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Artículo de método

Ventilación Normatérmica con Presión Negativa Perfusión Pulmonar Ex Situ : Evaluación de la Función Pulmonar y el Metabolismo

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DOI:

10.3791/62982

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14 de febrero de 2022

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1Division of Cardiac Surgery, Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 2Mazankowski Alberta Heart Institute, 3Faculty of Medicine and Dentistry, University of Alberta, 4Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 5Ray Rajotte Surgical-Medical Research Institute (SMRI), University of Alberta, 6Alberta Transplant Institute, 7Canadian Donation and Transplantation Research Program

En este artículo

Resumen

Este documento describe un modelo porcino de ventilación con presión negativa ex situ de perfusión pulmonar, incluida la adquisición, fijación y gestión en la plataforma personalizada. La atención se centra en las técnicas anestésicas y quirúrgicas, así como en la resolución de problemas.

Resumen

El trasplante de pulmón (LTx) sigue siendo el estándar de atención para la enfermedad pulmonar terminal. La escasez de órganos de donantes adecuados y las preocupaciones sobre la calidad de los órganos de los donantes exacerbadas por la distancia geográfica excesiva de transporte y los estrictos criterios de aceptación de órganos de donantes plantean limitaciones a los esfuerzos actuales de LTx. La perfusión pulmonar ex situ (ESLP) es una tecnología innovadora que se ha mostrado prometedora para atenuar estas limitaciones. La ventilación fisiológica y la perfusión de los pulmones fuera del medio inflamatorio del cuerpo donante ofrecen a ESLP varias ventajas sobre la preservación estática en frío (CSP) tradicional. Existe evidencia de que la ESLP de ventilación con presión negativa (VPN) es superior a la ESLP de ventilación con presión positiva (VPP), y el VPP induce una lesión pulmonar inducida por el ventilador más significativa, producción de citoquinas proinflamatorias, edema pulmonar y formación de ampollas. La ventaja del VPN se debe quizás a la distribución homogénea de la presión intratorácica en toda la superficie pulmonar. La seguridad clínica y la viabilidad de un dispositivo NPV-ESLP personalizado se han demostrado en un ensayo clínico reciente con pulmones humanos de donantes con criterios extensores (ECD). En este documento, el uso de este dispositivo personalizado se describe en un modelo porcino juvenil de NPV-ESLP normotérmico durante una duración de 12 h, prestando especial atención a las técnicas de manejo. Se especifica la preparación prequirúrgica, incluida la inicialización del software ESLP, el cebado y la desaireación del circuito ESLP, y la adición de agentes antitrombóticos, antimicrobianos y antiinflamatorios. Se describen las técnicas intraoperatorias de inserción de vía central, biopsia pulmonar, exsanguición, recolección de sangre, cardiectomía y neumonectomía. Además, se presta especial atención a las consideraciones anestésicas, con la inducción de la anestesia, el mantenimiento y las modificaciones dinámicas esbozadas. El protocolo también especifica la inicialización, el mantenimiento y la terminación de la perfusión y ventilación del dispositivo personalizado. Las técnicas dinámicas de manejo de órganos, incluidas las alteraciones en la ventilación y los parámetros metabólicos para optimizar la función del órgano, se describen a fondo. Finalmente, la evaluación fisiológica y metabólica de la función pulmonar se caracteriza y representa en los resultados representativos.

Introducción

El trasplante de pulmón (LTx) sigue siendo el estándar de atención para la enfermedad pulmonar terminal1; sin embargo, LTx tiene limitaciones significativas, incluyendo la utilización inadecuada de órganos del donante2 y una mortalidad en lista de espera del 40%3, que es más alta que cualquier otro trasplante de órganos sólidos 4,5. Las tasas de utilización de órganos de donantes son bajas (20-30%) debido a problemas de calidad de órganos. La distancia geográfica excesiva de transporte, agravada por los estrictos criterios de aceptación de órganos de donantes, exacerba estas preocupaciones de calidad. LTx también está detrás de otros trasplantes de órganos sólidos en términos de injertos a largo plazo y resultados para pacientes2. La disfunción primaria del injerto (DGP), causada con mayor frecuencia por lesión por reperfusión isquémica (IRI), representa la principal causa de mortalidad y morbilidad a los 30 días después de la LTx y aumenta el riesgo de disfunción crónica del injerto 6,7. Los esfuerzos para disminuir la IRI y extender los tiempos de transporte seguros son primordiales para mejorar los resultados de los pacientes.

La perfusión pulmonar ex situ (ESLP) es una tecnología innovadora que se ha mostrado prometedora para atenuar estas limitaciones. ESLP facilita la preservación, evaluación y reacondicionamiento de los pulmones de los donantes antes del trasplante. Ha mostrado resultados satisfactorios a corto y largo plazo después del trasplante de pulmones de donante de criterio extendido (ECD), contribuyendo a un aumento en el número de pulmones de donantes adecuados para LTx, con tasas de utilización de órganos que aumentan en un 20% en algunos centros 8,9,10. En comparación con el estándar clínico actual para LTx, la preservación estática en frío (CSP), ESLP ofrece varias ventajas: el tiempo de preservación de órganos no se limita a 6 h, la evaluación de la función del órgano es posible antes de la implantación, y debido a la perfusión continua de órganos, se pueden realizar modificaciones al perfusiónto que optimiza la función del órgano11.

