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Article de méthode

Perfusion pulmonaire ex situ de la ventilation à pression négative normamère : évaluation de la fonction pulmonaire et du métabolisme

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DOI :

10.3791/62982

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14 février 2022

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1Division of Cardiac Surgery, Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 2Mazankowski Alberta Heart Institute, 3Faculty of Medicine and Dentistry, University of Alberta, 4Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 5Ray Rajotte Surgical-Medical Research Institute (SMRI), University of Alberta, 6Alberta Transplant Institute, 7Canadian Donation and Transplantation Research Program

Dans cet article

Résumé

Cet article décrit un modèle porcin de ventilation à pression négative de perfusion pulmonaire ex situ , y compris l’approvisionnement, la fixation et la gestion sur la plate-forme sur mesure. L’accent est mis sur les techniques anesthésiques et chirurgicales, ainsi que sur le dépannage.

Résumé

La transplantation pulmonaire (LTx) demeure la norme de soins pour la maladie pulmonaire terminale. La pénurie d’organes de donneurs appropriés et les préoccupations concernant la qualité des organes des donneurs, exacerbées par la distance géographique excessive de transport et les critères stricts d’acceptation des organes des donneurs, limitent les efforts actuels de LTx. La perfusion pulmonaire ex situ (ESLP) est une technologie innovante qui s’est révélée prometteuse pour atténuer ces limitations. La ventilation physiologique et la perfusion des poumons en dehors du milieu inflammatoire du corps donneur offrent à l’ESLP plusieurs avantages par rapport à la conservation statique à froid (CSP) traditionnelle. Il existe des preuves que l’ESLP de ventilation en pression négative (VAN) est supérieure à la ventilation en pression positive (VPP), la VPP induisant des lésions pulmonaires induites par la ventilation assistée par un ventilateur, la production de cytokines pro-inflammatoires, l’œdème pulmonaire et la formation de bulles. L’avantage de la VAN est peut-être dû à la répartition homogène de la pression intrathoracique sur toute la surface pulmonaire. L’innocuité clinique et la faisabilité d’un dispositif NPV-ESLP personnalisé ont été démontrées lors d’un récent essai clinique portant sur des poumons humains de donneurs à critères d’extension (DPE). Ici, l’utilisation de ce dispositif personnalisé est décrite dans un modèle porcin juvénile de VN-ESLP normotherme sur une durée de 12 heures, en accordant une attention particulière aux techniques de gestion. La préparation préchirurgicale, y compris l’initialisation du logiciel ESLP, l’amorçage et la désaération du circuit ESLP, ainsi que l’ajout d’agents antithrombotiques, antimicrobiens et anti-inflammatoires, est spécifiée. Les techniques peropératoires d’insertion de cathéter central, de biopsie pulmonaire, d’exsanguination, de prélèvement sanguin, de cardiectomie et de pneumonectomie sont décrites. En outre, une attention particulière est accordée aux considérations anesthésiques, avec l’induction de l’anesthésie, l’entretien et les modifications dynamiques soulignés. Le protocole spécifie également l’initialisation, la maintenance et la fin de la perfusion et de la ventilation de l’appareil personnalisé. Les techniques dynamiques de gestion des organes, y compris les modifications de la ventilation et des paramètres métaboliques pour optimiser la fonction des organes, sont décrites en détail. Enfin, l’évaluation physiologique et métabolique de la fonction pulmonaire est caractérisée et représentée dans les résultats représentatifs.

Introduction

La transplantation pulmonaire (LTx) demeure la norme de soins pour la maladie pulmonaire terminale1; cependant, la LTx présente des limites importantes, notamment une utilisation inadéquate des organes de donneurs2 et une mortalité sur liste d’attente de 40 %3, ce qui est plus élevé que toute autre greffe d’organe solide 4,5. Les taux d’utilisation des organes des donneurs sont faibles (20 à 30 %) en raison de préoccupations liées à la qualité des organes. La distance géographique excessive de transport, aggravée par des critères rigoureux d’acceptation des organes du donneur, exacerbe ces préoccupations en matière de qualité. LTx est également à la traîne d’autres greffes d’organes solides en termes de greffe à long terme et de résultats pour les patients2. Le dysfonctionnement primaire du greffon (DPI), le plus souvent causé par une lésion de reperfusion ischémique (IRI), représente la principale cause de mortalité et de morbidité à 30 jours après la LTx et augmente le risque de dysfonctionnement chronique du greffon 6,7. Les efforts visant à réduire l’IRI et à prolonger les temps de transport en toute sécurité sont primordiaux pour améliorer les résultats pour les patients.

La perfusion pulmonaire ex situ (ESLP) est une technologie innovante qui s’est révélée prometteuse pour atténuer ces limitations. ESLP facilite la préservation, l’évaluation et le reconditionnement des poumons de donneurs avant la transplantation. Il a montré des résultats satisfaisants à court et à long terme après la transplantation de poumons de donneurs à critères étendus (DPE), contribuant à une augmentation du nombre de poumons de donneurs appropriés pour la LTx, avec des taux d’utilisation des organes augmentant de 20% dans certains centres 8,9,10. Par rapport à la norme clinique actuelle pour LTx, la conservation statique à froid (CSP), ESLP offre plusieurs avantages: le temps de conservation des organes n’est pas limité à 6 h, l’évaluation de la fonction de l’organe est possible avant l’implantation, et en raison de la perfusion continue des organes, des modifications peuvent être apportées au perfusat qui optimise la fonction de l’organe11.

