Artículo de método

Medición de la cinemática del hombro 3D in vivo mediante videorradiografía biplanar

DOI:

10.3791/62210

⸱

12 de marzo de 2021

 ,  , 
1Bone and Joint Center, Department of Orthopaedic Surgery, Henry Ford Health System

En este artículo

Resumen

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La videorradiografía biplana puede cuantificar la cinemática del hombro con un alto grado de precisión. El protocolo descrito en este documento fue diseñado específicamente para rastrear la escápula, el húmero y las costillas durante la elevación humeral plana, y describe los procedimientos para la recopilación, el procesamiento y el análisis de datos. También se describen consideraciones únicas para la recopilación de datos.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El hombro es uno de los sistemas articulares más complejos del cuerpo humano, con movimiento que ocurre a través de las acciones coordinadas de cuatro articulaciones individuales, múltiples ligamentos y aproximadamente 20 músculos. Desafortunadamente, las patologías del hombro (por ejemplo, desgarros del manguito rotador, dislocaciones articulares, artritis) son comunes, lo que resulta en dolor sustancial, discapacidad y disminución de la calidad de vida. La etiología específica para muchas de estas condiciones patológicas no se entiende completamente, pero generalmente se acepta que la patología del hombro a menudo se asocia con un movimiento articular alterado. Desafortunadamente, medir el movimiento del hombro con el nivel necesario de precisión para investigar hipótesis basadas en el movimiento no es trivial. Sin embargo, las técnicas de medición de movimiento basadas en radiografía han proporcionado el avance necesario para investigar hipótesis basadas en el movimiento y proporcionar una comprensión mecanicista de la función del hombro. Por lo tanto, el propósito de este artículo es describir los enfoques para medir el movimiento del hombro utilizando un sistema de videorradiografía biplanar personalizado. Los objetivos específicos de este artículo son describir los protocolos para adquirir imágenes videorradiográficas biplanares del complejo del hombro, adquirir tomografías computarizadas, desarrollar modelos óseos en 3D, localizar puntos de referencia anatómicos, rastrear la posición y orientación del húmero, la escápula y el torso a partir de las imágenes radiográficas biplanares, y calcular las medidas de resultado cinemáticas. Además, el artículo describirá consideraciones especiales exclusivas del hombro al medir la cinemática articular utilizando este enfoque.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El hombro es uno de los sistemas articulares más complejos del cuerpo humano, con movimiento que ocurre a través de las acciones coordinadas de cuatro articulaciones individuales, múltiples ligamentos y aproximadamente 20 músculos. El hombro también tiene el mayor rango de movimiento de las principales articulaciones del cuerpo y a menudo se describe como un compromiso entre la movilidad y la estabilidad. Desafortunadamente, las patologías del hombro son comunes, lo que resulta en dolor sustancial, discapacidad y disminución de la calidad de vida. Por ejemplo, los desgarros del manguito rotador afectan a aproximadamente el 40% de la población mayor de 601,2,3 años, con aproximadamente 250,000 reparaciones del manguito rotador realizadas anualmente4, y una carga económica estimada de $ 3-5 mil millones por año en los Estados Unidos5. Además, las luxaciones de hombro son comunes y a menudo se asocian con disfunción crónica6. Por último, la artrosis articular glenohumeral (OA) es otro problema clínico importante que afecta al hombro, con estudios poblacionales que indican que aproximadamente el 15%-20% de los adultos mayores de 65 años tienen evidencia radiográfica de OA glenohumeral7,8. Estas condiciones son dolorosas, perjudican los niveles de actividad y disminuyen la calidad de vida.

Aunque las patogénesis de estas afecciones no se comprenden completamente, generalmente se acepta que el movimiento alterado del hombro se asocia con muchas patologías del hombro9,10,11. Específicamente, el movimiento anormal de las articulaciones puede contribuir a la patología9,12, o que la patología puede conducir a un movimiento anormal de las articulaciones13,14. Las relaciones entre el movimiento articular y la patología son probablemente complejas, y las alteraciones sutiles en el movimiento articular pueden ser importantes en el hombro. Por ejemplo, aunque el movimiento angular es el movimiento predominante que ocurre en la articulación glenohumeral, las traducciones articulares también ocurren durante el movimiento del hombro. En condiciones normales, es probable que estas traducciones no excedan varios milímetros15,16,17,18,19 y, por lo tanto, pueden estar por debajo del nivel de precisión in vivo para algunas técnicas de medición. Si bien puede ser tentador suponer que las pequeñas desviaciones en el movimiento articular pueden tener poco impacto clínico, es importante reconocer también que el efecto acumulativo de las desviaciones sutiles durante años de actividad del hombro puede exceder el umbral del individuo para la curación y reparación de tejidos. Además, las fuerzas in vivo en la articulación glenohumeral no son intrascendentes. Utilizando implantes de articulación glenohumeral instrumentados personalizados, estudios previos han demostrado que elevar un peso de 2 kg a la altura de la cabeza con un brazo extendido puede resultar en fuerzas articulares glenohumerales que pueden oscilar entre el 70% y el 238% del peso corporal20,21,22. En consecuencia, la combinación de cambios sutiles en el movimiento articular y altas fuerzas concentradas sobre la pequeña superficie de carga del glenoideo puede contribuir al desarrollo de patologías degenerativas del hombro.

Históricamente, la medición del movimiento del hombro se ha logrado a través de una variedad de enfoques experimentales. Estos enfoques han incluido el uso de complejos sistemas de pruebas cadavéricas diseñados para simular el movimiento del hombro23,24,25,26,27, sistemas de captura de movimiento basados en video con marcadores de superficie28,29,31, sensores electromagnéticos montados en superficie32,33,34,35 , pines óseos con marcadores reflectantes u otros sensores conectados36,37,38, imágenes médicas estáticas bidimensionales (es decir, fluoroscopia39,40,41 y radiografías17,42,43,44,45), imágenes médicas estáticas tridimensionales (3D) mediante MRI46,47, tomografía computarizada48 e imágenes fluoroscópicas dinámicas de un solo plano 3D49,50,51. Más recientemente, los sensores portátiles (por ejemplo, unidades de medición inerciales) han ganado popularidad para medir el movimiento del hombro fuera del entorno del laboratorio y en condiciones de vida libre52,53,54,55,56,57.

En los últimos años, ha habido una proliferación de sistemas radiográficos o fluoroscópicos biplanos diseñados para medir con precisión los movimientos dinámicos e in vivo en 3D del hombro58,59,60,61,62. El propósito de este artículo es describir el enfoque de los autores para medir el movimiento del hombro utilizando un sistema de videorradiografía biplanar personalizado. Los objetivos específicos de este artículo son describir los protocolos para adquirir imágenes videorradiográficas biplanares del complejo del hombro, adquirir tomografías computarizadas, desarrollar modelos óseos en 3D, localizar puntos de referencia anatómicos, rastrear la posición y orientación del húmero, la escápula y el torso a partir de las imágenes radiográficas biplanares y calcular las medidas de resultado cinemáticas.

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Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Antes de la recopilación de datos, el participante proporcionó su consentimiento informado por escrito. La investigación fue aprobada por la Junta de Revisión Institucional del Sistema de Salud Henry Ford.

Los protocolos para adquirir, procesar y analizar datos de movimiento radiográfico biplano dependen en gran medida de los sistemas de imágenes, el software de procesamiento de datos y las medidas de resultado de interés. El siguiente protocolo fue diseñado específicamente para rastrear la escápula, el húmero y la tercera y cuarta costillas durante la abducción del plano escapular o del plano coronal y para cuantificar la cinemática glenohumeral, escapulotorácica y humerotócica.

