Method Article

Generación de modelo de isquemia-reperfusión de gancho utilizando un embrión de pollito en desarrollo de tres días

DOI:

10.3791/63288

⸱

February 19th, 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory for Stem Cell and Restorative Neurology, Department of Biotechnology, Era’s Lucknow Medical College Hospital, Era University, 2Era University, 3Department of Stem Cell Biology and Regenerative Medicine, Era University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este artículo describe el modelado de isquemia-reperfusión (I / R) en un embrión de pollito de 3 días utilizando un gancho personalizado de aguja espinal para comprender mejor el desarrollo y el tratamiento de I / R. Este modelo es simple, rápido y económico.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La isquemia y los trastornos de reperfusión (I / R), como el infarto de miocardio, el accidente cerebrovascular y la enfermedad vascular periférica, son algunas de las principales causas de enfermedad y muerte. Muchos modelos in vitro e in vivo están actualmente disponibles para estudiar el mecanismo I/R en enfermedades o tejidos dañados. Sin embargo, hasta la fecha, no se ha informado de ningún modelo in ovo I/R, lo que permitiría una mejor comprensión de los mecanismos I/R y un cribado farmacológico más rápido. Este artículo describe el modelado de I / R utilizando un gancho personalizado de aguja espinal en un embrión de pollito de 3 días para comprender el desarrollo de I / R y los mecanismos de tratamiento. Nuestro modelo se puede utilizar para investigar anomalías a nivel de ADN, ARN y proteínas. Este método es simple, rápido y económico. El modelo actual se puede utilizar de forma independiente o en conjunto con los modelos I/R in vitro e in vivo existentes.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La lesión tisular por isquemia-reperfusión se ha relacionado con una serie de patologías, incluidos ataques cardíacos, accidente cerebrovascular isquémico, traumatismos y enfermedad vascular periférica1,2,3,4,5. Esto se debe principalmente a la falta de una comprensión integral de la progresión de la enfermedad y la falta de un modelo de investigación efectivo. La lesión isquémica ocurre cuando se corta el suministro de sangre a un área específica del tejido. Como resultado, el tejido isquémico eventualmente se necrotiza, aunque la tasa varía según el tejido. Por lo tanto, restaurar el suministro de sangre puede ayudar a mitigar el daño. Sin embargo, se ha observado, en algunos casos, que la reperfusión causa más daño tisular que la isquemia sola6,7,8. Por lo tanto, se requiere comprender los mecanismos moleculares y celulares de la isquemia-reperfusión para desarrollar una intervención terapéutica efectiva. Actualmente, no se conoce un tratamiento efectivo para las lesiones I/R. Esta disparidad ha impulsado la creación de nuevos modelos experimentales, que van desde modelos in vitro hasta modelos in vivo, para abordar el problema existente9,10,11,12,13.

Los embriones de pollito (Gallus gallus domesticus) son ampliamente utilizados en la investigación debido a su facilidad de acceso, aceptabilidad ética, tamaño relativamente grande (en comparación con otros embriones), bajo costo y rápido crecimiento14. Utilizamos un embrión de pollito a las 72 h de desarrollo para crear un in ovo I/R ocluyendo y liberando la arteria vitelina derecha con la ayuda de una aguja espinal. Lo llamamos el modelo hook-I/R isquemia-reperfusión (Figura 1). El modelo utilizado en este estudio es capaz de simular con precisión todos los procesos posteriores, incluidas las vías oxidativas e inflamatorias, que se asocian frecuentemente con el daño I/R15,16,17.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El Comité Institucional de Ética Animal en el Colegio Médico y Hospital Lucknow de Era emitió una exención por escrito que indica que no se requería una aprobación formal para realizar estos experimentos de acuerdo con el Comité para el Propósito de Control y Supervisión de Experimentos en Animales (CPCSEA). Sin embargo, se siguieron los procedimientos operativos estándar para minimizar cualquier potencial de angustia embrionaria.