La grande majorité des appareils ESLP actuels conçus pour l’usage humain utilisent la ventilation en pression positive (PPV); cependant, la littérature récente a indiqué que cette stratégie de ventilation est inférieure à la ventilation en pression négative (VAN) ESLP, la VPP induisant des lésions pulmonaires induites par la ventilation plus importante12,13,14,15. Dans les poumons humains et porcins, la VNP-ESLP présente une fonction organique supérieure à celle de la perfusion pulmonaire ex situ en pression positive (PPV-ESLP) dans divers domaines physiologiques, y compris la production de cytokines pro-inflammatoires, l’œdème pulmonaire et la formation de bulles15. La distribution homogène de la pression intrathoracique sur toute la surface pulmonaire dans la VAN-ESLP a été suggérée comme un facteur important sous-jacent à cet avantage15,16. En plus de ses avantages précliniques, l’innocuité clinique et la faisabilité de la VNP-ESLP ont été démontrées dans un essai clinique récent17. À l’aide d’un nouveau dispositif NPV-ESLP, douze poumons humains de donneurs à critères étendus ont été préservés, évalués et transplantés avec succès avec une survie de 100% à 30 jours et 1 an.

L’objectif du présent manuscrit est de démontrer un protocole de travail du dispositif NPV-ESLP de notre laboratoire utilisant des poumons porcins juvéniles dans des conditions normothermiques pendant 12 heures. La récupération chirurgicale est couverte en détail, et l’initiation, la gestion et la terminaison de notre plate-forme logicielle personnalisée sont également décrites. La stratégie de collecte des tissus et de gestion des échantillons est également expliquée.

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Protocole

Les procédures effectuées dans ce manuscrit sont conformes aux lignes directrices du Conseil canadien de protection des animaux et au guide sur le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Le comité institutionnel de protection des animaux de l’Université de l’Alberta a approuvé les protocoles. Les porcs femelles juvéniles du Yorkshire pesant entre 35 et 50 kg ont été utilisés exclusivement. Toutes les personnes impliquées dans les procédures ESLP devaient recevoir une formation adéquate en matière de biosécurité. Une vue d’ensemble schématique de l’ensemble de l’expérience NPV-ESLP est représentée à la figure 1.

1. Préparations préchirurgicales

  1. Placez la chambre d’orgue sur le chariot ESLP et montez la membrane de support en silicone (voir Tableau des matériaux) sur les crochets de la chambre pour la suspension.
  2. Assemblez le tube ESLP, le désoxygénateur, le filtre artériel et la pompe centrifuge.
  3. Raccordez les conduites d’eau de l’échangeur de chaleur au désoxygénateur ainsi qu’au tuyau de gaz de balayage.
  4. Insérez la sonde du capteur de température (voir le tableau des matériaux) dans le désoxygénateur.
  5. Fixez le transducteur de débit de l’artère pulmonaire (PA) (voir le tableau des matériaux) sur le tube PA.
    REMARQUE: Le transducteur de débit utilise des ultrasons pour mesurer le débit et le relayer à la pompe centrifuge.
  6. Utilisez un robinet d’arrêt à trois voies pour fixer le transducteur de pression PA à la canule PA.
  7. Fixez fermement tous les raccords de tuyauterie pour éviter les fuites et fermez tous les robinets d’arrêt et les verrous Luer avant d’ajouter le perfusat.
  8. Amorcez le circuit avec 1000 mL de perfusat d’ingrédient hospitalier commun modifié (CHIP).
    REMARQUE: CHIP est un perfusat à faible coût sur mesure avec une mesure oncotique de 35 mmHg, comparable aux solutions de perfusat propriétaires18.
  9. Lancez le logiciel une fois le circuit amorcé pour faciliter la désaération de la pompe et des conduites.
    Remarque : Ces étapes sont associées à la figure 2 et à la figure 3.

2. Initialisation, réglages et circuit de déventilation du logiciel ESLP

  1. Cliquez sur le raccourci du programme sur le moniteur pour démarrer le programme ESLP. Sélectionnez Scan, Cart 3, Connect, puis NPV program suivi de Launch Software.
  2. Sur la page principale, une fois le circuit amorcé, augmentez les régimes de débit à 900 pour chasser l’air du circuit et démontrer le flux perfusé à travers la canule PA avec un flux constant de fluide.
  3. Ajouter 3,375 g de pipéracilline-tazobactam, 10 000 unités d’héparine (10 000 U/1,5 L de perfusat = 6,66 U/L) et 500 mg de méthylprednisone au circuit.
  4. Prélever un échantillon de gaz du sang artériel (ABG) du perfusat à des fins de référence.
  5. Sur la page principale , tournez CPAP jusqu’à 20 cm H2O (max) et allumez-le pour vérifier la fonction. Éteignez une fois l’opération confirmée.
  6. Sur la page principale , tournez EIP à -5 cm H20 et activez-le pour vérifier la fonction. Désactivez une fois le processus confirmé.
  7. Sur la page Paramètres , allumez le chauffage (cliquez sur Démarrer le chauffage) et confirmez la fonction. Changez le point de consigne de température sur les moniteurs et confirmez un changement congruent sur le moniteur de chauffage sur le chariot. Éteignez une fois l’opération assurée.
    REMARQUE : L’appareil ESLP utilisé ici est équipé d’un logiciel personnalisé (Figure 4). Le programme permet de contrôler la vitesse de la pompe et les paramètres de ventilation pour atteindre et maintenir le débit PA souhaité, la pression positive continue des voies respiratoires (PPC), la pression expiratoire finale (EEP), la pression inspiratoire terminale (EIP), le rapport respiratoire (RR) et le rapport inspiratoire: expiratoire (I: E). Le logiciel calcule les paramètres fonctionnels et les boucles pression-volume. Le tableau 1 répertorie tous les paramètres de surveillance fournis par le logiciel.