1. Protocolo de imágenes por TC

  1. Pídale al participante que se acueste en decúbito supino sobre la mesa de examen de tc con los brazos a los lados. Dependiendo del tamaño del participante, colóquelo fuera del centro de la mesa de modo que todo el hemicestundo esté disponible para la obtención de imágenes.
  2. Para adquirir las imágenes de exploración, el tecnólogo se asegura de que el campo de visión de la TC incluya la clavícula (superiormente), los epicóndilos humerales distales (inferiormente), toda la articulación glenohumeral (lateralmente) y las articulaciones costovertebral y esternoocostal (medialmente) (Figura 1).
  3. Adquirir la tomografía computarizada con los siguientes parámetros: modo de exploración = helicoidal; tensión del tubo = 120 kVp; corriente del tubo: 200-400 mA (automático); espesor de la rebanada = 0,66 mm; FOV = 34 cm.
  4. Verifique la calidad del escaneo y el campo de visión.
  5. Reformatea la adquisición usando un tamaño de matriz de imagen de 512 x 512 píxeles. Dado el grosor de la rebanada y el FOV, la adquisición da como resultado un espaciado de vóxel isotrópico de aproximadamente 0,66 mm.
  6. Exporta las imágenes en formato DICOM.

2. Protocolo de captura de movimiento de rayos X biplano

NOTA: El sistema de rayos X biplanar personalizado utilizado en este protocolo se describe en la Tabla de materiales. Los procedimientos de recopilación de datos probablemente variarán con los diferentes componentes del sistema. Los sistemas de rayos X se denominan arbitrariamente "verde" y "rojo" para distinguir los procedimientos y las secuencias de imágenes resultantes y se colocan con un ángulo entre haces de aproximadamente 50 ° y una distancia de fuente a imagen (SID) de aproximadamente 183 cm (Figura 2). Se requiere un mínimo de dos miembros del personal de investigación para la recopilación de datos; uno para operar el sistema de rayos X y la computadora, y el otro para instruir al participante de la investigación.