1. Preparación del tampón (Tabla 1)

  1. Preparar la solución de Ringer
    1. Para preparar la solución de Ringer, disuelva 0,72 g de NaCl (123 mM), 0,017 g de CaCl2 (1,53 mM), 0,037 g de KCl (4,96 mM) en 70 mL de H2O destilado estéril, con un volumen final de 100 mL. Ajuste el pH a 7.4. Deja que se disuelva por completo y autoclave. Luego, filtre a través de un filtro de 0.22 μm, alícuota en cantidades de un solo uso (aproximadamente 10 ml) y guárdela a temperatura ambiente.
  2. Preparar solución salina normal (cloruro de sodio al 0,9%, NaCl).
    1. En 70 ml de H2O destilado estéril, disolver 0,9 g de NaCl (154 mM). Componga el volumen a 100 ml. Autoclave durante 15 min a 121 °C. Ajuste el pH a 7.4 con 0.1 N HCl o 0.1 N NaOH si es necesario. Haga alícuotas de 10 ml en un tubo de centrífuga estéril de 15 ml y guárdelas a temperatura ambiente.
  3. Preparar etanol al 70% (v/v).
    1. Mezclar 70 ml de etanol puro (Mol. wt. 46,07 g/L) a 30 ml de H2O estéril. Preparar según sea necesario o almacenar a temperatura ambiente. No hay necesidad de esterilizar.
  4. Prepare 1x solución salina tampón de fosfato (1x PBS).
    1. Preparar 100 mL de 1x PBS añadiendo 0.144 g de Na2HPO4·7H2O (5.37 mM), 0.8 g de NaCl (136.8 mM), 0.2 g de KCl (26.8 mM), 0.2 g de KH2PO4 (14. 6 mM) a 70 mL de agua destilada. Disolver y enrasar el volumen a 100 mL y autoclave durante 15 min a 121 °C. Lleve el pH a 7.4, agregando un par de gotas de 0.1 N HCl o 0.1 N NaOH, si es necesario. Hacer alícuotas de 10 ml en un tubo de centrífuga estéril de 15 ml y almacenar a temperatura ambiente.

2. Día 1

  1. Organice todas las herramientas necesarias para la esterilización de huevos (etanol al 70%, toallitas de limpieza, un estante para huevos y un marcador OHP).
  2. Limpie los huevos de 0 días con etanol al 70% usando toallitas de papel de seda. Use solo un óvulo de 0 días, ya que los óvulos más viejos pueden no dar lugar a un embrión.
  3. Escriba la fecha actual en los huevos con un marcador OHP.
  4. Coloque los huevos en una incubadora de huevos a una temperatura de 36-37 ° C y un nivel de humedad del 60% -65%. Incubar los huevos durante las próximas 24 h.

3. Día 2

  1. Organice el equipo necesario para la extracción de 5-6 ml de albúmina (tijeras de borde afilado, jeringa de 5 ml, aguja de 18 G, desechador de jeringas y cinta adhesiva).
  2. Limpie las tijeras quirúrgicas con etanol al 70% o esterilícelas con un autoclave después de limpiarlas con etanol al 70%.
  3. Ahora tome el huevo de la incubadora de huevos de 37 ° C para la puesta en capas.
  4. Coloque el huevo en una rejilla de huevos limpia.
  5. Coloque un pequeño trozo de cinta adhesiva (tamaño: aproximadamente 1 pulgada de largo x ancho) al borde del huevo.
  6. Haga un pequeño agujero en el borde de la cáscara del huevo con tijeras de borde puntiagudo. Inserte una jeringa de 5 ml en un ángulo aproximado de 75°.
    NOTA: La jeringa de 5 ml viene con una aguja de 24 G x 1 (estéril), pero es bueno reemplazar la aguja de 24 G x 1 con una aguja de 18 G x 1.5 (estéril). La aguja de 18 G x 1,5 mide 1,25 x 38 mm de ancho. Por lo tanto, facilitará la eliminación de la albúmina.
  7. Después de insertar la aguja en el saco vitelino, retire lentamente 5-6 ml de albúmina.
    NOTA: Esto proporciona al embrión una cama en la que puede crecer. La extracción de albúmina evita el derrame excesivo de albúmina mientras se establece una ventana. Finalmente, el riesgo de que el embrión se dañe durante las ventanas se mitiga eliminando 5-6 ml de albúmina.
  8. Después de retirar la albúmina, vuelva a sellar la abertura con cinta adhesiva y deje que los huevos se incuben a 37 °C durante 48 h.