3. Préparations pour l’anesthésie

  1. Administrer de la kétamine (20 mg/kg) et de l’atropine (0,05 mg/kg) (injections intramusculaires) en salle d’opération comme prémédication pour le porc donneur.
  2. Placez le porc couché sur le dos sur une table d’opération chauffée. Maintenir la normothermie et procéder à l’induction du masque.
  3. Titrer le débit d’oxygène en fonction du poids de l’animal, généralement de 20 à 40 mL/kg.
  4. Administrer l’isoflurane initialement à 4-5%. Puis réduire à 3% après 1-2 min.
  5. Évaluez la profondeur de l’anesthésie toutes les 5 minutes. Assurez-vous que le porc n’a pas de réflexe de retrait en réponse à un stimulus nocif.
  6. Une fois la profondeur correcte de l’anesthésie confirmée, intuber le porc.
  7. Ciblez une saturation en oxygène supérieure à 90% en plaçant une sonde d’oxymètre de pouls sur la langue (de préférence) ou l’oreille.
  8. Ajustez le débit d’oxygène (20-40 mL/kg) et le gaz inhalé (1-3%) pour maintenir le niveau d’anesthésie.
  9. Maintenir les réglages du ventilateur à un téléviseur de 6 à 10 mL/kg, une fréquence respiratoire de 12 à 30 respirations/min, une PEP de 5 cm H 2 O, une pression maximale de 20 cm H2O.
  10. Raser et laver à l’iode pour préparer le site d’incision.