  1. Configuración del software de la cámara
    1. Establezca la apertura de la cámara en la configuración predeterminada (f/5.6).
      NOTA: Este valor depende de varios factores, incluyendo la cámara, el tiempo de exposición, ISO y la antropometría del participante.
    2. Abra el software de la cámara y cargue el protocolo de estudio en cada cámara (frecuencia de muestreo: 60 Hz, tiempo de exposición: 1.100 μs).
      NOTA: El tiempo de exposición de la cámara puede variar en función de varios factores, como la cámara, la configuración de apertura y la exposición radiográfica.
  2. Calentamiento del sistema
    NOTA: El ánodo del tubo de rayos X puede dañarse si se producen exposiciones de alta potencia cuando hace frío. Por lo tanto, los tubos deben calentarse mediante una serie de exposiciones de baja energía basadas en las recomendaciones del fabricante.
    1. En los paneles de control del generador de rayos X, seleccione Configuración vascular . Los ajustes vasculares preprogramados producen exposiciones de baja energía apropiadas para el calentamiento del sistema (por fabricante del sistema).
    2. Ajuste el tiempo de exposición en el generador de impulsos a 0,25 s.
    3. En los paneles de control del generador de rayos X, mantenga presionados los botones PREP . Retraso de preparación aparece en la pantalla.
    4. Una vez que ambas pantallas lean Listo para exponer, mantenga presionados simultáneamente los botones EXPOSE .
      NOTA: Esto no producirá radiografías, sino que solo armará el sistema. La producción de rayos X solo se produce presionando el pedal del pie o los gatillos de mano.
    5. Presione los botones PREP y EXPOSE en ambos paneles de control, y presione y sostenga simultáneamente el pedal (o de mano) para activar el generador de rayos X para producir rayos X.
      NOTA: Los rayos X se producen durante la duración especificada por el generador de impulsos (paso 2.3.2) o hasta que se suelta el pedal, lo que ocurra primero.
    6. Repita los pasos 2.2.2-2.2.5 hasta que la unidad de calor (HU) del tubo de rayos X supere el nivel requerido por el fabricante para adquirir imágenes (5% hu para nuestro sistema).
  3. Verifique la sincronización de la cámara y el enfoque de la imagen.
    NOTA: Verifique la sincronización y el enfoque de la cámara adquiriendo un conjunto de imágenes de prueba de la cuadrícula de corrección de distorsión (consulte la Tabla de materiales). Cada intensificador de imagen se probará individualmente siguiendo los pasos que se describen a continuación.
    1. Coloque la cuadrícula de corrección de distorsión en el intensificador de imagen.
    2. En ambos paneles de control del generador de rayos X, seleccione el ajuste cardíaco , que se programa con la técnica radiográfica predeterminada (70 kVp, 320 mA, 2 ms y punto focal = 1,0 mm).
      NOTA: La configuración de la cámara permanece sin cambios (frecuencia de muestreo: 60 Hz, tiempo de exposición: 1.100 μs).
    3. Ajuste el generador de impulsos a 0,25 s.
    4. Inicie la adquisición de la cámara a través del software de la cámara y adquiera imágenes de rayos X como se describió anteriormente en los pasos 2.2.3-2.2.5.
    5. Obtenga una vista previa de las imágenes resultantes y determine el tiempo transcurrido desde el pulso de disparo para cada sistema. Si la diferencia en el tiempo transcurrido entre cámaras es de más de 2 μs, determine qué cámara está disparando tarde y especifique un retraso de fotograma en el software de la cámara para resolver el problema.
    6. Inspeccione visualmente la nitidez de la imagen para verificar el enfoque de la cámara. Para una evaluación objetiva, analice una línea de perfil dibujada a través de una cuenta dentro de la cuadrícula de corrección de distorsión utilizando un software de procesamiento de imágenes (por ejemplo, ImageJ). Específicamente, inspeccione la pendiente de los valores de píxel gris a lo largo de esta línea de perfil. Una pendiente más negativa asegura una imagen más nítida (suponiendo que la imagen radiográfica esté invertida de tal manera que la cuenta sea oscura). Si es necesario, vuelva a enfocar las cámaras y repita los pasos 2.3.3-2.3.6.
  4. Configuración y posicionamiento de los participantes de la investigación
    NOTA: El posicionamiento del participante de la investigación depende en gran medida de los huesos que se rastrean y el movimiento que se está probando. Las pruebas generalmente se realizan con el participante de la investigación sentado en una silla fija (es decir, no girando o con ruedas) para minimizar la posibilidad de cambios en su posición que pueden hacer que el hombro se mueva fuera del volumen de imágenes 3D.
    1. Coloque la silla en el volumen de imágenes del biplano de modo que el hombro que se va a probar esté centrado aproximadamente donde se cruzan los haces de rayos X biplanos. Esta es una posición preliminar. Ajústelo en función de la antropometría del participante, el movimiento que se va a probar y los huesos que se van a rastrear.
    2. Pida al participante que esté sentado en una postura cómoda y erguida con los brazos apoyados a su lado.
    3. Asegure un chaleco protector forrado de plomo a través del torso del participante para cubrir su abdomen y el hombro y el pecho contralaterales.
    4. Establezca la altura preliminar de los intensificadores de imagen. Para ayudar a informar este procedimiento, encienda la luz dentro de la fuente de rayos X del sistema. Eleve el sistema hasta que la sombra proyectada sobre el intensificador de imagen esté al nivel de su axila.
      NOTA: La fuente y el intensificador de imagen dentro de cada sistema están acoplados para moverse juntos. Los sistemas desacoplados requerirán pasos de alineación adicionales que no se describen aquí.
    5. Establezca la altura preliminar de los intensificadores de imagen. Mueva suavemente al participante en su silla dentro del volumen de la imagen del biplano mientras observa su sombra proyectada sobre cada intensificador de imagen.
      NOTA: Una buena suposición inicial es tener al participante posicionado de tal manera que la articulación acromioclavicular esté aproximadamente en el centro de ambos intensificadores de imagen. Esta posición es una suposición inicial razonable para el protocolo actual, que requiere la visualización y el seguimiento del húmero, la escápula y dos costillas durante la elevación del hombro.
    6. Una vez que la posición del participante parezca razonable en ambos sistemas, mantenga la fuente de luz encendida y pídale al participante que realice el movimiento que se va a probar. Asegúrese de que el hombro del participante permanezca dentro del campo de visión radiográfico durante todo el ensayo de movimiento. Si es posible, colime los haces de rayos X para reducir la exposición.
    7. Repita los pasos 2.4.5-2.4.6 hasta que parezca que la configuración del participante dentro del volumen de la imagen es adecuada.
    8. Investigador # 1: Regrese a la sala de control para ejecutar los paneles de control de rayos X y las cámaras. Ajuste el panel de control de rayos X al modo de fluoroscopia de baja potencia (60 kVp, 3-4 mA) y el generador de pulsos a una adquisición de 0,25 s.
    9. Investigador #2: Explicar al participante que se tomará una imagen para que su posición pueda ser verificada en las imágenes y describir la serie de eventos que sucederán. Advierta al participante sobre los sonidos que hace el sistema (por ejemplo, clics, zumbidos) para evitar cualquier aprensión. Póngase un chaleco protector forrado de plomo, recupere el gatillo de mano y aléjese lo más posible de las fuentes de rayos X para minimizar la exposición mientras mantiene una línea de visión clara y comunicación con el participante. Si es posible, párese detrás de un escudo forrado de plomo con una ventana.
    10. Investigador # 1 (en la sala de control de rayos X): Inicie las cámaras y prepare el panel de control de rayos X como se describió anteriormente (pasos 2.2.3-2.2.5). Cuando el sistema esté listo para exponer, notifique al investigador # 2.
    11. Investigador #2 (en laboratorio): Indicar al participante sobre la adquisición de imágenes. Active la adquisición de imágenes radiográficas utilizando el disparador remoto de mano. Informe al participante que se tomó una imagen y discúlpese en la sala de control.
    12. Investigador #1 y #2 (en la sala de control de rayos X): Inspeccione las imágenes. Concéntrese solo en la posición del participante y la visibilidad de todos los huesos a rastrear. Si es necesario, repita los pasos 2.4.5-2.4.12 hasta que la posición del participante sea satisfactoria.
    13. Una vez establecida la configuración y el posicionamiento del sistema de rayos X, no mueva el sistema de rayos X durante la sesión de recopilación de datos a menos que se recopilen nuevas imágenes de calibración y corrección de distorsión para cada configuración. Además, indique al participante que se mueva lo menos posible durante la duración de la sesión de recopilación de datos para evitar tener que repetir los procedimientos de configuración.
  5. Obtención de datos: Adquisición de imágenes estáticas
    1. Investigador # 1 (en la sala de control de rayos X): Establezca la técnica radiográfica optimizada en el panel de control de rayos X (basado en pruebas preliminares). El protocolo radiográfico utilizado aquí es de 70 kVp, 320 mA, 2 ms y punto focal = 1,0 mm, con la cámara recogiendo a 60 Hz y un tiempo de exposición de 1.100 μs. Ajuste el generador de impulsos a 0,25 s.
      NOTA: Informe al participante que la siguiente imagen será una adquisición formal de la imagen.
    2. Investigador # 2 (en el laboratorio): Informe al participante que se siente erguido con el brazo apoyado a su lado.
    3. Adquiera una imagen como se describió anteriormente (pasos 2.4.8-2.4.11).
    4. Investigadores #1 y #2 (en la sala de control de rayos X): Inspeccione las imágenes. Concéntrese en la calidad de la imagen (es decir, el brillo y el contraste) y la visibilidad de todos los huesos necesarios. Si se necesitan ajustes en la calidad de la imagen, determine el parámetro que se va a modificar (es decir, f-stop, tiempo de exposición de la cámara, kVp, mA) y vuelva a adquirir la imagen estática.
      NOTA: Es fundamental tener siempre en cuenta cómo la dosis se ve afectada por los parámetros radiográficos.
    5. Repita los pasos 2.5.1-2.5.4 hasta que la calidad de la imagen sea aceptable, dentro de las estimaciones de dosis aprobadas por el IRB.
    6. Una vez que la calidad de la imagen es aceptable, inspeccione las imágenes en busca de calidad técnica (por ejemplo, marcos dañados).
    7. Después de una adquisición de imagen de prueba estática aceptable, guarde la prueba de cada cámara (por ejemplo, "green_still.cine", "red_still.cine").
  6. Recopilación de datos: Adquisición dinámica de imágenes
    1. Investigador #1 (en sala de control de rayos X): Mantenga los mismos parámetros radiográficos de la imagen estática del ensayo. Ajuste el generador de pulsos a una exposición de 2.0 s.
    2. Investigador # 2 (en el laboratorio): Enseñe al participante el movimiento a realizar, incluido el plano y el momento del movimiento. Verifique que la silla y la ropa y / o el chaleco forrado de plomo del participante no interfieran con el movimiento del hombro. Practique el ensayo de moción con el participante. Usa la señal verbal "Listo... y... go" a un ritmo de modo que se necesitan 2 s (es decir, la duración del juicio de moción) para ayudar al participante a acelerar el inicio y la finalización de la moción.
      NOTA: Es fundamental que el participante entienda los procedimientos y pueda realizar consistentemente el ensayo de moción para evitar la exposición innecesaria asociada con un ensayo fallido.
    3. Investigador # 2 (en el laboratorio): Después de suficiente práctica, recupere el gatillo remoto de mano. Muévase a un lugar seguro en el laboratorio con una línea de visión clara y comunicación con el participante de la investigación.
    4. Investigador # 1 (en la sala de control de rayos X): Reinicie el generador de pulsos a 2.0 s, inicie las cámaras y prepare el panel de control de rayos X como se describió anteriormente (pasos 2.3.4-2.3.5). Cuando el sistema esté listo para exponer, notifique al investigador # 2.
    5. Investigador # 2 (en el laboratorio): Pregúntele al participante de la investigación: "¿Está listo?" [espera la respuesta afirmativa] "Listo ... y... vete". (ritmo, como antes, para que tome 2 s).
    6. Investigador # 2 (en laboratorio): Active manualmente el sistema de rayos X cuando el participante inicia el movimiento del brazo.
      NOTA: Aunque la activación manual basada en el movimiento visual corre el riesgo de omitir el inicio del ensayo de movimiento, evita la sobreexposición del participante de la investigación en caso de una falta de comunicación o un inicio retrasado). Una vez que se complete el ensayo, informe al participante que se tomó una imagen y excusarse en la sala de control para inspeccionar las imágenes.
    7. Investigadores # 1 y # 2 (en la sala de control de rayos X): Inspeccione las imágenes de prueba para determinar la calidad (es decir, el brillo y el contraste) y la condición técnica (es decir, cualquier fotograma corrupto) (Figura 3). Guarde las pruebas de movimiento de cada cámara (por ejemplo, "green_scapab1.cine", "red_scapab1.cine").
    8. Repita los pasos 2.6.1-2.6.7 para recopilar todos los ensayos de movimiento dentro del protocolo de seguridad radiológica aprobado.
  7. Recopilar imágenes de calibración
    NOTA: La calibración de imágenes radiográficas da como resultado la definición del sistema de coordenadas basado en el laboratorio, la posición y orientación de cada sistema radiográfico de rayos X en relación con el sistema de coordenadas de laboratorio y los parámetros intrínsecos que permiten la generación de radiografías reconstruidas digitalmente (DRR), que se utilizan en el proceso de seguimiento sin marcadores. Los cálculos de calibración se describen en el paso 3.4.1.
    1. Mantenga la misma configuración de la cámara y la misma configuración de la técnica radiográfica utilizada durante la recopilación de datos.
    2. Ajuste el generador de impulsos a una exposición de 0,5 s.
    3. Coloque el cubo de calibración (consulte la Tabla de materiales) en el centro del volumen de imágenes.
    4. Adquiera y guarde las imágenes del cubo (por ejemplo, "green_cube.cine", "red_cube.cine").
  8. Recopile las imágenes para la corrección de distorsión y la corrección de no uniformidad.
    NOTA: Las imágenes radiográficas recogidas con un intensificador de imagen se ven afectadas por la intensidad, la falta de uniformidad63 y la distorsión. En consecuencia, las imágenes de un campo blanco y una cuadrícula de corrección de distorsión se adquieren en cada sistema radiográfico para determinar las correcciones necesarias. En general, es prudente recopilar imágenes de calibración antes de las imágenes de distorsión y corrección de no uniformidad en caso de que los intensificadores de imagen se golpeen mientras se coloca la cuadrícula de distorsión.
    1. Elimine todos los objetos del campo de visión radiográfico.
    2. Mantenga la misma configuración de la cámara y la misma configuración de la técnica radiográfica utilizada durante la recopilación de datos. Ajuste el generador de impulsos a una exposición de 0,5 s.
    3. Conecte la cuadrícula de corrección de distorsión (consulte la Tabla de materiales) a la superficie del intensificador de imagen verde.
    4. Adquiera las imágenes de cuadrícula y campo blanco.
    5. Guarde las imágenes (por ejemplo, "green_grid.cine", "red_white.cine").
    6. Mueva la cuadrícula al intensificador de imagen rojo y repita los pasos 2.7.2-2.7.5, modificando los nombres de archivo de imagen, según corresponda.