La gran mayoría de los dispositivos ESLP actuales diseñados para uso humano utilizan ventilación con presión positiva (PPV); sin embargo, la literatura reciente ha indicado que esta estrategia de ventilación es inferior a la ventilación con presión negativa (VPN) ESL, con PPV que induce una lesión pulmonar inducida por el ventilador más significativa12,13,14,15. Tanto en pulmones humanos como porcinos, el NPV-ESLP exhibe una función orgánica superior en comparación con la perfusión pulmonar ex situ de presión positiva (PPV-ESLP) en varios dominios fisiológicos, incluida la producción de citoquinas proinflamatorias, el edema pulmonar y la formación de ampollas15. La distribución homogénea de la presión intratorácica en toda la superficie pulmonar en el VPN-ESLP ha sido sugerida como un factor significativo subyacente a esta ventaja15,16. Además de sus beneficios preclínicos, la seguridad clínica y la viabilidad del NPV-ESLP han sido demostradas en un ensayo clínico reciente17. Utilizando un nuevo dispositivo NPV-ESLP, doce pulmones humanos de donantes de criterios extendidos se preservaron, evaluaron y posteriormente trasplantaron con éxito con una supervivencia del 100% a 30 días y 1 año.

El objetivo del presente manuscrito es demostrar un protocolo de trabajo del dispositivo NPV-ESLP de nuestro laboratorio utilizando pulmones porcinos juveniles en condiciones normotérmicas durante 12 h de duración. La recuperación quirúrgica se cubre en detalle, y también se describen el inicio, la gestión y la terminación de nuestra plataforma de software personalizado. También se explica la estrategia para la recolección de tejidos y el manejo de las muestras.

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Protocolo

Los procedimientos realizados en este manuscrito cumplen con las directrices del Consejo Canadiense de Cuidado de Animales y la guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio. El comité institucional de cuidado de animales de la Universidad de Alberta aprobó los protocolos. Se utilizaron exclusivamente cerdos juveniles de Yorkshire hembras de entre 35 y 50 kg. Se requirió una capacitación adecuada en bioseguridad por parte de todas las personas involucradas en los procedimientos de ESLP. En la Figura 1 se representa una descripción esquemática de todo el experimento NPV-ESLP.

1. Preparaciones prequirúrgicas

  1. Coloque la cámara del órgano en el carro ESLP y monte la membrana de soporte de silicio (consulte la Tabla de materiales) en los ganchos de la cámara para la suspensión.
  2. Ensamble el tubo ESLP, el desoxigenador, el filtro arterial y la bomba centrífuga.
  3. Conecte las líneas de agua del intercambiador de calor al desoxigenador, así como al tubo de gas de barrido.
  4. Inserte la sonda del sensor de temperatura (consulte la Tabla de materiales) en el desoxigenador.
  5. Asegure el transductor de flujo de la arteria pulmonar (PA) (consulte la Tabla de materiales) en el tubo de PA.
    NOTA: El transductor de flujo utiliza ultrasonido para medir el flujo y transmitirlo de vuelta a la bomba centrífuga.
  6. Utilice una llave de paso de tres vías para sujetar el transductor de presión de PA a la cánula de PA.
  7. Fije firmemente todas las conexiones de los tubos para evitar fugas y cierre todas las llaves de paso y las cerraduras Luer antes de agregar el perfusión.
  8. Prepare el circuito con 1000 ml de perfusato de ingrediente hospitalario común modificado (CHIP).
    NOTA: CHIP es un perfusato de bajo costo hecho a medida con una medición oncótica de 35 mmHg, comparable a las soluciones de perfusato patentadas18.
  9. Inicie el software después de que el circuito esté preparado para facilitar la desaireación de la bomba y las líneas.
    NOTA: Estos pasos están asociados con la figura 2 y la figura 3.

