de tratar5. Tiene múltiples ventajas sobre otros sistemas debido a su simplicidad, velocidad y eficiencia.

En oncología, la tecnología CRISPR/CAS9 ha cumplido la necesidad de imitar eficazmente las células cancerosas. Para establecer este sistema en HNC, manipulamos el potente oncogén KRAS y dos genes supresores de tumores importantes, APC y p536. Según la base de datos GENIE7,esta combinación es rara en HNC. Las mutaciones de RAS (HRAS, NRAS y KRAS) están presentes en sólo el 7% de todas las poblaciones de HNC. Estos tumores tienden a ser resistentes a la terapia8,9.

La entrega de Cas9 y su ARNm se logra a través de la transducción viral utilizando AAVs o lentivirus. El AAV recombinante es a menudo el método preferido para la entrega de genes a las células diana debido a su alto títer, respuesta inmune leve, capacidad de transducción de una amplia gama de células, y seguridad general. Utilizando un sistema AAV, se han generado varias líneas celulares de ratón específicas del tejido, y todavía se están desarrollando nuevas líneas celulares10,11,12. Sin embargo, aún queda por desarrollar un sistema de edición genómica eficiente que pueda generar modelos de líneas celulares HNC murinos. En este estudio, buscamos desarrollar un sistema in vitro basado en AAV-Cas9 para transformar las células primarias de la lengua murina en un estado tumorigénico. Este protocolo único de transformación CRISPR/Cas9 y la línea celular tumoral establecida se pueden utilizar para comprender mejor la biología de la HNC inducida por una diversidad de alteraciones genómicas.

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Protocolo

Este estudio fue aprobado por la Universidad Ben Gurion del Comité de Cuidado y Uso de Animales Negev. Los experimentos con animales fueron aprobados por la IACUC (IL.80-12-2015 e IL.29-05-2018(E)). Todos los aspectos de las pruebas con animales, la vivienda y las condiciones ambientales utilizadas en este estudio cumplieron con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio13.

1. Producción de virus asociados a Adeno

  1. Día 1: Cultivo celular
    1. Semilla 4 x 10 6 hek293T células por placa de 14,5 cm en 15 ml de DMEM. Preparar 10 placas para la transfección con polietilenimina (PEI) (1 g/L).
  2. Día 2: Transfección de células HEK293T usando PEI
    1. Retire los medios y vuelva a alimentarlo con DMEM caliente 1 h antes de la transfección.
    2. Reactivos de transfección precalentados y DMEM.
    3. Utilizar 10 g del plásmido de interés que contiene AAV ITR (AAV pCM109 EFS Cre sg APC sg KRAS sg P53- KRAS HDR), 10 g del plásmido cápside AAV 2/9n (con el gen de repetición de AAV2 y el gen de la tapa de AAV9, y 10 g del plásmido auxiliar (ayudante pAdDelta F5) por placa (Ver Tabla de Materiales).
      NOTA: Una nueva generación de plásmido auxiliar - pAdDeltaF614,15,16 que también se puede utilizar para la producción de AAV está disponible.
    4. Mezclar los plásmidos en 1 ml de DMEM liso por placa. A continuación, añadir 90 l de polietilenimina (plásmido total: concentración de PEI 1:3) a la mezcla de plásmido y vórtice brevemente.
    5. Incubar la mezcla de ADN PEI-plásmido durante 20 min a temperatura ambiente (RT).
    6. Agregue la mezcla con gotas encima de las células HEK293T y transfiera las placas a la incubadora de cultivo celular a 37 oC con un 5% deCO2 durante 24 horas.
  3. Día 3: Cambio medio después de la transfección
    1. Retire el medio por completo y añada 15 ml de DMEM fresco.
  4. Día 5: Cosecha del virus
    1. Prepare un baño de hielo seco/etanol.
    2. Recoger las células con un rascador de células y transferirlas en tubos de 50 ml (2 placas por tubo de 50 ml).
    3. Tubos de giro a 800 x g durante 15 min a temperatura ambiente.
    4. Deseche el sobrenadante de todos los tubos. Añadir 0,5 ml del tampón de lisis (150 mM NaCl, 50 mM Tris-HCl, pH a 8,5) por placa (es decir, 5 ml para 10 placas) solo al primer tubo. Resuspenda las células y transfiera el volumen total al siguiente tubo y continúe hasta el último tubo.
    5. Transfiera la suspensión celular a un tubo fresco de 50 ml. Lave los tubos con el mismo volumen de tampón de lisis (0,5 ml por placa) utilizando el mismo método de transferencia descrito en el paso 1.4.4.
    6. Sujete la suspensión celular a tres rondas de ciclos de congelación/descongelación de 10 minutos entre un baño de hielo seco/etanol y un baño de agua de 37 oC. Vórtice brevemente después de cada descongelación.
    7. Si la purificación se lleva a cabo el mismo día, ajuste el tampón de equilibrio y elución (véase el Cuadro 1 para la receta) en RT.
    8. Añadir 50 unidades de benzonasa por placa e incubar a 37oC durante 1,5 h.
      NOTA: Benzonase se utiliza para digerir los ácidos nucleicos residuales de las células productoras del huésped y el ADN plásmido presente en la suspensión celular.
    9. Gire los tubos a 3.000 x g durante 15 min a 4 oC.
    10. Recoger el sobrenadante en una jeringa con una aguja de acero de 18 G y empujar la solución a través de un filtro de 0,45 m en un tubo de 15 ml para obtener el lisato crudo.
    11. Almacene el lisado crudo a 4oC durante unas semanas hasta su purificación o continuar la purificación.