3. Protocolo de procesamiento de datos

NOTA: Los procedimientos para preparar la geometría ósea, el preprocesamiento de imágenes (es decir, la corrección de distorsión y no uniformidad y la calibración de imágenes) y el seguimiento sin marcadores son muy variables y dependen del software utilizado. Los procedimientos descritos en este documento son específicos del software propietario. Sin embargo, es probable que los principales pasos de procesamiento de datos se puedan traducir a cualquier paquete de software de captura de movimiento de rayos X.

  1. Procesamiento de la tomografía computarizada
    NOTA: El software de seguimiento sin marcadores patentado utilizado por el laboratorio de los autores optimiza la posición y la orientación de una RRD. Por lo tanto, los procedimientos para procesar la tomografía computarizada dan como resultado la creación de una pila de imágenes TIFF de 16 bits. Otros paquetes de software pueden requerir que la geometría ósea se represente en diferentes formatos o especificaciones.
    1. Abra un programa de procesamiento de imágenes (por ejemplo, Mimics, FIJI) e importe las imágenes de TC.
    2. Segmente el húmero de los tejidos blandos circundantes. Para las costillas, cree una extensión que conecte el aspecto anterior de la costilla con el manubrio para digitalizar la articulación esternoocostal más adelante en el paso 3.2.6.
    3. Realice una operación booleana en la máscara terminada con una máscara negra (es decir, todos los píxeles son de color negro) (operación: negro menos hueso). Esto da como resultado una máscara invertida del hueso en la que todos los píxeles son negros excepto los correspondientes al hueso, que permanecen en escala de grises ctiana.
    4. Recorte la pila de imágenes a lo largo de los tres ejes para eliminar los píxeles negros (es decir, no óseos). Deje algunos píxeles negros en los bordes de este cuadro delimitador 3D.
    5. Guarde la pila de imágenes modificada en el formato TIFF.
    6. Repita los pasos 3.1.1-3.1.5 para todos los huesos restantes.
  2. Definición de sistemas de coordenadas anatómicas y regiones de interés (ROI)
    NOTA: Este protocolo orienta los sistemas de coordenadas anatómicas de la siguiente manera. Para un hombro derecho, el eje +X está orientado lateralmente, el eje +Y está orientado superiormente y el eje +Z está orientado posteriormente. Para un hombro izquierdo, el eje +X está orientado lateralmente, el eje +Y está orientado superiormente y el eje +Z está orientado anteriormente.
    1. Importe la pila de imágenes TIFF para el hueso que se va a procesar. Convertir la pila TIFF en un archivo . RAW y renderizar un modelo óseo 3D basado en las dimensiones de píxeles conocidas y el espaciado de la imagen utilizando el software propietario.
      NOTA: La resolución del modelo se basa en el muestreo del volumen de tc (es decir, el espaciado del vóxel). En consecuencia, el área promedio de los triángulos de malla es de aproximadamente 1.02 mm2 (±0.2 mm2) (paso 1.3).
    2. Digitalice los puntos de referencia anatómicos en el húmero de la siguiente manera (Figura 4A).
      1. Centro geométrico de la cabeza humeral: Determina las dimensiones y la posición de una esfera que minimiza la distancia entre la superficie de la esfera y la superficie articular humeral utilizando un algoritmo de mínimos cuadrados. Defina el centro geométrico de la cabeza humeral como las coordenadas del centro de la esfera optimizada.
      2. Epicóndilos mediales y laterales: Situados en la sección más ancha del húmero distal.
    3. Defina el ROI de la cabeza humeral de la siguiente manera (Figura 5A).
      1. Toda la superficie articular humeral y mayor tuberosidad.
    4. Digitalice los puntos de referencia anatómicos en la escápula de la siguiente manera (Figura 4B).
      1. Raíz de la columna escapular: Ubicada en el borde medial a lo largo de la columna escapular.
      2. Articulación acromioclavicular posterior: Situada en la cara posterior de la faceta clavicular en el acromion escapular.
      3. Ángulo inferior: Ubicado en el punto más inferior de la escápula.
    5. Defina el ROI escapular de la siguiente manera (Figura 5B).
      1. Acromion: Superficie inferior del acromion lateral a la columna vertebral de la escápula.
      2. Glenoide: Toda la superficie articulada del glenoide.
    6. Digitalice los puntos de referencia anatómicos en las costillas de la siguiente manera (Figura 4C).
      1. Costilla anterior: Ubicada en la porción medial más importante de la extensión de la costilla.
      2. Costilla posterior: Ubicada en el punto medio superior/inferior de la cara posterior de la faceta en la cabeza de la costilla.
      3. Costilla lateral: Ubicada en el aspecto más lateral de la costilla cuando los puntos de las costillas anterior y posterior están alineados verticalmente en la pantalla.
  3. Preprocesamiento de imágenes
    NOTA: El preprocesamiento de imágenes se realiza utilizando software propietario e implica convertir los archivos de imagen de cine a pilas TIFF y corregir las imágenes para la distorsión no uniforme.
    1. Realizar una corrección de no uniformidad: el software promedia los aproximadamente 30 fotogramas (es decir, 0,5 s de datos) para producir una imagen única, de alta calidad y campo brillante para minimizar el efecto del ruido en cualquier fotograma. La imagen de campo brillante se utiliza para calcular la densidad radiográfica real a lo largo del rayo desde la fuente de rayos X hasta cada píxel de cada fotograma de datos. La suma de la densidad radiográfica de toda la materia penetrada por el rayo de cada píxel es proporcional al logaritmo del campo brillante para ese píxel menos el logaritmo de la imagen de observación para ese píxel (es decir, el procesamiento log-sub).
    2. Realizar corrección de distorsión: El software promedia los aproximadamente 30 fotogramas (es decir, 0,5 segundos de datos) para producir una sola imagen y reduce el efecto del ruido en cualquier imagen individual. El software de corrección de distorsión crea un mapa afín desde cada triple de posiciones de cuentas adyacentes en la imagen de la cuadrícula de distorsión hasta la posición conocida (verdadera) de esas tres cuentas en la cuadrícula de corrección de distorsión de Lucite. Esta colección de pequeños mapas afines se utiliza para volver a muestrear cada fotograma observado de la prueba de movimiento en las coordenadas verdaderas representadas por la matriz ortogonal de cuentas.
    3. Aplicar correcciones de distorsión y no uniformidad a todos los fotogramas de cada ensayo.
  4. Calibración del volumen de imágenes biplanas.
    NOTA: La calibración de la imagen se realizó utilizando software propietario. El software utiliza un algoritmo de optimización no lineal para ajustar las ubicaciones de cuentas de objetos de calibración observadas a sus ubicaciones 3D conocidas. Este proceso se lleva a cabo para cada conjunto de imágenes de calibración biplanar. El resultado es un sistema que puede proyectar digitalmente dos vistas de un volumen óseo y registrarlas contra imágenes radiográficas del mismo hueso recogidas durante la recogida de datos.
  5. Seguimiento sin marcadores
    NOTA: El seguimiento sin marcadores se realiza utilizando software propietario. Software como Autoscoper y C-Motion también se pueden utilizar para completar este proceso.
    1. En el primer fotograma de la prueba de movimiento, gire y traduzca el DRR utilizando los controles del software hasta que parezca coincidir bien con las imágenes de rayos X biplanos (Figura 6).
    2. Guarde la solución manual.
    3. Aplicar el algoritmo de optimización.
    4. Inspeccione visualmente la solución determinada como óptima por el algoritmo basado en la solución manual inicial. Si es necesario, ajuste la solución y repita los pasos 3.5.2-3.5.3 hasta que esté satisfecho con la solución optimizada.
    5. Repita los pasos 3.5.1-3.5.4 para cada fotograma 10 en el juicio de moción.
      NOTA: Este intervalo depende de varios factores, como la velocidad de fotogramas, la velocidad de movimiento y la calidad de la imagen. Es posible que se requieran intervalos más pequeños.
    6. Una vez que se realiza un seguimiento de cada fotograma 10, realice una optimización para crear soluciones preliminares interpoladas que posteriormente se optimicen.
    7. Continúe refinando las soluciones hasta que todos los fotogramas de la prueba de movimiento se rastreen bien.