4. Día 4

  1. Prepare la solución de Ringer, solución salina normal al 0,9% y 1 pbS como se describe en la sección 1 del protocolo. Luego, autoclave las tres soluciones. Después del autoclave, coloque la solución respectiva a temperatura ambiente.
  2. Saque el huevo de la incubadora de huevos a 37 °C y corte la cáscara en forma circular. Antes de cortar la cáscara del huevo, cubra el área a cortar con cinta adhesiva.
    NOTA: Cubrir el área de la ventana con cinta adhesiva evita la ruptura de la cáscara del huevo en lugares no deseados. Sin embargo, si irrumpe en un lugar no deseado, selle el área con la cinta adhesiva. Cubrir los lugares a cortar con cinta adhesiva evita que las piezas de concha caigan sobre el saco vitelino.
  3. Cree un pequeño agujero en la cáscara del huevo con una tijera de borde puntiagudo en el lugar donde se desea la ventana y comience a cortar una abertura circular. Este proceso se conoce como ventana.
    NOTA: Asegúrese de que el corte circular sea lo suficientemente grande como para permitir un fácil acceso al embrión desde cualquier dirección. Si es necesario, altere la posición del óvulo para acomodar la posición del embrión.
  4. A continuación, utilizando un microscopio quirúrgico con zoom estéreo, localice la arteria vitelina derecha (RVA).
    NOTA: Los embriones de pollo normalmente se someten a torsión torácica (junto con flexión cervical, etc.) a medida que se desarrollan, de modo que el lado izquierdo de la cabeza está contra la yema en la etapa de 72 h. Más caudalmente, donde las arterias vitellineales salen del cuerpo, el embrión no está muy retorcido, y esta parte del cuerpo se encuentra del lado ventral hacia abajo hacia la yema. Entonces, viendo directamente, el derecho del embrión está a la derecha del investigador.
  5. Una vez localizado el RVA, cree dos pequeños orificios en los lados izquierdo y derecho del RVA con una aguja de 26 G (Figura 2).
  6. Coloque la sonda de imágenes de flujo sanguíneo Doppler sobre el RVA. Asegúrese de que la sonda de imágenes de flujo sanguíneo Doppler se coloque a 5 ± 1 mm del sitio de la isquemia y hacia el extremo distal de la RVA. Tome una lectura de flujo durante 2 minutos y 30 s (o más si lo desea). Esta será la lectura de la fase normóxica.
  7. Mientras tanto, usando un alicate nasal y pinzas dentadas, moldee manualmente el borde de la aguja espinal en forma de gancho (Figura 3). Haga esto doblando el borde de la aguja espinal durante aproximadamente 1 mm. Un tamaño más grande hará que sea más difícil insertar y quitar la aguja espinal durante el procedimiento de I / R.
  8. Inserte la aguja espinal directamente debajo de la arteria vitellinena derecha con un micromanipulador.
    NOTA: Inserte la aguja espinal con extrema precaución para evitar dañar el RVA o cualquier arteria adyacente. La técnica óptima es ajustar el gancho diseñado a medida de la aguja espinal exactamente por encima del lado derecho del orificio RVA, seguido de insertar gradualmente el borde diseñado a medida de la aguja espinal en el saco vitelino con la ayuda de un micromanipulador bajo la guía de un microscopio quirúrgico de zoom estéreo a través del orificio derecho. Una vez que el gancho de la aguja espinal esté en el saco vitelino, ajuste gradualmente el gancho debajo del RVA para que su borde se coloque exactamente debajo del orificio izquierdo. Ahora es el momento de levantar la aguja espinal.
  9. Ahora, con la ayuda del micromanipulador, levante gradualmente la arteria hasta que el flujo sanguíneo Doppler indique una disminución mínima del 80% en el flujo arterial.
  10. Una vez que se logre una caída del 80% o más en el flujo Doppler, deje la aguja espinal levantada (tirando de la arteria hacia arriba) durante 5 minutos. Este será el período de isquemia en la RVA.
    NOTA: Es fundamental controlar el flujo Doppler durante la duración de la isquemia. Si se encuentra una cantidad significativa de fluctuación, finalice las pruebas.
  11. Después del período de isquemia de 5 minutos, libere gradualmente la arteria para restaurar los niveles normales de flujo sanguíneo. Asegúrese de que una lectura del medidor de flujo sanguíneo Doppler muestre valores comparables a los obtenidos durante la normoxia. Este será el período de reperfusión en la RVA (Figura 4).
  12. Después del procedimiento de I / R, aplique unas gotas (2-3) de 1x PBS al embrión y mírelo durante 2-3 min.
    NOTA: El uso de 1x PBS ayuda a evitar que el embrión se seque.
  13. Finalmente, vuelva a sellar la ventana con cinta adhesiva y coloque el huevo de nuevo en la incubadora de huevos durante 5 h y 55 min.
  14. Después de 5 h y 55 min, saque el huevo de la incubadora de huevos, colóquelo en la rejilla de huevos, vuelva a abrir la ventana y siga el protocolo de tratamiento aguas abajo.