4. Biopsie pulmonaire, exsanguination et prélèvement sanguin

  1. Insérez un cathéter central pour l’administration de liquide et d’héparine.
    1. Faites une incision médiane de 5 à 8 cm avec électrocautérisation centrée sur la trachée et s’étendant crânienne à partir de l’encoche sternale.
    2. À l’aide de la cautérisation, divisez la peau et la graisse sous-cutanée.
    3. Pour identifier le faisceau intravasculaire carotidien gauche ou droit latéral à la trachée, divisez le plan médian entre les muscles de la sangle et séparez les couches de tissu conjonctif.
    4. En utilisant 2-0 attaches de soie comme boucles de vaisseau, obtenez un contrôle distal et proximal de la veine jugulaire.
    5. Pour contrôler le flux sanguin, attachez le lien crânien entourant et rétractez-le vers le haut sur le lien proximal.
    6. Pour accommoder un cathéter central de 7 Fr, faites une petite incision dans la veine à l’aide des ciseaux Metzenbaum (~1/3 de la circonférence du vaisseau).
    7. Relâchez la tension sur la boucle du vaisseau proximal et canulez simultanément la veine. Attachez la soie pour fixer la canule dans la veine à une profondeur de 10 cm.
    8. Se connecter à une ligne IV de solution saline normale à 0,9 % après avoir rincé la ligne avec de l’héparine (1 unité/mL). Si le porc est épuisé par voie intravasculaire à cause de la déshydratation, administrez le liquide. Hep-verrouille tous les ports inutilisés.
  2. Effectuer une sternotomie médiane
    1. Identifier l’encoche sternale et les processus xiphoïdes comme des repères incisionnels.
    2. Utilisez l’électrocautérisation pour faire une incision médiane qui couvre tout le sternum (environ 40-50 cm) et relie l’incision précédente à l’encoche sternale à la xiphoïde.
    3. Divisez le tissu sous-cutané et le fascia entre les fibres du muscle grand pectoral. Cautériser tous les vaisseaux saignants pour maintenir l’hémostase.
    4. Utilisez l’électrocautérisation pour marquer la ligne médiane le long de l’os sternal. Utilisez des ciseaux lourds pour couper le xiphoïde et utilisez un doigt pour disséquer cartouche le péricarde de la table postérieure du sternum afin de créer un espace palpable pour accueillir la scie stronale.
    5. Appliquez deux pinces à serviettes sur les côtés opposés du sternum au niveau des 4e côtes latérales à la jonction costochondrale. Achetez le tissu sus-jacent et la couche de fascia dans les pinces à serviettes et soulevez le sternum verticalement loin du cœur pendant la sternotomie.
    6. Effectuer la sternotomie avec une scie électrique ou pneumatique, les dents vers le haut, en partant de la xiphoïde vers l’encoche sternale. Pour éviter toute blessure aux structures sous-jacentes (par exemple, péricarde et veine brachiocéphale, artère innominée), procédez progressivement avec la scie et rétractez verticalement à l’aide de pinces à serviettes.
      REMARQUE: Le sternum plonge profondément postérieurement à l’encoche sternale et la scie doit être dirigée vers l’arrière pour compléter la sternotomie à ce niveau.
    7. Utilisez la cautérisation pour obtenir une hémostase du sternum qui saigne.
      REMARQUE: La cire d’os peut également être utilisée à cette fin.
    8. Administrer 1 000 U/kg d’héparine par voie intraveineuse. Prélever un échantillon de sang in vivo 5 min après l’administration d’héparine.
    9. Utilisez un doigt pour disséquer carrément la plèvre du sternum interne afin de créer de l’espace pour l’écarteur sternal.
    10. Insérez un rétracteur sternal avec une poignée vers l’abdomen et rétractez-le progressivement pour exposer complètement le médiastin.
  3. Retirer le thymus du péricarde en combinant une dissection émoussée avec un doigt et une électrocautérisation.
    REMARQUE: Il est préférable d’enlever le thymus comme un gros morceau plutôt que de petits morceaux.
  4. Faites une biopsie du lobe supérieur droit du poumon pour une analyse tissulaire : ouvrez la plèvre droite pour exposer le lobe supérieur droit. Encerclez une portion de 1 cm3 avec 0-soie, attachez et extrayez cette partie du poumon à l’aide de ciseaux Metzenbaum.
    1. Diviser la biopsie en trois portions de taille égale et placer une de chaque dans du gel à température de coupe optimale (OCT), du formol et de l’azote liquide (surgelation).
    2. Conservez les échantillons de PTOM et de surgélation dans un congélateur à -80 °C et conservez les échantillons de formol dans un réfrigérateur à 4 °C à l’aide d’un contenant bien fermé.
      NOTE: Les échantillons de biopsie sont colorés avec une coloration à l’hématoxyline-éosine pour examiner l’histopathologie des lésions pulmonaires, y compris l’œdème interstitiel, l’inflammation alvéolaire et interstitielle, les infiltrats neutrophiles interstitiels et périvasculaires et l’hémorragie15.
  5. Ouvrez le péricarde. Tentez le péricarde à l’aide d’une pince et faites une incision dans la ligne médiane du péricarde avec des ciseaux Metzenbaum.
    1. Continuez cette incision crânienne jusqu’à la racine aortique, puis latéralement pour exposer la veine cave supérieure (SVC). Complétez la péricardiotomie caudale et retirez l’incision à gauche et à droite au niveau de l’apex cardiaque.
  6. Euthanasier le porc par exsanguination. Inciser le SVC et insérer une aspiration à pointe Poole (voir Tableau des matériaux) dans la lumière, en faisant avancer l’embout d’aspiration vers la veine cave inférieure (IVC).
    NOTE: Une incision est faite dans la paroi antérieure de l’oreillette gauche (LA) pour accélérer l’exsanguination.
    1. Soulevez l’apex du cœur et incisez le LA à 1 cm sous le sinus coronaire à l’aide de ciseaux Metzenbaum. À l’exsanguination, passer de 100% O2 à l’air ambiant.
  7. Recueillir du sang total: l’aspiration de l’embout Poole est connectée à un dispositif d’économie de cellules pour recueillir 1200 ml de sang total, qui est filé vers le bas pour produire 500 ml de globules rouges emballés (pRBC).
    REMARQUE: Réglage du protocole Cell Saver: Débit de remplissage: 300 ml / min, Débit de lavage: 100 ml / min, Débit à vide: 150 ml / min, Débit de retour: 150 ml / min, Volume de lavage: 300 mL, Débit de concentration: 200 ml / min. Cela prendra ~5 min.

5. Cardiectomie

  1. Effectuer la cardiectomie: soulever l’apex cardiaque crânienne et continuer l’incision précédente LA latéralement pour transecter le sinus coronaire où la veine hémi-azygote gauche le rejoint.
  2. Diviser le LA en coupant médialement sur la surface antérieure de la bifurcation PA.
  3. Transecter l’IVC à 1 cm au-dessus du diaphragme. Connectez cette incision au LA en coupant médialement.
  4. Complétez la division de l’AL en coupant le long du haut de l’artère pulmonaire droite en direction de la bifurcation PA.
    REMARQUE: Cette étape exclut la veine pulmonaire supérieure droite de la LA.
  5. Soulevez l’IVC crânienne et divisez la veine pulmonaire supérieure droite. Divisez les réflexions péricardiques qui fusionnent entre l’AP principal et l’oreillette droite (RA)/SVC.
  6. Posez le cœur et transectez le SVC. Divisez le SVC de la couche de tissu conjonctif postérieurement et transectez la veine azygote.
  7. Soulevez le cœur crâniennement, divisez le PA au niveau de la valve pulmonaire. Disséquer partiellement l’aorte de la sonorisation à l’aide de ciseaux Metzenbaum, puis transecter l’aorte ascendante.
    REMARQUE: Ceci termine la cardiectomie.