2. Inicialización, ajustes y desaireación del software ESLP

  1. Haga clic en el acceso directo del programa en el monitor para iniciar el programa ESLP. Seleccione Scan, Cart 3, Connect ( Escanear), Cart 3, Conectar, luego el programa NPV seguido de Iniciar software.
  2. En la página principal, una vez que el circuito esté preparado, aumente las RPM de flujo a 900 para expulsar el aire del circuito y demostrar el flujo de perfusión a través de la cánula de PA con un flujo constante de fluido.
  3. Agregue 3.375 g de piperacilina-tazobactam, 10,000 unidades de heparina (10,000 U/1.5L de perfusión = 6.66 U/L) y 500 mg de metilprednisona al circuito.
  4. Tome una muestra de gasometría arterial (ABG) del perfusado como referencia.
  5. En la página principal , gire CPAP hasta 20 cm H2O (máx.) y actívelo para verificar la función. Apague una vez confirmada la operación.
  6. En la página principal , gire EIP a -5 cm H20 y actívelo para comprobar la función. Desactívelo una vez confirmado el proceso.
  7. En la página Configuración , encienda el calefactor (haga clic en Iniciar calentador) y confirme la función. Cambie el punto de ajuste de temperatura en los monitores y confirme un cambio congruente en el monitor del calentador en el carrito. Apague una vez que la operación esté asegurada.
    NOTA: El aparato ESLP utilizado aquí está equipado con un programa de software personalizado (Figura 4). El programa permite el control de la velocidad de la bomba y los parámetros de ventilación para lograr y mantener el flujo de PA deseado, la presión positiva continua en las vías respiratorias (CPAP), la presión espiratoria final (EEP), la presión inspiratoria final (EIP), la relación respiratoria (RR) y la relación inspiratoria: espiratoria (I: E). El software calcula parámetros funcionales y bucles presión-volumen. La Tabla 1 enumera todos los parámetros de monitoreo proporcionados por el software.

3. Preparaciones para la anestesia

  1. Administrar ketamina (20 mg/kg) y atropina (0,05 mg/kg) (inyecciones intramusculares) en quirófano como premedicación para el cerdo donante.
  2. Coloque el cerdo en decúbito supino en una mesa de operaciones calentada. Mantener la normotermia y proceder con la inducción de la mascarilla.
  3. Valorar el flujo de oxígeno de acuerdo con el peso del animal, típicamente 20-40 mL/kg.
  4. Administrar isoflurano inicialmente al 4-5%. Luego reducir al 3% después de 1-2 min.
  5. Evalúe la profundidad de la anestesia cada 5 min. Asegúrese de que el cerdo no tenga reflejo de abstinencia en respuesta a un estímulo nocivo.
  6. Una vez que se confirme la profundidad correcta de la anestesia, intubar al cerdo.
  7. Apunte a una saturación de oxígeno superior al 90% colocando una sonda de oxímetro de pulso en la lengua (preferiblemente) o en el oído.
  8. Ajustar el flujo de oxígeno (20-40 mL/kg) y el gas inhalante (1-3%) para mantener el nivel de anestesia.
  9. Mantenga la configuración del ventilador en un televisor de 6-10 ml / kg, frecuencia respiratoria de 12-30 respiraciones / min, PEEP 5 cm H 2 O, presión máxima 20 cm H2O.
  10. Afeite y lave con yodo para preparar el sitio de la incisión.

