Artículo de método

Un sistema microfisiológico para estudiar la interacción leucocitario-endotelial durante la inflamación

DOI:

10.3791/63312

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9 de diciembre de 2021

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1Department of Mechanical Engineering, Temple University, 2Department of Bioengineering, Temple University, 3Department of Bioengineering, University of Toledo, 4Biomedical Technology, CFD Research Corporation, 5Center for Inflammation and Lung Research, Department of Microbiology, Immunology and Inflammation, Lewis Katz School of Medicine, Temple University, 6Department of Radiation Oncology, Lewis Katz School of Medicine, Temple University

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

En este protocolo, se emplea un ensayo biomimético de microfluidos, que puede reproducir un entorno microvascular fisiológicamente relevante y reproducir toda la cascada de adhesión/migración de leucocitos, para estudiar las interacciones leucocitarios-células endoteliales en la enfermedad inflamatoria.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las interacciones entre leucocitos y células endoteliales juegan un papel importante en enfermedades inflamatorias como la sepsis. Durante la inflamación, la migración excesiva de leucocitos activados a través del endotelio vascular hacia órganos clave puede conducir a la insuficiencia orgánica. Se ha desarrollado y validado un ensayo microfluídico biomimético fisiológicamente relevante (bMFA) utilizando varias técnicas experimentales y computacionales, que pueden reproducir toda la cascada de rodadura/adhesión/migración de leucocitos para estudiar las interacciones leucocitario-célula endotelial. Las redes microvasculares obtenidas a partir de imágenes in vivo en roedores se digitalizaron utilizando un enfoque de Sistema de Información Geográfica (SIG) y se microfabricaron con polidimetilsiloxano (PDMS) en un portaobjetos de microscopio. Para estudiar el efecto de la velocidad de cizallamiento y la topología vascular en las interacciones entre leucocitos y células endoteliales, se desarrolló un modelo de Dinámica de Fluidos Computacional (CFD) para generar un mapa correspondiente de las tasas de cizallamiento y las velocidades en toda la red. El bMFA permite cuantificar las interacciones entre leucocitos y células endoteliales, incluida la velocidad de rodadura, el número de leucocitos adheridos en respuesta a diferentes tasas de cizallamiento, el número de leucocitos migrados, la permeabilidad de las células endoteliales, la expresión de moléculas de adhesión y otras variables importantes. Además, mediante el uso de muestras relacionadas con humanos, como células endoteliales humanas y leucocitos, bMFA proporciona una herramienta para la detección rápida de posibles terapias para aumentar su traducibilidad clínica.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La inflamación es la respuesta del huésped a la infección y la lesión, y el endotelio juega un papel importante en la respuesta inflamatoria 1,2,3. La desregulación inflamatoria es la causa subyacente de una serie de patologías de enfermedades como la sepsis, las enfermedades cardiovasculares, el asma, la enfermedad inflamatoria intestinal, el cáncer y el COVID-19. Las interacciones leucocitarios-células endoteliales juegan un papel central en estas enfermedades inflamatorias. Durante la inflamación, la liberación de PAMPS (patrones moleculares asociados a patógenos) de patógenos o DAMPS (patrones moleculares asociados al daño) de los tejidos lesionados activa las células inmunes para liberar citoquinas / quimiocinas y otros mediadores proinflamatorios que conducen a la activación del endotelio, lo que resulta en alteraciones en la función de barrera del endotelio vascular y una mayor permeabilidad 3,4 . El aumento de la activación de las células endoteliales durante la inflamación da como resultado una mayor interacción entre leucocitos y células endoteliales, lo que lleva a una migración excesiva de leucocitos activados a través del endotelio vascular hacia órganos clave 1,5,6,7.

El reclutamiento de leucocitos es iniciado por quimioatrayentes químicamente diversos compuestos por lípidos bioactivos, citoquinas, quimiocinas y componentes del complemento 8,9. El reclutamiento de leucocitos es un proceso de varios pasos que incluye cinco pasos discretos: 1) marginación de leucocitos y captura/fijación, 2) rodaje, 3) arresto firme, 4) propagación y rastreo y 5) extravasación/migración (Figura 1). Cada paso de este proceso requiere diafonía entre leucocitos y células endoteliales para orquestar este fenómeno dinámico 1,9. En última instancia, los leucocitos detenidos extravasan a los tejidos inflamados a través del endotelio a través de un proceso de varios pasos controlado por señales concurrentes dependientes de quimioatrayentes, eventos adhesivos y fuerzas de cizallamiento hemodinámicas 1,9,10,11,12.