6. Pneumonectomie

  1. Effectuer la pneumonectomie : vérifier que le volume courant expiratoire (TVe) est d’environ 10 mL/kg. Passez à 2:1 inspiratoire: rapport expiratoire pour atteindre cet objectif. Si la TV reste < 6 mL/kg, augmenter les pressions maximales et/ou la PEP pour atteindre la cible de 8 à 10 mL/kg pour un recrutement alvéolaire maximal.
  2. Ouvrez la plèvre sur le côté gauche du porc. Faites une incision horizontale le long de la table postérieure du sternum à l’aide de ciseaux Metzenbaum. Faites deux incisions verticales le long de la plèvre jusqu’au nerf phrénique aux bords supérieur et inférieur du médiastin.
    1. Extrayez la plèvre en coupant le long du nerf phrénique. Répétez cette étape sur le côté droit. Ouvrez et retirez la plèvre diaphragmatique de la même manière, en utilisant le brassard LA postérieur comme bordure inférieure, de la même manière que le nerf phrénique.
  3. Divisez les attaches pleurales du diaphragme vers le lobe inférieur gauche. Utilisez un rétracteur Deaver (voir le tableau des matériaux) pour maintenir le diaphragme vers le haut. Divisez le ligament pulmonaire inférieur à gauche et continuez vers le hile.
  4. Essayez une « technique sans contact » en ce qui concerne le tissu pulmonaire lui-même.
    REMARQUE: C’est-à-dire, essayez une manipulation manuelle minimale du poumon pour prévenir les traumatismes.
  5. Sur le côté droit, divisez les attaches IVC et pleurales du diaphragme. Rétractez le diaphragme vers le haut à l’aide de l’enrouleur Deaver. Divisez le ligament pulmonaire inférieur du côté droit et continuez vers le hile.
  6. Divisez la veine innominée et les vaisseaux de l’arc pour exposer la trachée.
  7. Disséquez carrément le tissu entourant la trachée. Avec des volumes courants expiratoires (TVe) d’environ 10 mL/kg, serrer la trachée à l’aide d’une pince tubulaire à l’inhalation maximale.
  8. Transectez la trachée et soulevez la partie serrée vers le haut pour les étapes restantes afin de fournir une traction chirurgicale.
  9. Disséquer la trachée postérieure de l’œsophage à l’aide d’une dissection émoussée avec de lourds ciseaux Metzenbaum et une main libre. Divisez toutes les attaches pleurales restantes, transectez l’aorte au-dessus et au-dessous de la bronche gauche et retirez les poumons de la poitrine avec un segment d’aorte descendante.
  10. Pesez les poumons avec la pince et rangez-les rapidement dans une glacière pleine de glace. La prise de poids pendant la course ESLP est un indicateur de la formation d’œdème.
    REMARQUE: Ceci termine la pneumonectomie.

7. Mise en place des poumons sur l’appareil ESLP

  1. Ajouter 500 mL de pRBC au circuit de perfusion (préalablement amorcé avec 1L de CHIP, étape 1.8) pour atteindre un volume final de 1,5 L de perfusat.
    REMARQUE : La concentration d’hémoglobine est ciblée à environ 50 g/L ou un hématocrite de 15 %.
  2. Prenez des photos des poumons pour les enregistrements de données.
  3. Biopsie du lobe du poumon moyen droit. Encerclez une portion de 1 cm3 avec 0-soie, attachez et excisez cette partie du poumon à l’aide de ciseaux pour l’analyse des tissus, comme décrit précédemment (étape 4.4).
  4. Fixez l’adaptateur de tuyauterie 3/8, 1/2 pouce à l’artère pulmonaire principale (mPA). Saisissez les côtés opposés du mPA à l’aide de boutons-pression. Insérez l’adaptateur avec la partie 1/2 pouce dans le mPA et maintenez-le en place pendant qu’un assistant fixe l’adaptateur en position à l’aide de liens en soie 0.
    REMARQUE: L’adaptateur doit se trouver à 2-3 cm au-dessus de la bifurcation PA (si le PA a une longueur insuffisante, un segment de l’aorte descendante du porc donneur peut être cousu bout à bout sur le mPA pour une longueur supplémentaire).
  5. Placez les poumons en décubitus dorsal sur la membrane de support en silicone et connectez-les à l’appareil ESLP.
  6. Placez une deuxième pince de tuyauterie sur la trachée près de l’emplacement de la bronche trachéale. Retirez la pince la plus distale et intuber la trachée avec le tube endotrachéal (ETT).
    1. Fixez l’ETT en position à l’aide de deux fermetures à glissière. Serrez la conduite de ventilation à l’aide d’une pince tubulaire et libérez la pince proximale de la trachée.
      REMARQUE: Les poumons restent gonflés si cela est fait correctement et qu’il n’y a pas de fuites d’air.
  7. Connectez l’adaptateur PA à la ligne PA et désaérez le mPA. Démarrez la minuterie pour la perfusion.
    REMARQUE : Voir la figure 5 pour une représentation photographique des étapes.