2. Purificación AAV

  1. Día 5 o posterior
    1. Coloque el búfer de equilibrio y elución en RT.
    2. Lave las columnas de cromatografía con 10 ml del tampón de equilibrio.
    3. Añadir 0,5 ml por placa de heparina-agarosa a la columna17 y luego añadir el búfer de equilibrio (4 veces el volumen de la heparina-agarosa). Mezcle las soluciones invirtiendo la columna y deje que el sedimento de agarosa.
    4. Elule el búfer de equilibrio de la columna por gravedad.
      NOTA: Deje un poco de tampón de equilibrio para evitar que la agarosa se seque.
    5. Cargue el lisado crudo sobre la columna e incubar durante 2 h a 4 oC con agitación constante. Ponga la columna en posición vertical y deje que la agarosa se sedimente.
    6. Eluya el crudo lisado por gravedad.
    7. Lavar la columna con tampón de equilibrio (4 veces el volumen de la heparina-agarosa).
    8. Coloque un filtro de proteína centrífuga de 100 kDa debajo de la columna y eluda el virus utilizando un tampón de elución (3 veces el volumen de la heparina-agarosa) en el filtro.
      NOTA: El búfer de elución no debe superar los 15 ml.
    9. Centrifugar el filtro a 3.000 x g durante 30 minutos hasta que quede menos de 1 ml en el filtro.
    10. Llene el filtro con PBS y centrífuga a 3.000 x g durante 30 min hasta que quede menos de 1 ml en el filtro. Repita este paso 2x para eliminar todas las sales.
    11. Concentrar la solución del virus en el filtro por centrifugación a 3.000 x g para llegar a un volumen lo más pequeño posible (menos de 200 l).
    12. Aspirar la solución de virus con una aguja y una jeringa y empujar la solución a través de un filtro de 0,22 m en un tubo.
    13. Hacer alícuotas de partículas virales concentradas para su almacenamiento.
      NOTA: Las alícuotas deben ser de 20 oL para el almacenamiento a corto plazo a 4 oC y 5 oC para el almacenamiento a largo plazo a -80 oC.
    14. Determinar el titer viral y la eficiencia de transducción viral como se describió anteriormente14,18,19,20.