Dado el papel central del esfuerzo cortante en la regulación de la función de las células endoteliales y la importancia de las interacciones entre leucocitos y células endoteliales13, durante las últimas décadas se han desarrollado varios modelos in vitro para estudiar diversos aspectos de la cascada de migración de leucocitos en un entorno más controlado14. Los dispositivos fluídicos tradicionales para estudiar las interacciones entre leucocitos y células endoteliales se pueden clasificar en dos grandes categorías14: a) dispositivos para estudiar laminación de leucocitos, adhesión y expresión de moléculas de adhesión, como cámaras de flujo de placas paralelas y b) dispositivos para estudiar la migración de leucocitos en condiciones estáticas como las cámaras de transwell. Sistemas como las cámaras de flujo de placas paralelas se han utilizado para estudiar el papel de las moléculas de adhesión y sus ligandos en la cascada de adhesión bajo fuerzas de cizallamiento15. Sin embargo, un inconveniente significativo es que estos dispositivos simplistas e idealizados (por ejemplo, canal recto) no son capaces de reproducir la escala y la geometría de la microvasculatura in vivo (por ejemplo, bifurcaciones vasculares sucesivas, morfología vascular) y las condiciones de flujo resultantes (por ejemplo, flujos convergentes o divergentes en bifurcaciones). Como resultado, estos dispositivos solo pueden modelar la adhesión, pero no la transmigración. Las cámaras transwell solo pueden estudiar la transmigración en condiciones estáticas sin considerar las características geométricas in vivo y las condiciones de flujo. Por lo tanto, estos modelos tradicionales no imitan el microambiente de los tejidos vivos ni resuelven la adhesión y la cascada de migración en un solo ensayo6.

Para abordar esta limitación, hemos desarrollado y validado ampliamente un nuevo ensayo microfluídico biomimético 3D (bMFA) (Figura 2), que reproduce de manera realista las redes microvasculares in vivo en un chip16,17,18. El protocolo para la microfabricación de este dispositivo se ha publicado anteriormente17 y solo se describe brevemente aquí. La microvasculatura del músculo cremaster del ratón se digitalizó utilizando un enfoque modificado del Sistema de Información Geográfica (SIG)19. Luego, se generó la red microvascular sintética sobre polidimetilsiloxano (PDMS) utilizando procesos de litografía blanda basados en la red microvascular digitalizada 14,17,20,21,22. Brevemente, las imágenes de red digitalizadas se imprimieron en una película mylar, que luego se usó como máscara para modelar una fotorresistencia positiva SU-8 sobre una oblea de silicio para crear los maestros para la fabricación. Se utilizaron pilares microfabricados (10 μm de diámetro, 3 μm de altura) para crear los poros de 3 μm de alto y 100 μm de ancho, un tamaño óptimo para la migración de leucocitos 23,24,25, conectando los canales vasculares y los compartimentos tisulares. PDMS se preparó de acuerdo con las instrucciones del fabricante y se vertió sobre los maestros desarrollados. Además, el PDMS se desgasificó y se dejó curar durante la noche en un horno (65 ° C) para crear microcanales complementarios en el PDMS. Posteriormente, el PDMS curado se peló del maestro SU-8, seguido de puertos de punzonado para entradas / salidas. Luego, el PMDS se unió con plasma a un portaobjetos de vidrio. La superficie del dispositivo microfluídico comprende vidrio nativo y PDMS. Para promover la unión, propagación y proliferación celular, se requiere un recubrimiento de matriz extracelular (ECM). El bMFA incluye una red microvascular y un compartimento de tejido conectado a través de poros de 3 μm de alto y 100 μm de ancho (Figura 2). Este sistema microfluídico reproduce toda la cascada de adhesión/migración de leucocitos en un entorno 3D fisiológicamente relevante de una red microvascular completa con vasos interconectados y bifurcaciones, incluyendo circulación, marginación, balanceo, adhesión y migración de leucocitos en el compartimento tisular extravascular en un solo sistema 14,16,17,21,26.