8. Initiation de la perfusion et de la ventilation

  1. Sur la page Paramètres , cliquez sur Démarrer le chauffage et réglez la température sur 38 °C. Entrez également le poids du porc pour calculer le débit cardiaque (débit).
  2. Sur la page principale , réglez le CPAP sur 20 cm H2O et cliquez sur Démarrer CPAP. Lorsque la ventilation commence, détachez la conduite de ventilation.
  3. Zéro du capteur de pression artérielle. Serrez la conduite de sonorisation au-dessus du capteur de pression à l’aide d’une pince de tuyauterie. Ouvrez le capteur à l’air ambiant, cliquez sur ZERO PAP et Zero Bld Flow sur la page Paramètres , puis confirmez que les lectures sont mises à zéro sur la page principale .
    1. Fermez le robinet d’arrêt du capteur de pression pour lire la pression de la conduite, ouvrez la ligne de la canule PA, sélectionnez 10 % du débit cardiaque sur la page principale, cliquez sur Retour au manuel de sonorisation (le bouton devient vert), puis débloquez la ligne de sonorisation.
      REMARQUE: La ligne est maintenant correctement mise à zéro et la pompe débite maintenant 10% du débit cardiaque calculé.
  4. Prélever 10 mL de perfusat pour l’analyse centrifuge et prélever un ABG temporel zéro (T0).
  5. Une fois que les poumons ont été perfusés pendant 10 min, augmenter le débit à 20% du débit cardiaque.
  6. Lorsque la température du perfusat atteint 32 °C, fixez le couvercle de la chambre en place à l’aide de pinces pour créer un joint étanche à l’air. Positionnez de manière optimale les poumons avant de placer le couvercle. Réparez les fuites d’air avec le prolène de taille 6-0 sur les aiguilles BV-1.
  7. Avec le couvercle bien fixé, serrez le tuyau de ventilation et éteignez le CPAP. Sur la page Paramètres , cliquez sur Zero ITP, Zero Paw, Zero Air Flow (Zéro PTI), puis confirmez que les lectures sont mises à zéro sur la page principale .
    1. Cliquez sur Démarrer CPAP à 20 cm H2O et débloquez le tube de ventilation. Ensuite, définissez la cible EEP sur 0 cm H 2O, EIP sur 1 cm H20, RR 10, rapport I:E 1:1, puis cliquez sur Appuyer pour démarrer l’évent pour activer la ventilation à pression négative.
    2. Écoutez l’évent changer de fonction, puis fixez le tube de ventilation de l’orifice latéral à la chambre.
      REMARQUE: Le ventilateur commence son cycle respiratoire en expiration. Les poumons se compriment légèrement si l’orifice latéral est attaché pendant une expiration. Il est préférable d’attendre et d’écouter l’inhalation, puis de connecter le port latéral pour maximiser le recrutement.
  8. Au cours des prochaines respirations, diminuez la PPC à 12 cm H2O tout en augmentant simultanément la PPE à -9 cm H2O. Maintenez ces paramètres de ventilation pendant la première heure, puis réduisez la PPC à 8-10 cmH2Oen fonction du recrutement alvéolaire et augmentez l’EIP à -12 à -13 cmH2O.
  9. Réglez les pressions de pointe à 20-21 cm H2O.
    REMARQUE: Si des pressions plus élevées étaient nécessaires au moment de la pneumonectomie, cela devient la pression de pointe cible.
  10. Lorsque la température du perfusat atteint 35 °C, augmenter le débit à 30 % du débit cardiaque.
    REMARQUE : Il s’agit des paramètres de conservation des organes (tableau 2).
  11. À 3, 5, 7, 9, 11 h, évaluer avec des débits de 50 % du débit cardiaque et l’ajout de gaz de balayage mixte (89 % N2, 8 % CO2, 3 %O2) ajouté au désoxygénateur à 0,125 L/min pour simuler l’utilisation systémique de l’oxygène (tableau 3).
  12. À chaque heure impaire pendant le mode de conservation, prélever un échantillon de 10 mL de perfusat pour une analyse ultérieure. Prélever un échantillon de pré-désoxygénateur de 1 ml ABG toutes les heures.
  13. Après 5 minutes de mode d’évaluation, prélever des ABG aux orifices de prédésoxygénation et de post-désoxygénation (tableau 4).
    REMARQUE: Ceci termine la mise en place des poumons sur ESLP et l’initiation de la perfusion et de la ventilation. Voir le tableau 2 pour le lancement du protocole. Le tableau 3 détaille les deux modes de VAN utilisés par le PELS-VAN.

9. Soutien métabolique du poumon

  1. Vérifiez le taux de glucose perfusé toutes les heures via l’analyse ABG. Cibler la glycémie à 3-6 mmol/L et titrer en fonction des taux de consommation à l’aide d’une pompe à perfusion standard pour la perfusion continue de glucose et les doses en bolus au besoin.
    REMARQUE: Une autre pompe à perfusion délivre une perfusion continue de 2 U/h d’insuline. CHIP, ainsi que la plupart des autres solutions de perfusion d’organes, contient du glucose comme substrat d’énergie primaire.

10. Héparine, agents antimicrobiens et anti-inflammatoires

  1. Ajouter 10 000 unités d’héparine au perfusat au début de la perfusion avant l’ajout de pRBC.
  2. Ajouter 3,375 g de pipéracilline-tazobactam au perfusat au début de la perfusion avant d’ajouter pRBC.
  3. Ajouter 500 mg de méthylprednisolone au perfusat au début de la perfusion avant d’ajouter pRBC.