4. Protocolo de análisis de datos

NOTA: El software de seguimiento sin marcadores patentado utilizado en este protocolo da como resultado las trayectorias crudas y filtradas de los puntos de referencia anatómicos que se utilizarán para construir sistemas de coordenadas anatómicas. Estas coordenadas se expresan en relación con el sistema de coordenadas de laboratorio definido por el objeto de calibración durante el procedimiento de calibración. El siguiente protocolo describe, en términos generales, los procedimientos para calcular las medidas de resultado cinemáticas a partir de estas trayectorias históricas, de modo que puedan calcularse en cualquier lenguaje de programación (por ejemplo, MATLAB). Un segundo software propietario se utiliza para calcular la cinemática y las estadísticas de proximidad.

  1. Calcular estadísticas cinemáticas y de proximidad
    NOTA: Las medidas de resultado cinemáticas primarias incluyen rotaciones articulares (es decir, ángulos de Euler) y posiciones. Las estadísticas de proximidad principales incluyen la brecha mínima, la brecha promedio y el centro de contacto promedio ponderado, que se calculan para cada marco de datos. Colectivamente, estas medidas describen la artroquinística conjunta, o interacciones superficiales durante un movimiento. Las proximidades anatómicas que se agregan a lo largo del ensayo de movimiento incluyen el centro de contacto promedio, la ruta de contacto y la longitud de la ruta de contacto.
    1. Para cada hueso y marco de movimiento, utilice las coordenadas de referencia anatómicas filtradas (es decir, la salida del software de seguimiento sin marcadores) para construir una matriz de transformación de 16 elementos que represente el sistema de coordenadas anatómicas del hueso en relación con el sistema de coordenadas del laboratorio.
    2. Calcule la cinemática relativa relacionando los sistemas de coordenadas anatómicas entre los huesos relevantes utilizando el software.
    3. Extraiga los ángulos y posiciones de las articulaciones utilizando métodos convencionales64. Dada la orientación de los sistemas de coordenadas anatómicas, extraer la cinemática glenohumeral usando una secuencia de rotación Z-X'-Y'', extraer la cinemática escapulotorácica usando una secuencia de rotación Y-Z'-X'' y extraer la cinemática humerotócica usando una secuencia de rotación Y-Z'-Y''.
    4. Brecha mínima: Calcule la brecha más pequeña (es decir, la distancia) entre los centroides del triángulo vecino más cercano en el hueso opuesto utilizando el software.
    5. Brecha promedio: Calcule la media ponderada por área de la brecha mínima utilizando los triángulos que tienen la brecha más pequeña con su vecino más cercano dentro de un área de medición especificada utilizando el software. Defina el área de medición como los triángulos más cercanos al hueso opuesto cuyas áreas suman 200 mm2. Incorpore esta área de medición en el cálculo para asegurarse de que solo la superficie que está razonablemente cerca del hueso opuesto se incluya en el cálculo del espacio promedio.
      NOTA: Los tamaños del área de medición (es decir, 200 mm2) se seleccionaron durante el desarrollo inicial del algoritmo después de que se descubrió que reflejaba consistentemente el espacio subacromial y las proximidades de las articulaciones glenohumerales sin estar demasiado sesgados de superficies distantes. El uso de esta medida para interacciones superficiales más amplias (por ejemplo, tibiofemoral) puede requerir un área de medición más grande.
    6. Centro de contacto promedio ponderado (es decir, centroide): Calcule el punto en la superficie del ROI que minimiza la distancia ponderada a todos los demás triángulos dentro del área de medición (es decir, triángulos más cercanos al hueso opuesto cuyas áreas suman 200 mm2) utilizando el software. El factor de ponderación para cada triángulo en el área de medición se calcula como: área del triángulo / distancia al cuadrado del centroide vecino más cercano (es decir, ponderación cuadrada inversa). De esta manera, los triángulos que se ponderan más fuertemente son más grandes (por un factor de 1) y más cercanos al hueso opuesto (por un factor de la distancia mínima al cuadrado).
    7. Centro de contacto promedio: Calcule la posición promedio del centro de contacto (es decir, centroide) en la prueba de movimiento utilizando el software. Dado que los centros de contacto representan la artroquinemia conjunta, el centro de contacto promedio representa el centro de interacciones superficiales durante un movimiento.
    8. Ruta de contacto: defina conectando las coordenadas del centro de contacto de promedio ponderado en todo el ensayo de movimiento utilizando el software.
    9. Longitud de la ruta de contacto: calcule la longitud de la ruta de contacto a través de la prueba de movimiento utilizando el software.