Cabe señalar que incluso cuando el caudal en la entrada de bMFA es fijo, las condiciones de flujo en la red varían en diferentes ubicaciones y no se pueden calcular mediante una fórmula matemática simple. Se desarrolló un modelo basado en dinámica de fluidos computacional (CFD) para calcular diferentes parámetros de flujo (por ejemplo, tensión de cizallamiento, velocidad de cizallamiento, velocidad) en diferentes ubicaciones de la red. Este modelo CFD se utilizó para simular los patrones de perfusión de tinte y los parámetros de flujo en el bMFA. La validación cruzada con resultados experimentales sugirió que las resistencias de flujo a través de la red están bien predichas por el modelo computacional (Figura 3)17. Este modelo CFD se utilizó para estimar la velocidad y el perfil de la velocidad de cizallamiento en cada recipiente de bMFA (Figura 4), lo que permitió analizar los efectos del flujo de cizallamiento y la geometría en el laminado, la adhesión y la migración de leucocitos16. Los leucocitos se adhieren preferentemente cerca de bifurcaciones y en regiones de bajo cizallamiento in vivo, y estos patrones espaciales de adhesión leucocitaria se demostraron con éxito en bMFA utilizando neutrófilos (Figura 5)16. Este artículo describe el protocolo para preparar bMFA para estudiar la interacción leucocitario-endotelial en condiciones inflamatorias utilizando células endoteliales microvasculares pulmonares humanas (HLMVEC) y neutrófilos humanos. Los sistemas microfisiológicos, como el bMFA, se pueden utilizar para estudiar las interacciones de las células endoteliales con diferentes tipos de células como neutrófilos, monocitos, linfocitos y células tumorales 18,27,28,29,30. El bMFA se puede sembrar con células endoteliales primarias de diferentes órganos (por ejemplo, pulmón vs. cerebro) y diferentes especies (por ejemplo, células endoteliales humanas vs. murinas), así como líneas celulares endoteliales 21,27,31,32. El bMFA se puede utilizar para estudiar múltiples respuestas celulares, interacciones célula-célula, función de barrera, administración de fármacos y toxicidad de fármacos.

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Protocolo

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La sangre humana heparinizada se obtiene para el aislamiento de neutrófilos de donantes adultos sanos (hombres y mujeres, de entre 21 y 60 años de edad), previo consentimiento informado aprobado por la Junta de Revisión Institucional de la Universidad de Temple (Filadelfia, PA, EE.

1. Imprimación y recubrimiento del dispositivo con fibronectina humana

NOTA: El bMFA tiene dos puertos de entrada y dos puertos de salida conectados al compartimento vascular. También tiene un puerto conectado al compartimento de tejido (Figura 2).

  1. Inserte tubos (O.D. de 0.06" e I.D. de 0.02") (Tabla de Materials) en todos los puertos excepto en un puerto de entrada con fórceps de punto fino. Sujete los dos puertos de salida y el puerto del compartimento de tejido con abrazaderas de mandíbula. Asegúrese de que cada tubo tenga ~ 1 pulgada de longitud.
  2. Diluir la fibronectina humana a 100 μg/ml con PBS a partir de una solución madre de fibronectina (1 mg/ml). Cargue una jeringa de 1 ml con solución de fibronectina preparada. Conecte la jeringa a una aguja roma de 24 G y un tubo de ~ 4 pulgadas de largo.
    NOTA: Para evitar la reticulación, no mezcle/pipete en exceso la fibronectina humana. Otras matrices extracelulares (ECM) como el colágeno se pueden utilizar para diferentes tipos de células.
  3. Inserte el tubo en el puerto de entrada abierto, empuje el émbolo hasta que la fibronectina humana salga del otro puerto de entrada y, a continuación, sujete. Repita este proceso para el resto de los puertos hasta que todos los canales, el compartimento de tejido y el tubo se llenen con la solución de fibronectina humana. Retire la aguja, pero mantenga el tubo de 4 pulgadas de largo insertado y sin enganchar.
    NOTA: Asegúrese de que el tubo esté lleno de fibronectina antes de sujetarlo.
  4. Para la desgasificación, conecte el tubo sin enganchar a un tanque de nitrógeno comprimido a través de la imprimación neumática, ajuste la presión a ~ 5 psi y funcione durante ~ 15 min.
  5. Después de 15 minutos, verifique bajo el microscopio para asegurarse de que no haya burbujas de aire atrapadas en el dispositivo. Si hay burbujas de aire atrapadas en el canal o compartimento de tejido, vuelva a conectar el dispositivo a la imprimación neumática para desgasificarlo nuevamente, es decir, repita el paso 1.4.
    NOTA: El microscopio invertido se utiliza en todos los pasos que involucran la microscopía en este protocolo.
  6. Retire el dispositivo de la imprimación neumática. Incubar el dispositivo a 37 °C durante 1 h, luego enjuagar todos los canales y el compartimento de tejido con medios de cultivo HLMVEC precalentados (Tabla de materiales), similar al paso 1.3. El bMFA ya está listo para la siembra celular.
    NOTA: Antes de retirar/insertar un tubo del puerto, primero coloque una gota de agua con una pipeta alrededor de la base del tubo del puerto de entrada para evitar que el aire entre en el dispositivo.