4. Biopsia pulmonar, exanguinación y recolección de sangre

  1. Inserte una vía central para la administración de líquidos y heparina.
    1. Haga una incisión de 5-8 cm en la línea media con electrocauterio centrada sobre la tráquea y extendiéndose cranealmente desde la muesca esternal.
    2. Usando la cauterización, divida la piel y la grasa subcutánea.
    3. Para identificar el haz intravascular carotídeo izquierdo o derecho lateral a la tráquea, divida el plano de la línea media entre los músculos de la correa y separe las capas de tejido conectivo.
    4. Usando lazos de seda 2-0 como bucles de vaso, obtenga un control distal y proximal de la vena yugular.
    5. Para controlar el flujo sanguíneo, ate el lazo craneal circundante y retraiga hacia arriba en el lazo proximal.
    6. Para acomodar una línea central de 7 Fr, haga una pequeña incisión en la vena usando las tijeras Metzenbaum (~ 1/3 de la circunferencia del vaso).
    7. Libere la tensión en el asa del vaso proximal simultáneamente canular la vena. Ate la seda para asegurar la cánula en la vena a una profundidad de 10 cm.
    8. Conéctese a una línea IV de solución salina normal al 0,9% después de enjuagar la línea con heparina (1 unidad/ml). Si el cerdo está agotado intravascularmente por deshidratación, administre el líquido. Hep-lock cualquier puerto no utilizado.
  2. Realizar una esternotomía mediana
    1. Identificar la muesca esternal y los procesos xifoides como puntos de referencia incisionales.
    2. Use electrocauterio para hacer una incisión en la línea media que abarque todo el esternón (aproximadamente 40-50 cm) y conecte la incisión anterior en la muesca esternal con la xifoidea.
    3. Dividir el tejido subcutáneo y la fascia entre las fibras del músculo pectoral mayor. Cauterizar cualquier vaso sangrante para mantener la hemostasia.
    4. Use electrocauterio para marcar la línea media a lo largo del hueso esternal. Use tijeras gruesas para cortar el xifoide y use un dedo para diseccionar sin rodeos el pericardio de la mesa posterior del esternón para crear un espacio palpable para acomodar la sierra esternal.
    5. Aplique dos pinzas de toalla en lados opuestos del esternón al nivel de la 4ª costilla lateral a la unión costocondral. Compre el tejido suprayacente y la capa de fascia dentro de las pinzas de toalla y levante el esternón verticalmente lejos del corazón durante la esternotomía.
    6. Realice la esternotomía con una sierra eléctrica o neumática, con los dientes hacia arriba, comenzando desde la xifoidea hacia la muesca esternal. Para evitar lesiones en las estructuras subyacentes (por ejemplo, pericardio y vena braquiocefálica, y arteria innominada), proceda gradualmente con la sierra y retraiga verticalmente con pinzas de toalla.
      NOTA: El esternón se sumerge profundamente posteriormente en la muesca esternal, y la sierra debe dirigirse posteriormente para completar la esternotomía a ese nivel.
    7. Use la cauterización para obtener hemostasia del esternón sangrante.
      NOTA: La cera ósea también se puede emplear para este propósito.
    8. Administrar 1.000 U/kg de heparina por vía intravenosa. Tomar una muestra de sangre in vivo 5 min después de la administración de heparina.
    9. Use un dedo para diseccionar sin rodeos la pleura del esternón interno para crear espacio para el retractor esternal.
    10. Inserte un retractor esternal con un mango hacia el abdomen y retraiga gradualmente para exponer completamente el mediastino.
  3. Retire el timo del pericardio usando una combinación de disección roma con un dedo y electrocauterio.
    NOTA: Es mejor quitar el timo como una pieza grande en lugar de trozos pequeños.
  4. Tome una biopsia del lóbulo pulmonar superior derecho para el análisis de tejido: abra la pleura derecha para exponer el lóbulo superior derecho. Rodee una porción de 1 cm3 con seda 0, corte y extirpe esta porción del pulmón con tijeras Metzenbaum.
    1. Divida la biopsia en tres porciones de igual tamaño y coloque una de cada una en gel, formalina y nitrógeno líquido a temperatura óptima de corte (OCT).
    2. Almacene la OCT y las muestras congeladas a presión en un congelador a -80 °C, y guarde las muestras de formalina en un refrigerador de 4 °C utilizando un recipiente debidamente cerrado.
      NOTA: Las muestras de biopsia se tiñen con tinción de hematoxilina-eosina para examinar la histopatología de la lesión pulmonar, incluyendo edema intersticial, inflamación alveolar e intersticial, infiltrados neutrofílicos intersticiales y perivasculares, y hemorragia15.
  5. Abra el pericardio. Coloque el pericardio en una tienda de campaña con fórceps y haga una incisión en la línea media del pericardio con tijeras de Metzenbaum.
    1. Continúe esta incisión cranealmente hasta la raíz aórtica, luego lateralmente para exponer la vena cava superior (VCS). Completar la pericardiotomía caudalmente y T-off de la incisión izquierda y derecha a nivel del ápice cardíaco.
  6. Eutanasia del cerdo por exanguinación. Incise el SVC e inserte una succión con punta de Poole (consulte la Tabla de materiales) en el lumen, avanzando la punta de succión hasta la vena cava inferior (IVC).
    NOTA: Se hace una incisión en la pared anterior de la aurícula izquierda (LA) para acelerar la exanguinación.
    1. Levante el ápice del corazón e incise el LA 1 cm por debajo del seno coronario con unas tijeras Metzenbaum. En la exanguinación, cambie de 100% O2 a aire ambiente.
  7. Recolectar sangre completa: la succión de la punta de Poole está conectada a un dispositivo de ahorro de células para recolectar 1200 ml de sangre total, que se hace girar para producir 500 ml de glóbulos rojos empaquetados (pRBC).
    NOTA: Configuración del protocolo Cell Saver: Flujo de llenado: 300 mL/min, Flujo de lavado: 100 mL/min, Flujo vacío: 150 mL/min, Flujo de retorno: 150 mL/min, Volumen de lavado: 300 mL, Flujo de concentración: 200 mL/min. Esto tomará ~ 5 min.

5. Cardiectomía

  1. Realizar la cardiectomía: levantar el ápice cardíaco cranealmente y continuar lateralmente la incisión LA anterior para transectar el seno coronario donde se une la vena hemiácida izquierda.
  2. Divida el LA cortando medialmente a través de la superficie anterior de la bifurcación de PA.
  3. Transecte la CIV 1 cm por encima del diafragma. Conecte esta incisión al LA cortando medialmente.
  4. Complete la división del LA cortando a lo largo de la parte superior de la arteria pulmonar derecha en dirección a la bifurcación PA.
    NOTA: Este paso excluye la vena pulmonar superior derecha de la LA posterior.
  5. Levante la VCI cranealmente y divida la vena pulmonar superior derecha. Divida las reflexiones pericárdicas que se unen entre la AF principal y la aurícula derecha (AR)/VCS.
  6. Coloque el corazón hacia abajo y transecte el SVC. Divida la VCS de la capa de tejido conectivo posteriormente y transecte la vena ácigótica.
  7. Levante el corazón cranealmente, divida el PA al nivel de la válvula pulmonar. Diseccionar parcialmente la aorta de la AF usando tijeras de Metzenbaum, luego transecto la aorta ascendente.
    NOTA: Esto completa la cardiectomía.