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Resultados

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Una mujer asintomática de 52 años (IMC = 23,6 kg/m2) fue reclutada como parte de una investigación previa y se sometió a pruebas de movimiento (abducción del plano coronal) en su hombro dominante (derecho)65. Antes de la recopilación de datos, el participante proporcionó su consentimiento informado por escrito. La investigación fue aprobada por la Junta de Revisión Institucional del Sistema de Salud Henry Ford. La recolección de datos se realizó utilizando el protocolo descrito anterior...

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Discusión

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La técnica descrita aquí supera varias desventajas asociadas con las técnicas convencionales para evaluar el movimiento del hombro (es decir, simulaciones cadavéricas, imágenes 2D, imágenes 3D estáticas, sistemas de captura de movimiento basados en video, sensores portátiles, etc.) al proporcionar medidas precisas del movimiento articular 3D durante las actividades dinámicas. La precisión del protocolo aquí descrito se estableció para que la articulación glenohumeral contra el estándar de oro del análisis radioestereomét...

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen conflictos de intereses.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La investigación reportada en esta publicación fue apoyada por el Instituto Nacional de Artritis y Enfermedades Musculoesqueléticas y de la Piel bajo el número de premio R01AR051912. El contenido es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente los puntos de vista oficiales de los Institutos Nacionales de Salud (NIH).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Cubo de calibraciónConstruido internamenteN/ACaja de Lucite de 10 cm con una cuenta de tantalio en cada esquina y cuatro cuentas adicionales a mitad de la caja. s bordes verticales (12 cuentas en total). Las posiciones de cada cuenta se conocen con precisión en relación con una esquina de la caja que sirve como origen del sistema de coordenadas del laboratorio.
Rejilla de corrección de distorsión LáminadeN/Ainternamente que cubre toda la cara del intensificador de imagen de 16 pulgadas y contiene una matriz ortogonal de perlas de tantalio espaciadas a 1 cm.
ImageJNational Institutes of HealthN/ASoftware de procesamiento de imágenes utilizado para preparar la pila TIFF de volúmenes óseos.
Unbanco de trabajo de software personalizado que se utiliza para digitalizar puntos de referencia anatómicos en modelos óseos 3D, construye sistemas de coordenadas anatómicas, utiliza el registro de imágenes basado en la intensidad para realizar un seguimiento sin marcadores y calcula y visualiza medidas de resultados cinemáticos.
MATLABMathworks, IncN/ASoftware de programación informática. Se utiliza para realizar el procesamiento y análisis de datos.
Mimics (version 20)Materialise, IncN/ASoftware de procesamiento de imágenes utilizado para segmentar el húmero, la escápula y las costillas a partir de una tomografía computarizada.
Open InventorThermo Fisher ScientificN/APrograma de gráficos 3D utilizado para visualizar huesos
Software Phantom Camera Control (PCC) (versión 3.4)N/ASoftware para especificar los parámetros de la cámara y adquirir y guardar imágenes radiográficas
Generador de pulsos (Modelo 9514)Quantum Composers, Inc.N/ASincroniza los sistemas de rayos X y de cámaras y especifica el tiempo
de exposición Dos generadores de rayos X pulsados de 100 kW (Modelo CPX 3100CV)EMD TechnologiesN/AGenera los rayos X utilizados para producir imágenes radiográficas
Dos intensificadores de imagen de 40 cm (Modelo P9447H110)North American ImagingN/AConvierte los rayos X en fotones para producir imágenes visibles
Dos cámaras Phantom VEO 340Investigación de la visiónN/A Lascámaras de alta velocidad graban la imagen visible creada por el sistema de rayos X
Lucite incorporada