2. Siembra de bMFA con HLMVEC

  1. Cultive HLMVEC al 60%- 80% de confluencia según el protocolo del proveedor en un matraz T-25.
  2. Aspirar medios de cultivo HLMVEC a partir de matraz de cultivo celular. Lavar dos veces con PBS.
  3. Añadir 2 ml de solución de tripsina-EDTA precalentada (37 °C) en el matraz T-25. Incubar durante 3-5 min en una incubadora (37 °C, 5% CO2) hasta que la mayoría de las células se separen del matraz.
    NOTA: El tiempo de incubación puede variar para diferentes tipos de células y concentración de tripsina-EDTA.
  4. Añadir 2 ml de solución de neutralización de tripsina (TNS, 37 °C) al matraz para neutralizar la tripsina-EDTA.
  5. Golpee suavemente el matraz para ayudar a disociar las células. Luego, transfiera la solución de suspensión celular a un tubo cónico de 15 ml.
  6. Centrifugar durante 5 min a 150 x g para granular las células endoteliales. Retire el sobrenadante y resuspenda las células en 3 ml de medios de cultivo celular. Cuente el número de células con un hemocitómetro.
  7. Centrifugar de nuevo durante 5 min a 150 x g para granular las células. Retire el sobrenadante y vuelva a suspender las células a la densidad de siembra deseada de 20 x 106/mL.
    NOTA: Dependiendo de los tipos de células y la confluencia, se pueden recolectar aproximadamente 2 x 106 células endoteliales de dos matraces T-25, y con la densidad de siembra de 20 x 106 / ml, 100 μL de la suspensión celular (2 x 106 células endoteliales), es suficiente para sembrar 5 dispositivos.
  8. Monte una jeringa de 1 ml en la bomba de jeringa programable, conecte el tubo a la aguja roma.
  9. Extraiga ~ 20 μL de la suspensión celular en el tubo, asegurándose de que la suspensión celular esté solo en el tubo, no en el barril de la jeringa.
  10. Retire la abrazadera de un puerto de salida del dispositivo. Conecte el tubo a una entrada del dispositivo. Asegúrese de que no se introduzcan burbujas de aire en el canal.
  11. Arranque la bomba con un caudal de 4-8 μL/min. Observe el dispositivo bajo un microscopio.
  12. Cuando los canales estén llenos de celdas, detenga la bomba, sujete la salida y corte el tubo de entrada.
    NOTA: Tenga cuidado de no introducir burbujas de aire en el dispositivo.
  13. Coloque el dispositivo en la incubadora durante 4 h al 5% de CO2 y 37 °C.
  14. Después de 4 h de incubación, prepare otra jeringa llena de medios de cultivo celular frescos. Monte la jeringa en una bomba de jeringa, conecte la jeringa al puerto de entrada y retire la abrazadera de un puerto de salida.
  15. Pase medios frescos a través del dispositivo durante aproximadamente 5 minutos a 4-8 μL / min para eliminar las células flotantes / no unidas.

3. Cultivo celular en flujo durante 48 h

  1. Prepare una jeringa llena de medios de cultivo celular frescos. Monte la jeringa en una bomba de jeringa, conecte la jeringa a un puerto de entrada y mantenga una salida abierta. Coloque el dispositivo en la incubadora (5% CO2, 37 °C).
  2. Programe la bomba de jeringa para el cultivo de células endoteliales bajo flujo utilizando las siguientes instrucciones mencionadas en la Tabla 1.
  3. Compruebe el bMFA bajo un microscopio después de 48 h de cultivo bajo flujo. HLMVEC debe cubrir los canales vasculares formando un lumen completo (Figura 6).
    NOTA: Es posible que se requieran otros regímenes de flujo para diferentes tipos de células.