6. Neumonectomía

  1. Realizar la neumonectomía: comprobar que el volumen corriente espiratorio (TVe) es de aproximadamente 10 mL/kg. Cambiar a 2:1 inspiratorio: relación espiratoria para lograr este objetivo. Si la TV permanece < 6 ml / kg, aumente las presiones máximas y / o PEEP para alcanzar el objetivo de 8-10 ml / kg para el reclutamiento alveolar máximo.
  2. Abra la pleura en el lado izquierdo del cerdo. Haga una incisión horizontal a lo largo de la mesa posterior del esternón con tijeras Metzenbaum. Haga dos incisiones verticales por la pleura hasta el nervio frénico en los bordes superior e inferior del mediastino.
    1. Extirpe la pleura cortando a lo largo del nervio frénico. Repita este paso en el lado derecho. Abra y retire la pleura diafragmática de manera similar, utilizando el manguito posterior de LA como borde inferior, de manera similar al nervio frénico.
  3. Divida las uniones pleurales desde el diafragma hacia el lóbulo pulmonar inferior izquierdo. Use un retractor Deaver (consulte la Tabla de materiales) para sostener el diafragma hacia arriba. Divida el ligamento pulmonar inferior a la izquierda y continúe hacia el hilio.
  4. Intente una "técnica sin contacto" con respecto al tejido pulmonar en sí.
    NOTA: Es decir, intente una manipulación manual mínima del pulmón para prevenir un traumatismo.
  5. En el lado derecho, divida la VCI y las uniones pleurales del diafragma. Retraiga el diafragma hacia arriba usando el retractor Deaver. Divida el ligamento pulmonar inferior en el lado derecho y continúe hacia el hilio.
  6. Divida la vena innominada y los vasos arqueados para exponer la tráquea.
  7. Disecciona sin rodeos el tejido que rodea la tráquea. Con volúmenes corrientes espiratorios (TVe) de aproximadamente 10 ml/kg, sujetar la tráquea con una pinza tubular en la inhalación máxima.
  8. Transecte la tráquea y levante la porción sujeta hacia arriba para los pasos restantes para proporcionar tracción quirúrgica.
  9. Diseccionar la tráquea posterior del esófago usando disección roma con tijeras pesadas de Metzenbaum y una mano libre. Divida cualquier inserción pleural restante, transecte la aorta por encima y por debajo del bronquio izquierdo y retire los pulmones del tórax con un segmento de aorta descendente.
  10. Pese los pulmones con la pinza puesta y guárdelos rápidamente en un refrigerador lleno de hielo. El aumento de peso durante la carrera ESLP es un indicador de la formación de edema.
    NOTA: Esto completa la neumonectomía.

7. Colocación de los pulmones en el aparato ESLP

  1. Añadir 500 ml de pRBC al circuito de perfusión (previamente preparado con 1L de CHIP, paso 1.8) para alcanzar un volumen final de 1,5 L de perfusión.
    NOTA: La concentración de hemoglobina está dirigida a aproximadamente 50 g / L o un hematocrito del 15%.
  2. Tome fotografías de los pulmones para registros de datos.
  3. Biopsia del lóbulo pulmonar medio derecho. Rodee una porción de 1 cm3 con 0-seda, ate y extirpe esta porción del pulmón usando tijeras para el análisis de tejidos como se describió anteriormente (paso 4.4).
  4. Asegure el adaptador de tubo de 3/8, 1/2 pulgada a la arteria pulmonar principal (mPA). Agarre lados opuestos del mPA usando broches. Inserte el adaptador con la porción de 1/2 pulgada en el mPA y manténgalo en su lugar mientras un asistente asegura el adaptador en su posición con lazos de seda 0.
    NOTA: El adaptador debe colocarse 2-3 cm por encima de la bifurcación de PA (si el PA tiene una longitud inadecuada, se puede coser un segmento de la aorta descendente del cerdo donante de extremo a extremo en el mPA para obtener una longitud adicional).
  5. Coloque los pulmones en decúbito supino sobre la membrana de soporte de silicona y conéctelos al dispositivo ESLP.
  6. Coloque una segunda pinza de tubo en la tráquea cerca de la ubicación del bronquio traqueal. Retire la pinza más distal e intubar la tráquea con el tubo endotraqueal (ETT).
    1. Asegure el ETT en posición con dos bridas. Sujete la línea de ventilación con una abrazadera de tubo y suelte la pinza proximal de la tráquea.
      NOTA: Los pulmones permanecen inflados si esto se hace correctamente y no hay fugas de aire.
  7. Conecte el adaptador de PA a la línea de PA y desairee el mPA. Inicie el temporizador para la perfusión.
    NOTA: Consulte la Figura 5 para obtener una representación fotográfica de los pasos.