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Milgrom, C., Schaffler, M., Gilbert, S., van Holsbeeck, M. Rotator-cuff changes in asymptomatic adults. The effect of age, hand dominance and gender. Journal of Bone and Joint Surgery (British volume). 77 (2), 296-298 (1995).
  2. Kim, H. M., et al. Location and initiation of degenerative rotator cuff tears: an analysis of three hundred and sixty shoulders. Journal of Bone and Joint Surgery (American Volume). 92 (5), 1088-1096 (2010).
  3. Yamamoto, A., et al. Prevalence and risk factors of a rotator cuff tear in the general population. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 19 (1), 116-120 (2010).
  4. Colvin, A. C., Egorova, N., Harrison, A. K., Moskowitz, A., Flatow, E. L. National trends in rotator cuff repair. Journal of Bone and Joint Surgery (American Volume). 94 (3), 227-233 (2012).
  5. Vitale, M. A., et al. Rotator cuff repair: an analysis of utility scores and cost-effectiveness. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 16 (2), 181-187 (2007).
  6. Zacchilli, M. A., Owens, B. D. Epidemiology of shoulder dislocations presenting to emergency departments in the United States. Journal of Bone and Joint Surgery (American Volume). 92 (3), 542-549 (2010).
  7. Oh, J. H., et al. The prevalence of shoulder osteoarthritis in the elderly Korean population: association with risk factors and function. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 20 (5), 756-763 (2011).
  8. Kobayashi, T., et al. Prevalence of and risk factors for shoulder osteoarthritis in Japanese middle-aged and elderly populations. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 23 (5), 613-619 (2014).
  9. Ludewig, P. M., Reynolds, J. F. The association of scapular kinematics and glenohumeral joint pathologies. Journal of Orthopaedic and Sports Physical Therapy. 39 (2), 90-104 (2009).
  10. Michener, L. A., McClure, P. W., Karduna, A. R. Anatomical and biomechanical mechanisms of subacromial impingement syndrome. Clinical Biomechanics. 18 (5), Bristol, Avon. 369-379 (2003).
  11. Seitz, A. L., McClure, P. W., Finucane, S., Boardman, N. D., Michener, L. A. Mechanisms of rotator cuff tendinopathy: intrinsic, extrinsic, or both. Clinical Biomechanics. 26 (1), Bristol, Avon. 1-12 (2011).
  12. Lawrence, R. L., Braman, J. P., Ludewig, P. M. Shoulder kinematics impact subacromial proximities: a review of the literature. Brazilian Journal of Physical Therapy. 24 (3), 219-230 (2019).
  13. McClure, P. W., Michener, L. A., Karduna, A. R. Shoulder function and 3-dimensional scapular kinematics in people with and without shoulder impingement syndrome. Physical Therapy. 86 (8), 1075-1090 (2006).
  14. Rundquist, P. J. Alterations in scapular kinematics in subjects with idiopathic loss of shoulder range of motion. Journal of Orthopaedic and Sports Physical Therapy. 37 (1), 19-25 (2007).
  15. Graichen, H., et al. Effect of abducting and adducting muscle activity on glenohumeral translation, scapular kinematics and subacromial space width in vivo. Journal of Biomechanics. 38 (4), 755-760 (2005).
  16. Bey, M. J., Kline, S. K., Zauel, R., Lock, T. R., Kolowich, P. A. Measuring dynamic in-vivo glenohumeral joint kinematics: technique and preliminary results. Journal of Biomechanics. 41 (3), 711-714 (2008).
  17. Poppen, N. K., Walker, P. S. Normal and abnormal motion of the shoulder. Journal of Bone and Joint Surgery (American Volume). 58 (2), 195-201 (1976).
  18. Graichen, H., et al. Magnetic resonance-based motion analysis of the shoulder during elevation. Clinical Orthopaedics and Related Research. 370 (370), 154-163 (2000).
  19. Howell, S. M., Galinat, B. J., Renzi, A. J., Marone, P. J. Normal and abnormal mechanics of the glenohumeral joint in the horizontal plane. Journal of Bone and Joint Surgery (American Volume). 70 (2), 227-232 (1988).
  20. Bergmann, G., et al. In vivo glenohumeral contact forces--measurements in the first patient 7 months postoperatively. Journal of Biomechanics. 40 (10), 2139-2149 (2007).
  21. Westerhoff, P., et al. In vivo measurement of shoulder joint loads during activities of daily living. Journal of Biomechanics. 42 (12), 1840-1849 (2009).
  22. Bergmann, G., et al. In vivo gleno-humeral joint loads during forward flexion and abduction. Journal of Biomechanics. 44 (8), 1543-1552 (2011).
  23. Halder, A. M., Zhao, K. D., Odriscoll, S. W., Morrey, B. F., An, K. N. Dynamic contributions to superior shoulder stability. Journal of Orthopaedic Research. 19 (2), 206-212 (2001).
  24. Debski, R. E., et al. A new dynamic testing apparatus to study glenohumeral joint motion. Journal of Biomechanics. 28 (7), 869-874 (1995).
  25. Malicky, D. M., Soslowsky, L. J., Blasier, R. B., Shyr, Y. Anterior glenohumeral stabilization factors: progressive effects in a biomechanical model. Journal of Orthopaedic Research. 14 (2), 282-288 (1996).
  26. Payne, L. Z., Deng, X. H., Craig, E. V., Torzilli, P. A., Warren, R. F. The combined dynamic and static contributions to subacromial impingement. A biomechanical analysis. American Journal of Sports Medicine. 25 (6), 801-808 (1997).
  27. Wuelker, N., Wirth, C. J., Plitz, W., Roetman, B. A dynamic shoulder model: reliability testing and muscle force study. Journal of Biomechanics. 28 (5), 489-499 (1995).
  28. Dillman, C. J., Fleisig, G. S., Andrews, J. R. Biomechanics of pitching with emphasis upon shoulder kinematics. Journal of Orthopaedic and Sports Physical Therapy. 18 (2), 402-408 (1993).
  29. Fleisig, G. S., Andrews, J. R., Dillman, C. J., Escamilla, R. F. Kinetics of baseball pitching with implications about injury mechanisms. American Journal of Sports Medicine. 23 (2), 233-239 (1995).
  30. Fleisig, G. S., Barrentine, S. W., Zheng, N., Escamilla, R. F., Andrews, J. R. Kinematic and kinetic comparison of baseball pitching among various levels of development. Journal of Biomechanics. 32 (12), 1371-1375 (1999).
  31. Werner, S. L., Gill, T. J., Murray, T. A., Cook, T. D., Hawkins, R. J. Relationships between throwing mechanics and shoulder distraction in professional baseball pitchers. American Journal of Sports Medicine. 29 (3), 354-358 (2001).
  32. An, K. N., Browne, A. O., Korinek, S., Tanaka, S., Morrey, B. F. Three-dimensional kinematics of glenohumeral elevation. Journal of Orthopaedic Research. 9 (1), 143-149 (1991).
  33. Johnson, M. P., McClure, P. W., Karduna, A. R. New method to assess scapular upward rotation in subjects with shoulder pathology. Journal of Orthopaedic and Sports Physical Therapy. 31 (2), 81-89 (2001).
  34. Borstad, J. D., Ludewig, P. M. Comparison of scapular kinematics between elevation and lowering of the arm in the scapular plane. Clinical Biomechanics. 17 (9-10), Bristol, Avon. 650-659 (2002).
  35. Meskers, C. G., vander Helm, F. C., Rozendaal, L. A., Rozing, P. M. In vivo estimation of the glenohumeral joint rotation center from scapular bony landmarks by linear regression. Journal of Biomechanics. 31 (1), 93-96 (1998).
  36. McClure, P. W., Michener, L. A., Sennett, B. J., Karduna, A. R. Direct 3-dimensional measurement of scapular kinematics during dynamic movements in vivo. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 10 (3), 269-277 (2001).
  37. Lawrence, R. L., Braman, J. P., LaPrade, R. F., Ludewig, P. M. Comparison of 3-dimensional shoulder complex kinematics in individuals with and without shoulder pain, part 1: sternoclavicular, acromioclavicular, and scapulothoracic joints. Journal of Orthopaedic and Sports Physical Therapy. 44 (9), 636-645 (2014).
  38. Lawrence, R. L., Braman, J. P., Staker, J. L., LaPrade, R. F., Ludewig, P. M. Comparison of 3-dimensional shoulder complex kinematics in individuals with and without shoulder pain, part 2: glenohumeral joint. Journal of Orthopaedic and Sports Physical Therapy. 44 (9), 646-655 (2014).
  39. Burkhart, S. S. Fluoroscopic comparison of kinematic patterns in massive rotator cuff tears. A suspension bridge model. Clinical Orthopaedics and Related Research. 284, 144-152 (1992).
  40. Mandalidis, D. G., Mc Glone, B. S., Quigley, R. F., McInerney, D., O'Brien, M. Digital fluoroscopic assessment of the scapulohumeral rhythm. Surgical and Radiologic Anatomy. 21 (4), 241-246 (1999).
  41. Pfirrmann, C. W., Huser, M., Szekely, G., Hodler, J., Gerber, C. Evaluation of complex joint motion with computer-based analysis of fluoroscopic sequences. Investigative Radiology. 37 (2), 73-76 (2002).
  42. Deutsch, A., Altchek, D. W., Schwartz, E., Otis, J. C., Warren, R. F. Radiologic measurement of superior displacement of the humeral head in the impingement syndrome. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 5 (3), 186-193 (1996).