11. Évaluation de la fonction pulmonaire

  1. Utilisez les deux modes distincts de ventilation et de perfusion pendant une exécution ESLP : la préservation et l’évaluation.
    REMARQUE : Veuillez consulter la section Préservation et évaluation (tableau 3). Mode de conservation: débit cardiaque 30%, PEP 8-12, EEP 0, EIP -10 à -12, pression de crête 20-22 cm H2O, RR 6-10 et rapport I: 1-1,5. Les courses ESLP durent généralement 12 heures, bien qu’elles puissent être prolongées jusqu’à 24 heures.
  2. Réglez la pression de pointe pour correspondre à la pression maximale de pneumonectomie et atteignez un téléviseur cible de 10 mL/kg.
    REMARQUE: Bien que la TVe de 10 ml / kg soit ciblée, généralement 6-8 ml / kg est atteinte.
  3. Toutes les 30 minutes pendant la conservation, effectuez un recrutement de 30 minutes ou moins.
    NOTE: La durée et l’étendue du recrutement dépendent de la TVe atteinte. Si les TVe sont de 8 à 10 mL/kg, il n’est pas nécessaire de procéder à un recrutement supplémentaire.
  4. Pour le recrutement, augmenter la PEP à 10-12 cm H2O, diminuer le RR à 6 respirations/min, augmenter les pressions de pointe de 2-4 cm H20 sans dépasser 30 cmH2O(rarement dépasser 25 cmH2O), et changer le rapport I:E à 1:0,5.
    REMARQUE: En général, seulement un ou deux de ces changements sont effectués pour chaque intervalle de 30 minutes, l’augmentation de la PEP et de la pression de pointe étant la plus efficace.
  5. À 3, 5, 7, 9, 11 h, évaluer la fonction des organes.
    NOTE: Le principal paramètre d’intérêt est le rapport PF; toutefois, la conformité dynamique et les pressions exercées par l’AP sont surveillées de près (figure 6).
  6. Lors de l’évaluation, augmenter le débit cardiaque à 50% tandis qu’un gaz de balayage mixte (89% N2, 8% CO2, 3%O2) est ajouté au circuit à un débit de 0,125 L/min via le désoxygénateur.
    REMARQUE: Cela reproduit l’épuisement systémique en oxygène et se produit sur 5 minutes. Pendant ce temps, diminuer la PEP à 5 cm H2O tout en maintenant les pressions de pointe, en augmentant l’EIP en conséquence. Gardez RR à 10 bpm et réglez I:E sur 1 ou 1,5 selon que les poumons semblent piéger l’air ou non.
  7. Effectuez les calculs fonctionnels pour la résistance vasculaire pulmonaire, la ventilation minute, la conformité dynamique et le rapport P/F.
    NOTE: La résistance vasculaire pulmonaire peut être calculée par: [(PAP - LAP)/CO] x 80, où LAP (pression auriculaire gauche) est de 0 mmHg en raison de la conception d’un système de drainage LA ouvert.
    La ventilation minute est calculée par: TVexpiratory x RR
    La conformité dynamique est calculée par : TVexpiratory/EIP
    Le ratio P/F est calculé par: PaO2/Fi02, où FiO2 est de 21%.
    Le logiciel ESLP calcule et enregistre automatiquement les indices de ventilation et de fonctionnement en continu.

12. Évaluation métabolique des poumons perfusés ex situ

  1. Évaluer l’état métabolique du perfusat toutes les heures via des ABG, qui agissent comme un marqueur de substitution de l’état des poumons. Prélever 10 mL du perfusat dans l’orifice de prédésoxygénateur pour une analyse ultérieure.
    REMARQUE: L’analyse des gaz du sang sert également à surveiller l’état gazeux et ionique du perfusat.
  2. Utilisez PaO2 comme marqueur de la fonction pulmonaire globale.
    REMARQUE: Cela est particulièrement vrai pendant les phases d’évaluation lorsque du gaz de balayage mixte est ajouté au circuit pour simuler la désoxygénation systémique. Les gaz pré et post désoxygénateurs sont comparés pour évaluer l’augmentation de l’oxygène par les poumons.
  3. Cibler une acidose correcte à pH normal (7,35-7,45) avec des bolus de tampon tris-hydroxyméthylaminométhane (THAM) (voir le tableau des matières).
    NOTE: L’alcalose n’est généralement pas corrigée et ne dépasse pas 7,55. Un balayage de CO2 peut être ajouté au circuit pour corriger cela à la normale ou si l’alcalose dépasse ce seuil.
  4. Traiter le PaCO2 de manière permissive et se situe généralement entre 10 et 20 mmHg.
    NOTE: Ces valeurs sont interprétées comme un signe de ventilation satisfaisante. Les électrolytes ne sont pas ajustés pendant l’ESLP, mais ils sont surveillés dans le cadre de l’analyse ABG standard. Le lactate grimpera pendant les durées croissantes de l’ESLP, tout comme le potassium. Le sodium demeure stable (135-145 mmol/L) et le calcium est généralement faible. Le tableau 4 contient des résultats représentatifs de l’analyse du perfusat ABG au cours d’une période de 12 heures de NPV-ESLP à la normothermie et de 30 % du débit cardiaque à l’aide d’un perfusat cellulaire (sang + CHIP).

13. Fin de la perfusion, de la ventilation et de la déconnexion des poumons du dispositif ESLP

  1. Dans la page Paramètre , cliquez sur Arrêter le serveur.
  2. Retirez le couvercle de la chambre. Déconnectez l’adaptateur PA de la canule PA.
  3. Extuber la trachée. Pour déterminer la quantité de formation d’œdème, pesez les poumons.
  4. Prenez une biopsie tissulaire de 1 cm3 du lobe accessoire et divisez-la en trois morceaux comme décrit précédemment.
  5. Effectuer les analyses finales des gaz, centrifuger les échantillons de perfusat et conserver les biopsies tissulaires comme décrit précédemment (étape 4.4).
    REMARQUE: Paramètres de centrifugation: Vitesse, 112 x g; accélération, 9; décélération, 9; température, 4 °C, et temps, durée 15 min.
  6. Fermez le programme; Toutes les données enregistrées seront sauvegardées.
  7. En suivant les protocoles de l’établissement, jetez le reste, les tissus, le sang et les matières bioactives.
  8. Nettoyez le chariot ESLP à l’aide d’un nettoyant désinfectant pour surfaces dures (p. ex. éthanol à 70 %) et placez tous les composants réutilisables dans un congélateur à -20 °C pour réduire la croissance des bactéries.