5. Tratamientos

  1. Para el tratamiento de las arterias con medicamentos, activadores o inhibidores, extirpe la RVA después de 1 h del proceso I / R.
  2. Para los estudios posteriores, primero retire el embrión de la cáscara del huevo colocándolo en una placa de Petri estéril de 90 mm.
  3. Una vez que el embrión se libera en la placa de Petri, extirpe el RVA utilizando el iris ocular bajo la guía de un microscopio quirúrgico de zoom estéreo.
  4. Asegúrese de que la dimensión de escisión de RVA sea de hasta 15 ± 1 mm (distal del tronco), 5 ± 1 mm cada uno en el lado izquierdo y derecho de la arteria, y 2 ± 1 mm hacia el tronco.
    NOTA: Se puede utilizar una regla para medir el área a extirpar (opcional).
  5. Después de extirpar el RVA, lávelo con 1x PBS en una placa de Petri estéril que contenga 1x PBS.
  6. Para los tratamientos deseados, coloque la arteria en un tubo centrífugo de 1,5 ml (esterilizado) lleno de 500 μL de solución de Ringer. Coloque el RVA en el tubo de la centrífuga y colóquelo en una incubadora de 37 °C durante 5 h y 55 min.
    NOTA: Dependiendo de los tratamientos, use la solución de Ringer sin ningún tratamiento, o el tratamiento con el volumen y la concentración deseados de medicamento, activador o inhibidor.
  7. Después de 5 h y 55 min de incubación, saque el RVA de la incubadora de laboratorio de 37 ° C y continúe con los tratamientos deseados.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Se utilizó la técnica Doppler Blood Flow Imaging para evaluar la efectividad de nuestro modelo. En resumen, comparamos los datos del grupo control con los datos del grupo RVA para determinar el éxito de nuestra creación. La Figura 4A representa un flujo típico asociado con el animal de control, mientras que la Figura 4B representa los resultados obtenidos de un RVA. El número 1-8 representa los diversos eventos asociados con las fases I/R. En resumen, los número...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El objetivo de la investigación de isquemia-reperfusión es crear estrategias terapéuticas que prevengan la muerte celular y promuevan la recuperación29,30. Para superar las limitaciones actuales en la investigación de I / R, diseñamos un modelo de embrión de pollito Hook I / R para producir un modelo I / R confiable y reproducible. Hasta donde sabemos, el nuestro es el primer modelo de I / R jamás creado en un embrión de pollito de 3 días para experimentos de rut...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no declaran intereses contrapuestos.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Queremos expresar nuestro agradecimiento a Hari Shankar por sus aportes críticos durante la videografía y la edición, al Sr. Baqer Hussain por la voz en off, al Sr. Asghar Rizvi por la edición de video, al Sr. Mohammad Haider por las grabaciones de video, al Sr. Mohammad Danish Siddiqui por la asistencia durante los experimentos.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
(-80° C) congeladorHaier,de
centrífugaTARSONS, India500010X