  43. Hawkins, R. J., Schutte, J. P., Janda, D. H., Huckell, G. H. Translation of the glenohumeral joint with the patient under anesthesia. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 5 (4), 286-292 (1996).
  44. Yamaguchi, K., et al. Glenohumeral motion in patients with rotator cuff tears: a comparison of asymptomatic and symptomatic shoulders. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 9 (1), 6-11 (2000).
  45. Paletta, G. A. Jr, Warner, J. J., Warren, R. F., Deutsch, A., Altchek, D. W. Shoulder kinematics with two-plane x-ray evaluation in patients with anterior instability or rotator cuff tearing. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 6 (6), 516-527 (1997).
  46. Graichen, H., et al. Three-dimensional analysis of the width of the subacromial space in healthy subjects and patients with impingement syndrome. AJR: American Journal of Roentgenology. 172 (4), 1081-1086 (1999).
  47. Rhoad, R. C., et al. A new in vivo technique for three-dimensional shoulder kinematics analysis. Skeletal Radiology. 27 (2), 92-97 (1998).
  48. Baeyens, J. P., Van Roy, P., De Schepper, A., Declercq, G., Clarijs, J. P. Glenohumeral joint kinematics related to minor anterior instability of the shoulder at the end of the late preparatory phase of throwing. Clinical Biomechanics. 16 (9), Bristol, Avon. 752-757 (2001).
  49. Lawrence, R. L., Braman, J. P., Keefe, D. F., Ludewig, P. M. The Coupled Kinematics of Scapulothoracic Upward Rotation. Physical Therapy. 100 (2), 283-294 (2020).
  50. Lawrence, R. L., Braman, J. P., Ludewig, P. M. The impact of decreased scapulothoracic upward rotation on subacromial proximities. Journal of Orthopaedic and Sports Physical Therapy. 49 (3), 180-191 (2019).
  51. Matsuki, K., et al. Dynamic in vivo glenohumeral kinematics during scapular plane abduction in healthy shoulders. Journal of Orthopaedic and Sports Physical Therapy. 42 (2), 96-104 (2012).
  52. Chapman, R. M., Torchia, M. T., Bell, J. E., Van Citters, D. W. Assessing shoulder biomechanics of healthy elderly individuals during activities of daily living using inertial measurement units: High maximum elevation Is achievable but rarely used. Journal of Biomechanical Engineering. 141 (4), (2019).
  53. De Baets, L., vander Straaten, R., Matheve, T., Timmermans, A. Shoulder assessment according to the international classification of functioning by means of inertial sensor technologies: A systematic review. Gait and Posture. 57, 278-294 (2017).
  54. Dowling, B., McNally, M. P., Laughlin, W. A., Onate, J. A. Changes in throwing arm mechanics at increased throwing distances during structured long-toss. American Journal of Sports Medicine. 46 (12), 3002-3006 (2018).
  55. Kirking, B., El-Gohary, M., Kwon, Y. The feasibility of shoulder motion tracking during activities of daily living using inertial measurement units. Gait and Posture. 49, 47-53 (2016).
  56. Morrow, M. M. B., Lowndes, B., Fortune, E., Kaufman, K. R., Hallbeck, M. S. Validation of inertial measurement units for upper body kinematics. Journal of Applied Biomechanics. 33 (3), 227-232 (2017).
  57. Rawashdeh, S. A., Rafeldt, D. A., Uhl, T. L. Wearable IMU for shoulder injury prevention in overhead sports. Sensors (Basel). 16 (11), (2016).
  58. Baumer, T. G., et al. Effects of asymptomatic rotator cuff pathology on in vivo shoulder motion and clinical outcomes. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 26 (6), 1064-1072 (2017).
  59. Bey, M. J., et al. In vivo measurement of subacromial space width during shoulder elevation: technique and preliminary results in patients following unilateral rotator cuff repair. Clinical Biomechanics. 22 (7), Bristol, Avon. 767-773 (2007).
  60. Peltz, C. D., et al. Differences in glenohumeral joint morphology between patients with anterior shoulder instability and healthy, uninjured volunteers. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 24 (7), 1014-1020 (2015).
  61. Coats-Thomas, M. S., Massimini, D. F., Warner, J. J. P., Seitz, A. L. In vivo evaluation of subacromial and internal impingement risk in asymptomatic individuals. American Journal of Physical Medicine and Rehabilitation. 97 (9), 659-665 (2018).
  62. Millett, P. J., Giphart, J. E., Wilson, K. J., Kagnes, K., Greenspoon, J. A. Alterations in glenohumeral kinematics in patients with rotator cuff tears measured with biplane fluoroscopy. Arthroscopy. 32 (3), 446-451 (2016).
  63. Li, W., Hou, Q. Analysis and correction of the nonuniformity of light field in the high resolution X-ray digital radiography. Sixth International Conference on Natural Computation. 7, 3803-3807 (2010).
  64. Wu, G., et al. ISB recommendation on definitions of joint coordinate systems of various joints for the reporting of human joint motion--Part II: shoulder, elbow, wrist and hand. Journal of Biomechanics. 38 (5), 981-992 (2005).
  65. Baumer, T. G., et al. Effects of rotator cuff pathology and physical therapy on in vivo shoulder motion and clinical outcomes in patients with a symptomatic full-thickness rotator cuff tear. Orthopaedic Journal of Sports Medicine. 4 (9), 2325967116666506(2016).
  66. Ludewig, P. M., et al. Motion of the shoulder complex during multiplanar humeral elevation. Journal of Bone and Joint Surgery (American Volume). 91 (2), 378-389 (2009).
  67. Bey, M. J., Zauel, R., Brock, S. K., Tashman, S. Validation of a new model-based tracking technique for measuring three-dimensional, in vivo glenohumeral joint kinematics. Journal of Biomechanical Engineering. 128 (4), 604-609 (2006).
  68. Tashman, S., Anderst, W. In-vivo measurement of dynamic joint motion using high speed biplane radiography and CT: application to canine ACL deficiency. Journal of Biomechanical Engineering. 125 (2), 238-245 (2003).
  69. Anderst, W., Zauel, R., Bishop, J., Demps, E., Tashman, S. Validation of three-dimensional model-based tibio-femoral tracking during running. Medical Engineering and Physics. 31 (1), 10-16 (2009).
  70. Kage, C. C., et al. Validation of an automated shape-matching algorithm for biplane radiographic spine osteokinematics and radiostereometric analysis error quantification. PloS One. 15 (2), 0228594(2020).
  71. Pitcairn, S., Kromka, J., Hogan, M., Anderst, W. Validation and application of dynamic biplane radiography to study in vivo ankle joint kinematics during high-demand activities. Journal of Biomechanics. 103, 109696(2020).
  72. Bey, M. J., et al. In vivo shoulder function after surgical repair of a torn rotator cuff: glenohumeral joint mechanics, shoulder strength, clinical outcomes, and their interaction. American Journal of Sports Medicine. 39 (10), 2117-2129 (2011).
  73. Peltz, C. D., et al. Associations between in-vivo glenohumeral joint motion and morphology. Journal of Biomechanics. 48 (12), 3252-3257 (2015).
  74. Massimini, D. F., Warner, J. J., Li, G. Glenohumeral joint cartilage contact in the healthy adult during scapular plane elevation depression with external humeral rotation. Journal of Biomechanics. 47 (12), 3100-3106 (2014).
  75. Miller, R. M., et al. Effects of exercise therapy for the treatment of symptomatic full-thickness supraspinatus tears on in vivo glenohumeral kinematics. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 25 (4), 641-649 (2016).
  76. Lawrence, R. L., Ruder, M. C., Zauel, R., Bey, M. J. Instantaneous helical axis estimation of glenohumeral kinematics: The impact of rotator cuff pathology. Journal of Biomechanics. 109, 109924(2020).
  77. National Council on Radiation Protection and Measurements. Evaluating and communicating radiation risks for studies involving human subjects: guidance for researchers and institutional review boards: recommendations of the National Council on Radiation Protection and Measurements. National Council on Radiation Protection and Measurements. , (2020).
  78. Akbari-Shandiz, M., et al. MRI vs CT-based 2D-3D auto-registration accuracy for quantifying shoulder motion using biplane video-radiography. Journal of Biomechanics. 82, 30385001(2019).
  79. Breighner, R. E., et al. Technical developments: Zero echo time imaging of the shoulder: enhanced osseous detail by using MR imaging. Radiology. 286 (3), 960-966 (2018).
  80. Fox, A. M., et al. The effect of decreasing computed tomography dosage on radiostereometric analysis (RSA) accuracy at the glenohumeral joint. Journal of Biomechanics. 44 (16), 2847-2850 (2011).
  81. Lawrence, R. L., et al. Effect of glenohumeral elevation on subacromial supraspinatus compression risk during simulated reaching. Journal of Orthopaedic Research. 35 (10), 2329-2337 (2017).
  82. Peltz, C. D., et al. Associations among shoulder strength, glenohumeral joint motion, and clinical outcome after rotator cuff repair. American Journal of Orthopedics. 43 (5), Belle Mead, N.J. 220-226 (2014).

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