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Résultats

Au début de la perfusion pulmonaire et de la ventilation (mode de conservation), les poumons auront généralement une faible pression artérielle pulmonaire (< 10 mmHg) et une faible compliance dynamique (< 10 mL/mmHg) lorsque le perfusat se réchauffe à la normothermie. Les porcs Yorkshire pesant entre 35 et 50 kg produisent généralement des poumons pesant entre 350 et 500 g. Au cours de la première heure de la VAN-ESLP, les volumes courants expiratoires mesurés (TVe) sont de 0 à 2 mL/kg, et les volumes de marée insp...

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Discussion

Plusieurs étapes chirurgicales critiques ainsi que le dépannage sont nécessaires pour assurer le succès de l’exécution ESLP. Les poumons porcins juvéniles sont extrêmement délicats par rapport aux poumons humains adultes, de sorte que le chirurgien pro-procurateur doit être prudent lors de la manipulation des poumons porcins. Il est essentiel d’essayer une technique « sans contact » pour éviter de causer un traumatisme et une atélectasie lors de la dissection des poumons. « Sans contact » signifie utiliser le strict mini...

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Déclarations de divulgation

DHF détient des brevets sur la technologie et les méthodes de perfusion d’organes ex situ . DHF et JN sont les fondateurs et les principaux actionnaires de Tevosol, Inc.

Remerciements

Cette recherche a été financée au nom de la Fondation de recherche hospitalière.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
0 ETHIBOND Vert 1 x 36 » Endo Loop 0ETHICOND8573
2-0 SILK Noir 12 » x 18 » BrinsETHICONSA77G
ABL 800 FLEX Analyseur de gaz du sangRadiomètre989-963
Adulte-Pédiatrique Filtre électrostatique HME - PetitCovidien352/5877
Filtre artérielSORIN GROUP01706/03
Backhaus Serviette ClampPilling454300
Biomedicus PompeMaquetBPX-80
Attaches de câble &ndash ; Blanc 12"HUASU InternationalHS4830001
Chlorure de calciumFisher ScientificC69-500G
Cooley Sternal RetractorPilling341162
CUSHING Gutschdressing ForcepsPilling466200
D-glucoseSigma-AldrichG5767-500G
Deep Deaver RetractorPilling481826
Debakey Pince à tissu vasculaire droiteBoulochage351808
Debakey-Metzenbaum DissectionPilule342202
ciseauxBoulochage342202
Tube endotrachéal 9.0mm CUFDMallinckrodt9590EBrassard retiré pour appareil ESLP
Transducteur de débitBIO-PROBETX 40
Sérum d’albumine humaineGrifols Therapeutics2223708
Pompe à perfusionBaxterAS50
Inspire 7 M Oxygénateur à membrane à fibres creusesSORIN GROUPK190690
Intercept Tubing 1/4 » x 1/16 » x 8'Medtronic3108
Tube Intercept 3/8 » x 3/32 » x 6'Medtronic3506
Connecteur de tube d’interception 3/8 » x 1/2Medtronic6013
MAYO Ciseaux de dissectionPilling460420
Réservoir de dioxyde de carbone médicalPraxair5823115
Réservoir d’azote médicalPraxairNI M-K
Réservoir d’oxygène médicalPraxairChambre d’organe 2014408
Tevosol
PlasmaLyte ABaxterTB2544
Poole Tubed’aspiration Pilling162212
Phosphate de potassiumFischer ScientificP285-500G
ÉchelleTANITAKD4063611
Membrane de support en siliconeTevosol
Bicarbonatede sodiumSigma-Aldrich792519-1KG
Chlorure de sodium 0,9 %BaxterJB1324
Sorin XTRA Cell SaverSORIN GROUP75221
Scie sternaleStryker6207
Dispositif d’électrocautérisation chirurgicaleKls MartinME411
Sonde de capteur de températureOmniacell Tertia Srl1777288F
Tampon THAMThermo Fisher Scientific15504020fabriqué à partir d’UltraPureTM Tris
TruWave Transducteur de pressionEdwardsVSYPX272
Cathéter veineux central à deux lumières 7frArrowg+ardCS-12702-E
Vorse Tubing ClampPilling351377
Willauer-DeaverRetractor Pilling341720
Yankauer Tubed’aspiration Pilling162300
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Références

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Réimpressions et autorisations

Mots-clés

Transplantation pulmonairevaluation de la fonction pulmonairePerfusion normothermiqueM tabolisme pulmonairePr servation des poumons du donneurTechnique de biopsie pulmonaireAnalyse des gaz du sangR sistance vasculaire pulmonaire
Perfusion pulmonaire ex situ de la ventilation à pression négative normamère : évaluation de la fonction pulmonaire et du métabolisme
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