3. Aislamiento y cultivo de células primarias

  1. Día 1
    1. Eutanasia a un hombre o mujer de 6 semanas de edad B6;129-Gt(ROSA)26Sortm1(CAG-cas9*,-EGFP)Fezh/J por asfixia CO2 o cualquier otro protocolo aprobado por la IACUC.
      NOTA: Estos ratones knockin CRISPR/Cas9 tienen expresión dependiente de Cre recombinase de cas9 endonucleasa y EGFP dirigida por un promotor de CAG. La secuencia aguas arriba de Lox-Stop-Lox (LSL) presente en el genoma de estos ratones evita la expresión de Cas9 y EGFP en ausencia de Cre recombinase. Cuando se utilizan en combinación con ARN de guía única (sgRNAs) y una fuente Cre, permiten la edición de genes de ratón individuales o múltiples in vivo o ex vivo14.
    2. Disecciona la lengua de los ratones eutanasiados usando tijeras quirúrgicas.
    3. Disocia manualmente el tejido picando el tejido de la lengua en fragmentos muy pequeños usando un bisturí. Recoger los fragmentos de tejido en un tubo de 15 ml que contiene 4,5 ml de medio plano RPMI (con suero fuera).
    4. Añadir la mezcla de enzimas triples (200 l) (ver Tabla 1 para la receta) a los fragmentos de tejido.
    5. Incubar la mezcla tejido-enzima a 37 oC durante 30 minutos y toque el tubo cada 10 minutos para mejorar la disociación enzimática del tejido.
    6. Añadir un 5% de suero bovino fetal (FBS) que contenga HBSS/PBS a la mezcla tejido-enzima para detener la acción enzimática.
    7. Filtre la suspensión celular anterior a través de una malla de nylon estéril de 70 m para separar las células dispersas y fragmentos de tejido más grandes.
    8. Lavar la suspensión de celda filtrada por centrifugación durante 300 x g durante 5 min en HBSS/PBS a RT.
    9. Resuspende el pellet en medio de cultivo (10% FBS en RPMI/DMEM) y crece en platos de cultivo de 60 mm hasta que se formen colonias celulares distintas.
      1. Los agregados de células de cultivo se conservan en la parte superior del filtro en una placa de cultivo de 60 mm que contiene 3 ml de medios completos (10% FBS en RPMI/DMEM) hasta que se forman colonias celulares.
    10. Examine microscópicamente las células primarias para detectar la presencia de contaminación por fibroblastos después de 1 semana de cultivo. Tratar las células primarias desarrolladas a partir de agregados y suspensiones celulares con 0.25 solución de trippsina 0.02% EDTA a 37 oC durante 1 min para eliminar los fibroblastos.
      NOTA: Por lo general, el cultivo primario de los agregados celulares produce más colonias en comparación con las suspensiones de una sola célula. Las células de estas colonias proporcionan una mejor eficiencia de transducción con la transducción AAV.

4. Transducción AAV de células primarias

  1. Día 10
    1. Semilla 2 x 105 células primarias por pozo en 6 placas de pozo en 2 ml de medios completos (10% FBS en RPMI/DMEM).
    2. Al día siguiente, transducir las células con 1012 genomas/ml virales (1010 unidades de transducción/ml) e incubar las células en medios virales que contienen partículas durante 48 h a 37 oC.
    3. Retire el medio viral que contiene partículas y alimente las células transducidas por AAV con medios completos.
      NOTA: Sólo las células que se sometieron a transducción expresarán la FPG y comenzarán a proliferar. Las células que no fueron transductivas eventualmente morirán dentro de 2 semanas.
    4. Después de 2 semanas de expansión del cultivo, sembrar las células para la validación y los experimentos tumorigénicos in vivo.
      NOTA: El ADN genómico de las células transducidas por AAV y las células primarias normales de los ratones Cas9 se extrajeron para validar la edición específica del genoma utilizando protocolos estándar. La secuenciación del ADN extraído y el análisis de los datos secuenciados(Tabla 2) se realizaron utilizando un ensayo de secuenciación de próxima generación basado en la captura de hibridación (por ejemplo, plataforma MSK-IMPACT) como se describió anteriormente21.