100mm Placa de Petri (estéril)Tarsons, India460050
18G Aguja (18G× 1.5 (1.25 veces; 38mm)Ramsons, India13990
1mL JeringaDISPO VAN-26G
Aguja (26G× 1/2 (10.45x13mm)DISPO VAN, india30722D
37° Incubadora de huevos C con porcentaje de humedad ajustableGentek, IndiaGL-100
37° C incubadora de laboratorioSCIENCE TECH, IndiaCB 101-14
3-metiladenina (3-MA)Sigma Aldrich, EE. UU.M9281
Pipeta de pasto de 3 mlTARSONS, India940050
Vaso de precipitados de 50 mlTARSONS,India-Jeringa de
5 mlDISPO VAN, IndiaIP53
Etanol al 70%Merck Millipore, Estados Unidos64-17-5
Cinta adhesiva/Cinta de violoncheloSunrise, India-Ambra1
PrimersApplied Biosystems, Foster city, EE. UU.Hs00387943_m1
IgG anti-ratón, EE. UU7076S
Anti-Rabbit IgGJackson Immuno Research Laboratories, EE. UU.711-035-152
Atg7R& D Systems, EE. UU.MAB6608
Imprimaciones Atg7Applied Biosystems, Foster City, EE. UU.Hs00893766_m1
Bolsa de autoclaveTarsons, India550022
Máquina de autoclaveFabricación local, Lucknow, India-Beclin-1
Proteintech, EE. UU.66665-1-Ig
Beta ActinImmunoTag, EE. UUITT07018
Albúmina sérica bovinaHimedia, Mumbai, IndiaTC194
Cloruro de calcioHimedia, Mumbai, IndiaGRM534
CatalasaImmunoTag, EE. UU.ITT5155
Toallitas limpiadorasKimberly-Clark, India370080
Caspasa 3 escindidaImmunoTag, EE. UUITT07022
di-Sodio fosfato de hidrógeno heptahidratadoHimedia, Mumbai, IndiaGRM39611
Medidor de flujo sanguíneo DopplerInstrumento Moors, Reino UnidomoorVMS-LDF1
Estante para huevos--
GAPDHImmunoTag, EE. UU.M1000110
Imprimadores GAPDHApplied Biosystems, Foster City, EE. UU.
GlycineHimedia, Mumbai, IndiaMB013
Bandeja de riñónHOSPITO-LC3A
/ BTecnología de señalización de células, EE. UU.4108S
MetanolLaboratorios Rangem, Mumbai, IndiaM0252
MicromanipuladorNarishige, JapónM-152
N-acetil-L-cisteína (NAC)Sigma Aldrich, EE. UUA7250
NaringeninaSigma Aldrich, EE. UU67604-48-2
NF-kβThermo Fisher Scientific, EE. UU.51-0500
NLRP3ImmunoTag, EE. UU.ITT07438
Alicate para narizFabricación local, Lucknow,India-Pinzas
ocularesStoelting, Alemania52106-40
Iris ocularTufft Surgical Instruments, Jaipur, IndiaHard Age Vannas Micro Tijeras Angulado 8CM / 3 1/8 "
OHP rotuladorCamlin,
ImmunoTag, EE. UU. ITT08329
Tijera de borde afilado puntiagudoStoelting, Alemania52132-11
Cloruro de potasioHimedia, Mumbai, IndiaMB043
Fosfato de potasio monobásico anhidroHimedia, Mumbai, IndiaMB050
Inhibidor de la proteasaAbcam, Estados UnidosAb65621
SOD-1ImmunoTag, EE. UU.ITT4364
Cloruro de sodioFisher Scientific, Mumbai, India27605
Dodecil sulfato de sodioHimedia, Mumbai, IndiaGRM886
Aguja espinal 25GA; 3,50 PULGADAS (90,51 X 90 mm)Ramson, IndiaGS-2029
Stereo ZoomOlympus, JapónSZ2-STU3
Descartador de jeringasBIOHAZARD882210
Pinzas dentadasStoelting, Alemania52102-30
Tris BaseG Biosciences, Estados UnidosRC1217
Tris Ácido clorhídricoHimedia, Mumbai, IndiaMB030
Tween 20G Biosciences, EstadosUnidosRC1227
Huevos de gallina Leghorn blanca de 0 días--
Z-Val-Ala-Asp(OMe)-FMKMP Biomedicals, LLC, EE. UUFK009
China-1.5mL Tubo Tecnología de señalización celular. . . Estante para huevos--Hs02758991_g1. . India-ORP-150 Microscopio quirúrgico .