8. Inicio de la perfusión y ventilación

  1. En la página Configuración , haga clic en Iniciar calentador y ajuste la temperatura a 38 °C. Ingrese también el peso del cerdo para calcular el gasto cardíaco (flujo).
  2. En la página principal , establezca el CPAP en 20 cm H2O y haga clic en Iniciar CPAP. Cuando comience la ventilación, desenganche la línea de ventilación.
  3. Ponga a cero el sensor de presión arterial. Sujete la línea de PA por encima del sensor de presión con una abrazadera de tubo. Abra el sensor en el aire de la habitación, haga clic en ZERO PAP y Zero Bld Flow en la página Configuración y, a continuación, confirme que las lecturas están puestas a cero en la página principal .
    1. Cierre la llave de paso del sensor de presión para leer la presión de la línea, abra la línea a la cánula de PA, seleccione el gasto cardíaco del 10% en la página principal, haga clic en Volver al manual de PA (el botón se vuelve verde) y, a continuación, desenganche la línea de PA.
      NOTA: La línea ahora está apropiadamente puesta a cero, y la bomba ahora está fluyendo el 10% del gasto cardíaco calculado.
  4. Extraiga 10 ml de perfusato para el análisis centrífugo y extraiga un ABG de tiempo cero (T0).
  5. Una vez que los pulmones se hayan perfundido durante 10 minutos, aumente el flujo al 20% del gasto cardíaco.
  6. Cuando la temperatura de perfusión alcance los 32 °C, asegure la tapa de la cámara en su lugar con abrazaderas para crear un sello hermético. Posicione óptimamente los pulmones antes de colocar la tapa. Repare cualquier fuga de aire con prolene de tamaño 6-0 en agujas BV-1.
  7. Con la tapa asegurada, sujete el tubo de ventilación y apague la CPAP. En la página Configuración , haga clic en Cero ITP, Cero pata, Cero flujo de aire y, a continuación, confirme que las lecturas están a cero en la página principal .
    1. Haga clic en Iniciar CPAP a 20 cm deH2Oy desenganche el tubo de ventilación. A continuación, establezca el objetivo de EEP en 0 cmH 2 O, EIP en 1 cm H20, RR 10, relación I:E 1:1 y haga clic en Presionar para iniciar ventilación para activar la ventilación con presión negativa.
    2. Escuche a la ventilación cambiar su función, luego conecte el tubo de ventilación del puerto lateral a la cámara.
      NOTA: El ventilador comienza su ciclo respiratorio en la exhalación. Los pulmones se comprimirán ligeramente si el puerto lateral está conectado durante una exhalación. Es preferible esperar y escuchar la inhalación, luego conectar el puerto lateral para maximizar el reclutamiento.
  8. En las siguientes respiraciones, disminuya la CPAP a 12 cm H2O mientras aumenta simultáneamente la EIP a -9 cmH2O. Mantenga estos parámetros de ventilación durante la primera hora, luego reduzca la CPAP a 8-10 cmH2Odependiendo del reclutamientoalveolar y aumente la EIP a -12 a -13 cm H2O.
  9. Ajuste las presiones máximas a 20-21 cm H2O.
    NOTA: Si se requirieron presiones más altas en el momento de la neumonectomía, entonces eso se convierte en la presión máxima objetivo.
  10. Cuando la temperatura de perfusión alcanza los 35 °C, aumente el flujo al 30% del gasto cardíaco.
    NOTA: Estos son los ajustes para la preservación de órganos (Tabla 2).
  11. A las 3, 5, 7, 9, 11 h, evaluar con flujos del 50% del gasto cardíaco y la adición de gas de barrido mixto (89% N2, 8% CO2, 3%O2) añadido al desoxigenador a 0,125 L/min para simular la utilización sistémica de oxígeno (Tabla 3).
  12. En cada hora impar durante el modo de preservación, extraiga una muestra de 10 ml de perfusato para análisis futuros. Extraiga un predesoxigenador de 1 ml de muestra ABG cada hora.
  13. Después de 5 minutos de modo de evaluación, extraiga ABG de los puertos previos y posteriores al desoxigenador (Tabla 4).
    NOTA: Esto completa la colocación de los pulmones en ESLP y el inicio de la perfusión y la ventilación. Consulte la Tabla 2 para el inicio del protocolo. La Tabla 3 detalla los dos modos de VPN-ESLP empleados.

9. Apoyo metabólico del pulmón

  1. Verifique el nivel de glucosa de perfusión cada hora a través del análisis ABG. Apunte a la glucosa a 3-6 mmol / L y ajuste de acuerdo con las tasas de consumo utilizando una bomba de infusión estándar para la infusión continua de glucosa y dosis en bolo según sea necesario.
    NOTA: Otra bomba de infusión administra una infusión continua de 2 U/h de insulina. CHIP, junto con la mayoría de las otras soluciones de perfusión de órganos, contiene glucosa como sustrato de energía primaria.

10. Heparina, agentes antimicrobianos y antiinflamatorios

  1. Añadir 10.000 unidades de heparina al perfundido al inicio de la perfusión antes de la adición de pRBC.
  2. Añadir 3,375 g de piperacilina-tazobactam al perfusato al inicio de la perfusión antes de añadir pRBC.
  3. Agregue 500 mg de metilprednisolona al perfusato al comienzo de la perfusión antes de agregar pRBC.