5. Validación de la transformación de células normales a células tumorigénicas mediante inmunofluorescencia y hincha occidental

  1. Inmunofluorescencia
    1. Semilla 2 x 105 células en tapas de vidrio de 12 mm y colóquelas en una incubadora durante la noche.
    2. Fijar células en 4% paraformaldehído en PBS (pH a 7.4) y proceso para el etiquetado de inmunofluorescencia.
    3. Incubar las células fijas con el primer anticuerpo primario en 1% de BSA o 1% de suero en PBST en una cámara humidificada durante 1 h a RT o durante la noche a 4oC. Los anticuerpos principales utilizados son el conejo monoclonal anti-KRT 14, el anticuerpo anti-E-cadherin a conejo monoclonal y el ratón Cas9 mAb.
    4. Retire la solución de anticuerpos primarios de los cubretapas lavando las células 3 veces durante 5 min con 1x PBS.
    5. Incubar las células con Cy3 burro anticonejo anticonejo IgG y / o Cy3 cabra anti-ratón IgG anticuerpos secundarios en 5% BSA en PBST durante 1 h en RT en la oscuridad.
    6. Retire la solución secundaria de anticuerpos de los cubrepies y lave las células 3veces como se describe en el paso 5.1.4.
    7. Monte los cubreobjetos con una gota de medio de montaje que contenga DAPI (DAPI Fluoromount).
    8. Conservar en la oscuridad a 4oC hasta que las diapositivas se muestren con microscopía de fluorescencia.
  2. Hincha occidental
    1. Semilla 1 x 106 células transformadas en un plato de cultivo de 100 mm y colóquelas en una incubadora durante la noche.
    2. Lave y raspe las células transformadas en PBS helado de 200 l.
    3. Centrifugar el tubo que contiene la suspensión celular durante 10 min a 2.000 x g a 4 oC para peletizar las células.
    4. Aspirar el sobrenadante y la lentitud de las células utilizando tampón de lisis (ver Tabla 1) que contiene cócteles inhibidores de la fosfatasa y un inhibidor de la proteasa durante 10 min a 4 oC. Centrifugar los lysates durante 10 min a 10.000 x g y 4oC y recoger los lysates despejados.
    5. Utilice un kit de ensayo Bradford disponible comercialmente para determinar la concentración de proteínas siguiendo el protocolo del fabricante. Utilice un tampón de muestra 4x (500 mM Tris pH a 6,8, 40% glicerol, 8% SDS, 20% H2O, 0,02% de azul bromofenol) para ajustar las muestras de proteínas a 0,5 o 1 g/L. Hervir a 96 oC durante 5 min.
      NOTA: Las muestras se pueden almacenar a -80 oC o hasta que se realice un análisis de la mancha occidental.
    6. Separar las cantidades iguales de lisato total (30 g) por 10% de electroforesis de gel de dodecilo sulfato de sodio-poliacrilamida (SDS-PAGE). Asegúrese de que el tinte llegue a la parte inferior del gel. Transfiera la proteína a la membrana de nylon mediante una hinchazón semiseca a 25 V durante 30 min.