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Fauzia, E., et al. Chick Embryo: A Preclinical Model for Understanding Ischemia-Reperfusion Mechanism. Frontiers in Pharmacology. 21 (9), 1034(2018).
  2. Eltzschig, H. K., Eckle, T. Ischemia and reperfusion--from mechanism to translation. Nature Medicine. 17 (11), 1391-1401 (2011).
  3. Raza, S. S., et al. Neuroprotective effect of naringenin is mediated through suppression of NF-κB signaling pathway in experimental stroke. Neuroscience. 29 (230), 157-171 (2013).
  4. Raza, S. S., et al. Hesperidin ameliorates functional and histological outcome and reduces neuroinflammation in experimental stroke. Brain Research. 28 (1420), 93-105 (2011).
  5. Raza, S. S., et al. Silymarin protects neurons from oxidative stress associated damages in focal cerebral ischemia: a behavioral, biochemical and immunohistological study in Wistar rats. Journal of the Neurological Sciences. 15 (1-2), 45-54 (2011).
  6. Fan, L., Zhou, L. AG490 protects cerebral ischemia/reperfusion injury via inhibiting the JAK2/3 signaling pathway. Brain and Behavior. 11 (1), 01911(2021).
  7. Wu, M. Y., et al. Current Mechanistic Concepts in Ischemia and Reperfusion Injury. Cellular Physiology and Biochemistry. 46 (4), 1650-1667 (2018).
  8. Collard, C. D., Gelman, S. Pathophysiology, clinical manifestations, and prevention of ischemia-reperfusion injury. Anesthesiology. 94 (6), 1133-1138 (2001).
  9. Allen, D. D., et al. Cell lines as in vitro models for drug screening and toxicity studies. Drug Development and Industrial Pharmacy. 31 (8), 757-768 (2005).
  10. Schmeer, C., Gamez, A., Tausch, S., Witte, O. W., Isenmann, S. Statins modulate heat shock protein expression and enhance retinal ganglion cell survival after transient retinal ischemia/reperfusion in vivo. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 49 (11), 4971-4981 (2008).
  11. Huang, K. Y., et al. A systematic review and meta-analysis of acupuncture for improving learning and memory ability in animals. BMC Complementary and Alternative Medicine. 16 (1), 297(2016).
  12. Sommer, C. J. Ischemic stroke: Experimental models and reality. Acta Neuropathologica. 133 (2), 245-261 (2017).
  13. Yang, W., Chen, J., Meng, Y., Chen, Z., Yang, J. Novel targets for treating ischemia-reperfusion injury in the liver. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), 1302(2018).
  14. Seabra, R., Bhogal, N. In vivo research using early life stage models. In Vivo. 24 (4), 457-462 (2010).
  15. Liu, H., et al. Adiponectin peptide alleviates oxidative stress and NLRP3 inflammasome activation after cerebral ischemia-reperfusion injury by regulating AMPK/GSK-3beta. Experiments in Neurology. 329, 113302(2020).
  16. Aboutaleb, N., Jamali, H., Abolhasani, M., Pazoki Toroudi, H. Lavender oil (Lavandula angustifolia) attenuates renal ischemia/reperfusion injury in rats through suppression of inflammation, oxidative stress and apoptosis. Biomedicine and Pharmacotherapy. 110, 9-19 (2019).
  17. Wallert, M., et al. alpha-Tocopherol preserves cardiac function by reducing oxidative stress and inflammation in ischemia/reperfusion injury. Redox Biology. 26, 101292(2019).
  18. Ashafaq, M., et al. Catechin hydrate ameliorates redox imbalance and limits inflammatory response in focal cerebral ischemia. Neurochemical Research. 37 (8), 1747-1760 (2012).
  19. Gallagher, S., Chakavarti, D. Immunoblot analysis. Journal of Visualized Experiments. 20 (16), 759(2008).
  20. Abt, M. A., Grek, C. L., Ghatnekar, G. S., Yeh, E. S. Evaluation of lung metastasis in mouse mammary tumor models by quantitative real-time PCR. Journal of Visualized Experiments. (107), e53329(2016).
  21. Lee, P. Y., Costumbrado, J., Hsu, C. Y., Kim, Y. H. Agarose gel electrophoresis for the separation of DNA fragments. Journal of Visualized Experiments. (62), e3923(2012).