11. Evaluación de la función pulmonar

  1. Emplee los dos modos distintos de ventilación y perfusión durante una ejecución de ESLP: preservación y evaluación.
    NOTA: Consulte Preservación y evaluación (Tabla 3). Modo de preservación: gasto cardíaco 30%, PEEP 8-12, EEP 0, EIP -10 a -12, presión máxima 20-22 cmH2O, RR 6-10 y relación I:E 1:1-1.5. Las carreras de ESLP suelen durar 12 h, aunque pueden extenderse a 24 h.
  2. Establezca la presión máxima para que coincida con la presión máxima de la neumonectomía y logre un objetivo de TV de 10 ml / kg.
    NOTA: Aunque TVe de 10mL/kg es objetivo, generalmente se alcanza 6-8mL/kg.
  3. Cada 30 minutos durante la conservación, realice el reclutamiento durante 30 minutos o menos.
    NOTA: La duración y el alcance de la contratación dependen de la TVe alcanzada. Si TVe son 8-10 mL/kg, no es necesario un reclutamiento adicional.
  4. Para el reclutamiento, aumentar la PEEP a 10-12 cm H2O, disminuir RR a 6 respiraciones/min, aumentar las presiones máximas en 2-4 cm H20 sin exceder los 30 cmH2O(rara vez superamos los 25 cmH2O), y cambiar la relación I:E a 1:0.5.
    NOTA: Generalmente, solo uno o dos de estos cambios se realizan por cada intervalo de 30 minutos, siendo el aumento de PEEP y presión máxima el más efectivo.
  5. A las 3, 5, 7, 9, 11 h, evaluar la función del órgano.
    NOTA: El principal parámetro de interés es la relación PF; sin embargo, el cumplimiento dinámico y las presiones de PA se monitorean de cerca (Figura 6).
  6. Durante la evaluación, aumentar el gasto cardíaco al 50% mientras se agrega un gas de barrido mixto (89% N2, 8% CO2, 3%O2) al circuito a un caudal de 0,125 L/min a través del desoxigenador.
    NOTA: Esto replica el agotamiento sistémico de oxígeno y ocurre durante 5 min. Durante este tiempo, disminuya la PEEP a 5 cmH2Omientras mantiene las presiones máximas, aumentando la EIP en consecuencia. Mantenga la RR a 10 lpm y establezca I:E en 1 o 1.5 dependiendo de si los pulmones parecen estar atrapando aire o no.
  7. Realice los cálculos funcionales para resistencia vascular pulmonar, ventilación mínima, distensibilidad dinámica y relación P/F.
    NOTA: La resistencia vascular pulmonar se puede calcular mediante: [(PAP - LAP)/CO] x 80, donde la LAP (presión auricular izquierda) es 0 mmHg debido al diseño de un sistema de drenaje abierto LA.
    La ventilación por minuto se calcula mediante: TVespiratoria x RR
    El cumplimiento dinámico se calcula mediante: TVexpiratory/EIP
    La relación P/F se calcula mediante: PaO2/Fi02, donde FiO2 es del 21%.
    El software ESLP calcula y registra automáticamente los índices de ventilación y funcionales de forma continua.

12. Evaluación metabólica de los pulmones perfundidos ex situ

  1. Evaluar el estado metabólico del perfusión cada hora a través de ABGs, que actúan como un marcador sustituto del estado de los pulmones. Recoja 10 ml del perfusato del puerto del predesoxigenador para futuros análisis.
    NOTA: El análisis de gases en sangre también sirve para controlar el estado gaseoso e iónico del perfusión.
  2. Use PaO2 como un marcador de la función pulmonar general.
    NOTA: Esto es particularmente cierto durante las fases de evaluación cuando se agrega gas de barrido mezclado al circuito para simular la desoxigenación sistémica. Los gases pre vs. post desoxigenadores se comparan para evaluar el aumento de oxígeno por los pulmones.
  3. Apunte a una acidosis correcta de pH normal (7.35-7.45) con bolos de tampón tris-hidroximetilaminometano (THAM) (ver Tabla de materiales).
    NOTA: La alcalosis generalmente no se corrige y no excede de 7.55. Se puede agregar un barrido deCO2 al circuito para corregir esto a la normalidad o si la alcalosis excede este umbral.
  4. Trate PaCO2 permisivamente y generalmente está en el rango de 10-20 mmHg.
    NOTA: Estos valores se interpretan como un signo de ventilación satisfactoria. Los electrolitos no se ajustan durante la ESLP, pero se monitorean como parte del análisis ABG estándar. El lactato aumentará durante el aumento de la duración de ESLP, al igual que el potasio. El sodio permanece estable (135-145 mmol / L), y el calcio es típicamente bajo. La Tabla 4 contiene resultados representativos de muestra del análisis de perfusión de ABG durante una ejecución de 12 h de VPN-ESLP en normotermia y 30% de gasto cardíaco utilizando un perfusato celular (sangre + CHIP).