    7. Vierta 5% De BSA en solución salina tris tamponada (TBS)-0.1% Tween (TBST) sobre la membrana para cubrirla completamente. Bloquear la membrana durante 1 h en RT. Incubar la mebrana con anticuerpos primarios (anti-Cre, anti-Cas9, anti-GFP, anti-a catenina, anti p53, anti-fosfo-ERK, y anti-a-actina diluida en 5% BSA TBST) a 4 oC durante la noche.
    8. Después de la incubación, lavar las membranas durante 10 min con 1 tbST asegurándose de que la solución cubre completamente la membrana. Realice este lavado 3x, y luego agregue el anticuerpo secundario conjugado de peroxidasa de rábano picante (HRP) (diluido 1:10,000 en 5% BSA TBST) a la membrana. Incubar durante 1 h a RT.
    9. Después de la incubación, lavar las membranas durante 10 min con 1 tbST asegurándose de que la solución cubre completamente la membrana. Realice la toma de imágenes de quimioluminiscencia (ver Tabla de Materiales)para exponer las bandas y capturar las imágenes en consecuencia.
  3. Validación del potencial tumorígeno de células transformadas en ratones inmunocompetentes
    NOTA: Los ratones fueron mantenidos y tratados de acuerdo con las directrices institucionales de la Universidad Ben-Gurion del Negev. Cabeceo. CB17-Prkdc-scid/NCr Hsd (NOD. SCID) y ratones C57BL/6 se utilizaron para los estudios in vivo. Los ratones fueron alojados en armarios de flujo laminar filtrados por aire con un ciclo de luz/oscuridad de 12 horas y fueron alimentados con alimentos y agua ad libitum.
    1. Use NOD hembra de 6-8 semanas de edad. CB17-Prkdc-scid/NCr Hsd (NOD. SCID) y C57BL/6 para el estudio.
    2. Trippsinizar las células transformadas AAV-Cas9. Detenga la trippsinización con DMEM precalentado a 37 oC y recójala en un tubo de 50 ml.
    3. Centrifugar el tubo a 800 x g durante 10 min a temperatura ambiente. Deseche el sobrenadante y vuelva a suspender el pellet celular en medio DMEM sin FBS. Realice la centrifugación de nuevo y vuelva a suspender el pellet celular en 1x PBS.
      NOTA: No mantenga las células en 1x PBS durante demasiado tiempo. Mantenga siempre la suspensión celular sobre hielo para evitar que se agrupe las células.
    4. Utilice un contador de células automático para contar las células y diluir las células a la concentración deseada (2,5 x 107 células/ml) utilizando 1pbS. Generar tumores a través de una inyección subcutánea de la suspensión celular transformada AAV-Cas9 en el flanco derecho de cada NOD. CB17-Prkdc-scid/NCr Hsd (NOD. SCID) ratón (2 x 106 celdas/ratón). Para generar un modelo ortotrópico en ratones singéricos, inyectar 0,5 x 106 células primarias o las células transformadas AAV-Cas9 en la lengua de ratones inmunocompetentes C57BL/6.
    5. Euthanizar a los animales 2 semanas después de la inyección por asfixia de CO2, y diseccionar los tumores de los ratones eutanasiados para el análisis de inmunohistoquímica.