  22. Wu, Y., et al. Cathelicidin aggravates myocardial ischemia/reperfusion injury via activating TLR4 signaling and P2X(7)R/NLRP3 inflammasome. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 139, 75(2020).
  23. Franke, M., et al. The NLRP3 inflammasome drives inflammation in ischemia/reperfusion injury after transient middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Behaviour and Immunity. 92, 223(2021).
  24. Lawrence, T. The nuclear factor NF-kappaB pathway in inflammation. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 1 (6), 001651(2009).
  25. Liu, H., et al. Pterostilbene attenuates astrocytic inflammation and neuronal oxidative injury after ischemia-reperfusion by inhibiting NF-kappaB phosphorylation. Frontiers in Immunology. 10, 2408(2009).
  26. Prakash, R., et al. Sivelestat-loaded nanostructured lipid carriers modulate oxidative and inflammatory stress in human dental pulp and mesenchymal stem cells subjected to oxygen-glucose deprivation. Materials Science and Engineering: C Materials for Biological Applications. 120, 111700(2021).
  27. Prakash, R., et al. Oxidative stress enhances autophagy in stem cells through Erk1/2 signaling pathway - implications for neurotransplantations. Stem Cell Reviews and Reports. , (2021).
  28. Ahmad, A., et al. Gelatin-coated polycaprolactone nanoparticle-mediated naringenin delivery rescue human mesenchymal stem cells from oxygen glucose deprivation-induced inflammatory stress. ACS Biomaterials Science and Engineering. 5 (2), 683-695 (2019).
  29. Guan, X., et al. The neuroprotective effects of carvacrol on ischemia/reperfusion-induced hippocampal neuronal impairment by ferroptosis mitigation. Life Science. 235, 116795(2019).
  30. Jin, Z., Guo, P., Li, X., Ke, J., Wang, Y., Wu, H. Neuroprotective effects of irisin against cerebral ischemia/ reperfusion injury via Notch signaling pathway. Biomedicine and Pharmacotherapy. 120, 109452(2019).
  31. Wainrach, S., Sotelo, J. R. Electron microscope study of the developing chick embryo heart. Zeitschrift fur Zellforschung und mikroskopische Anatomie. 55, 622-634 (1961).
  32. Joshi, V. C., Wilson, A. C., Wakil, S. J. Assay for the terminal enzyme of the stearoyl coenzyme A desaturase system using microsomes. Journal of Lipid Research. 18 (1), 32-36 (1977).
  33. Kain, K. H., et al. The chick embryo as an expanding experimental model for cancer and cardiovascular research. Development Dynamics. 243 (2), 216-228 (2014).
  34. Mann, R. A., Moore, K. L., Persaud, T. V. N. Limitations in the u~e of the early chick embryo 88 a teratological model. Teratology. 7, 22-23 (1973).
  35. Chen, T., Vunjak-Novakovic, G. In vitro models of ischemia-reperfusion injury. Regenerative English and Translation Medicine. 4 (3), 142-153 (2018).
  36. Ma, R., et al. Animal models of cerebral ischemia: A review. Biomedicine and Pharmacotherapy. 131, 110686(2020).
  37. Bromage, D. I., et al. Remote ischaemic conditioning reduces infarct size in animal in vivo models of ischaemia-reperfusion injury: a systematic review and meta-analysis. Cardiovascular Research. 113 (3), 288-297 (2017).
  38. Kalogeris, T., Baines, C. P., Krenz, M., Korthuis, R. J. Cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. 298, 229-317 (2012).
  39. Hogers, B., DeRuiter, M. C., Baasten, A. M., Gittenberger-de Groot , A. C., Poelmann, R. E. Intracardiac blood flow patterns related to the yolk sac circulation of the chick embryo. Circ Res. 76 (5), 871-877 (1995).
  40. Rezzola, S., et al. angiogenesis-inflammation cross talk in diabetic retinopathy: novel insights from the chick embryo chorioallantoic membrane/human vitreous platform. Frontiers in Immunology. 11, 581288(2020).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Ischemia ReperfusionChick Embryo ModelIn Ovo ModelHook Ischemia ModelDoppler Blood FlowRight Vitelline ArteryWestern BlottingAutophagy MarkersInflammatory CytokinesApoptosis Pathways

Related Articles