13. Terminación de la perfusión, ventilación y desconexión de los pulmones del dispositivo ESLP

  1. En la página Configuración , haga clic en Apagar servidor.
  2. Retire la tapa de la cámara. Desconecte el adaptador de PA de la cánula de PA.
  3. Extubar la tráquea. Para determinar la cantidad de formación de edema, pesar los pulmones.
  4. Tome una biopsia de tejido de 1 cm3 del lóbulo accesorio y divídala en tres piezas como se describió anteriormente.
  5. Ejecutar los análisis finales de gases, centrifugar las muestras de perfusión y almacenar las biopsias de tejido como se describió anteriormente (paso 4.4).
    NOTA: Ajustes de centrifugación: Velocidad, 112 x g; aceleración, 9; desaceleración, 9; temperatura, 4 °C, y tiempo, 15 min de duración.
  6. Cierre el programa; Se guardarán todos los datos registrados.
  7. Siguiendo los protocolos institucionales, deseche el resto de tejido, sangre y materiales bioactivos.
  8. Limpie el carro ESLP con un limpiador desinfectante de superficies duras (por ejemplo, etanol al 70%) y coloque todos los componentes reutilizables en un congelador a -20 °C para reducir el crecimiento de bacterias.

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Resultados

Al comienzo de la perfusión pulmonar y la ventilación (modo de preservación), los pulmones generalmente tendrán una presión arterial pulmonar baja (< 10 mmHg) y una baja distensibilidad dinámica (< 10 ml / mmHg) a medida que el perfusato se calienta a normotermia. Los cerdos de Yorkshire que pesan 35-50 kg generalmente resultan en pulmones que pesan 350-500 g. Durante la primera hora de VPN-ESLP, los volúmenes corrientes espiratorios medidos (TVe) son de 0-2 ml / kg, y los volúmenes corrientes inspiratorios (TVi) s...

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Discusión

Hay varios pasos quirúrgicos críticos junto con la solución de problemas necesarios para garantizar una ejecución exitosa de ESLP. Los pulmones porcinos juveniles son extremadamente delicados en comparación con los pulmones humanos adultos, por lo que el cirujano procurador debe tener cuidado al manipular pulmones porcinos. Es fundamental intentar una técnica "sin contacto" para evitar causar trauma y atelectasia al diseccionar los pulmones. "Sin contacto" significa usar la cantidad mínima de manipulación manual de los p...

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Divulgaciones

DHF posee patentes sobre tecnología y métodos de perfusión de órganos ex situ . DHF y JN son fundadores y accionistas principales de Tevosol, Inc.

Agradecimientos

Esta investigación fue financiada en nombre de The Hospital Research Foundation.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
0 ETHIBOND Verde 1 x 36" Endo Loop 0ETHICOND8573
2-0 SEDA Negro 12" x 18" FilamentosETHICONSA77G
ABL 800 FLEX Analizador de gases en sangreRadiómetro989-963
Adulto-Pediátrico Filtro electrostático HME - PequeñoCovidien352/5877
Filtro arterialSORIN GROUP01706/03
Backhaus Abrazadera de toallaPilling454300
Biomedicus BombaMaquetBPX-80
Bridas – Blanco 12"HUASU InternationalHS4830001
Cloruro de calcioFisher ScientificC69-500G
Cooley Retractor EsternalPilling341162
CUSHING Pinzas GutschdressingPilling466200
D-glucosaSigma-AldrichG5767-500G
Retractor Deaver Pilling481826
Pinza recta para tejido vascular DebakeyPilling351808
Debakey-Metzenbaum DisectingPilling 342202
TijerasPilling342202
Tubo endotraqueal CUFD de 9,0 mm Mallinckrodt9590EManguito desmontado para aparato ESLP
Transductor de flujoBIO-PROBETX 40
Suero de Albúmina HumanaGrifols Therapeutics
BaxterAS50
Inspire 7 M Oxigenador de membrana de fibra huecaSORIN GROUP K190690
Tubo de intercepción de 1/4" x 1/16" x 8'Medtronic3108
Tubo de intercepción de 3/8" x 3/32" x 6'Medtronic3506
Conector de tubo de intercepción de 3/8" x 1/2"Medtronic6013
MAYO Tijeras de disecciónPilling460420
Tanque de dióxido de carbono médicoPraxair5823115
Tanque de nitrógeno médicoPraxairNI M-K
Tanque de oxígeno médicoPraxair
Tevosol
PlasmaLyte ABaxterTB2544
Poole Tubo de succiónPilling162212
Fosfato de potasioFischer ScientificP285-500G
EscalaTANITAKD4063611
Membrana de soporte de silicioTevosol
Bicarbonatode sodioSigma-Aldrich792519-1KG
Cloruro de sodio 0.9%BaxterJB1324
Sorin XTRA Cell SaverSORIN GROUP75221
Sierra esternalStryker6207
Dispositivo de electrocauterio quirúrgicoKls MartinME411
Sonda de sensor de temperaturaOmniacell Tertia Srl1777288F
THAM BufferThermo Fisher Scientific15504020de UltraPureTM Transductor de
presión Tris TruWaveEdwardsVSYPX272
Catéter venoso central de dos lúmenes 7frArrowg+ardCS-12702-E
Vorse Pilling de abrazadera de tuboPilling351377
Willauer-Deaver RetractorPilling341720
Tubo de succión YankauerPilling162300
Bomba de infusión 2223708 Cámara de órganos 2014408

Referencias

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