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Resultados

Uso del sistema AAV para transformar células Cas9 normales
La Figura 1 proporciona un mapa vectorial detallado del plásmido transgénico AAV utilizado en este estudio. La Figura 2 describe el diseño y el funcionamiento del sistema basado en AAV-Cas9. Para producir partículas virales, las células HEK293T se transcusaron con el vector transgén al AAV y otros vectores de empaquetado viral utilizando el método de t...

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Discusión

Varios métodos se han utilizado previamente para transformar células primarias en cultivo con grados variables de éxito25,26,27,28. La mayoría de estos métodos utilizan células de fibroblastos de ratón para la transformación14,17,18,19 o utilizan carcinógenos como 4-n...

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Divulgaciones

M.S. forma parte del Consejo Asesor del Instituto de Biociencia, y Menarini Ricerche ha recibido fondos de investigación de Puma Biotechnology, Daiichi-Sankio, Targimmune, Immunomedics y Menarini Ricerche. M.S. también es cofundador de Medendi Medical Travel, y en los últimos 2 años, ha recibido honorarios de Menarini Ricerche y ADC Pharma. Todos los demás autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Queremos agradecer al Dr. Daniel Gitler por proporcionarnos el plásmido pAd Delta 5 Helper. Este trabajo fue financiado por la Israel Science Foundation (ISF, 700/16) (a ME), la Fundación Binacional de Ciencias De Estados Unidos-Israel (BSF, 2017323) (a ME y MS), la Asociación Israelí contra el Cáncer (ICA, 20170024) (a ME), la Israel Cancer Research Foundation (ICRF, 17-1693-RCDA) (a ME) y la Concern Foundation (#7895) (a ME). Beca: la beca Alon a ME y BGU Kreitman becas a SJ y MP.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
fuertes
Anti ratón HRP JacksonImmunoResearch115-035-146
Anti conejo HRPJackson ImmunoResearch711-035-152
célulasmAb de ratón Cas914697
CreBioLegend900901
Cy3-AffiniPure IgG anti-ratón de cabraJackson ImmunoResearch115-165-062
Cy-AffiniIgG anti-conejo de cabrapura Jackson ImmunoResearch111-165-144
GFPSanta Cruz Biotechnologysc-9996
Phospho-p44/42 MAPK (Erk1/2)Tecnología de señalización celular4370
de señalización celularmonoclonal anti E cadherina de conejo3195S
Conejo monoclonal anti-KRT 14AbcamAB-ab181595
y beta; actinaMP Biomedicals691001
y beta; tecnologíade señalización celular9582S
Líneas celulares
HEK93TATCCCRL-3216
strong<>Medios de cultivo, productos químicos y reactivos
Bradford ReactivoBio-Rad 30015484
BSAAmresco0332-TAM-50G
DAPI fluoromountSouthern Biotech0100-20
DMEMIndustrias Biológicas Israel Beit-Haemek Ltd.01-055-1A
ECL (Westar Supernova y Westar Nova 2.0)CyanagenXLS3.0100 y XLS071.0250
FBSBiological Industries Israel Beit-Haemek Ltd.04-127-1A
HBSSSigmaH6648
Heparina - AgarosaSigmaH6508
Aislado II Kit de ADN Genómico BiolineBIO-52066
MgCl2Panreac AppliChem300283
NaClBio Lab Ltd1903059100
PBSBiological Industries Israel Beit-Haemek Ltd.02-023-1A
PEIPolysciences23966-1
Solución de estreptococos en plumaIndustrias biológicas Israel Beit-Haemek Ltd.03-031-1B
PFASanta Cruz Biotechnology30525-89-4
Cóctel de inhibidores de fosfatasaBiotoolB15001A/B
Cóctel de inhibidores de proteasaMilliporeSigmaP2714-1BTL
Tampón TrisMERCK Millipore648311-1KG
fuerte>Enzimas
BenzonaseSigmaE1014
Colagenasa IVThermo Fisher Scientific17104019
DNAseThermo Fisher Scientific18047019
HialuronidasaMilliporeSigmaH3506
TripsinaIndustrias Biológicas Israel Beit-Haemek Ltd.03-050-1B
Artículos de vidrio
CubreobjetosBar NaorBNCB00130RA1
Deslizadores BarNaorBN9308C
Mouse cepas
C57BL/6Envigo
B6; 129-Gt(ROSA)26Sortm1(CAG-cas9*,-EGFP)Fezh/JJackson labs24857
NOD. CB17-Prkdc-scid/NCr Hsd (Nod.Scid)Envigo
Plasmidios
AAV pCM109 EFS Cre sg APC sg Kras sg P53- Kras HDRBroad Institute of MITAmable regalo del Dr. Randall J Platt y el Dr. Joseph Rosenbluh, Broad Institute of MIT y Harvard, Cambridge, MA 02142, EE. UU.
AAV 2/9 vector de cápsideAddgene112865
pAD Delta F5 ayudanteBen Gurion Universidad del NegevProporcionado por el Dr. Daniel Gitler, Departamento de Fisiología y Biología Celular, Facultad de Ciencias de la Salud, y Centro Zlotowski de Neurociencia, Universidad Ben-Gurion del Negev, Beer-Sheva 84105, Israel.
Artículos de plástico
Amicon-ULTRA filter 100 KDaMilliporeUFC910024
0.22 µ m filtros estériles, 4 mmMillexSLGV004SL
0,45 y micro; m Filtros estériles, 13 mmMillexSLHV013SL
Placas de cultivoGreiner Bio-One
Tubos FalconGreiner Bio-One
Tecnología de señalización de Tecnología de catenina <

Referencias

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