4. Citoquinas y/o tratamiento terapéutico

NOTA: Como ejemplo, esta sección describe el uso de bMFA para estudiar el impacto del tratamiento de las células con factor de necrosis tumoral alfa (TNF-α) y un nuevo inhibidor antiinflamatorio (inhibidor del péptido delta-TAT de la proteína quinasa C, PKCδ-i)18,27,32,33,34,35,36.

  1. Prepare tres dispositivos bMFA diferentes utilizando el protocolo anterior (sección 1-3).
  2. Cargue tres jeringas de 1 ml con medios de cultivo celular, (TNF-α) (10 ng/mL), TNF-α (10 ng/mL) + PKCδ-i (5 μM), respectivamente.
    NOTA: Las citoquinas se reconstituyen en medios de cultivo celular.
  3. Conecte las tres jeringas a tres dispositivos bMFA. Tratar HLMVEC con tampón TNF-α o TNF-α + inhibidor durante 4 h a 0,1 μL/min.
    NOTA: Según los requisitos específicos del estudio, se pueden usar otras citoquinas o cócteles de citoquinas (por ejemplo, TNF-α + Interleucina 1 beta (IL1-β) + Interferón-gamma (IFN-γ)), para tratar las células endoteliales.

5. Aislamiento de neutrófilos humanos

  1. Use todos los reactivos a temperatura ambiente (RT). Los reactivos incluyen medios de aislamiento de leucocitos, 1 tampón HEPES con Ca2+/Mg2+ (Tabla 2), Dextrano al 6% en solución salina normal (NaCl al 0,9%), solución de NaCl al 3,6% y agua desionizada (DI).
  2. Pipetear 20 ml de medios de aislamiento de leucocitos en un tubo cónico de 50 ml y colocar cuidadosamente 25 ml de sangre sobre los medios de aislamiento de leucocitos. Centrífuga durante 40 min a 427 x g a RT.
    NOTA: Realice este paso lenta y cuidadosamente para evitar mezclar los medios de aislamiento de sangre y leucocitos.
  3. Aspire hasta ~ 5 ml por encima de la capa de glóbulos rojos (RBC). La capa blanca de buffy en la parte superior del RBC es predominantemente neutrófilos.
  4. Agregue el búfer HEPES para duplicar el volumen actual (volumen existente: búfer HEPES = 1:1).
  5. Agregue una cantidad de 6% de dextrano, que será el 20% del volumen final. (volumen actual/4 = volumen de Dextrano añadido al 6%).
  6. Invierta el tubo suavemente un par de veces para mezclar bien y deje que el rbc sedimente (~ 25 min).
  7. Pipetee cuidadosamente la capa superior (capa rica en neutrófilos) y transfiérala a un nuevo tubo de 50 ml, tenga cuidado de no contaminar con glóbulos rojos sedimentados.
  8. Centrifugar durante 10 min a 315 x g en RT. Retire el sobrenadante y vuelva a suspender el pellet en 8 ml de tampón HEPES.
  9. Para lisar el RBC residual, agregue 24 ml de agua DI y mezcle suavemente durante 50 s. Inmediatamente, agregue 8 ml de solución de NaCl al 3,6%, mezcle y centrifugue durante 10 min a 315 x g en RT.
  10. Retire el sobrenadante, lave el pellet celular con 15 ml de tampón HEPES y centrífuga durante 5 min a 315 x g. Vuelva a suspender el pellet en tampón HEPES.

6. Experimento de adhesión y migración de neutrófilos con bMFA

  1. Resuspend los neutrófilos humanos aislados (15 millones) en 999 μL de tampón HEPES.
  2. Añadir 1 μL de CFDA-SE (carboxifluoresceína diacetato succinimidil éster) solución madre de colorante (10 mM) a la suspensión de neutrófilos para obtener una concentración de trabajo de 10 μM de CFDA-SE e incubar durante 10 min a RT. Lavar las células dos veces con tampón HEPES centrifugando durante 5 min a 315 x g.
  3. Contar los neutrófilos utilizando un hemocitómetro y resuspend a 2 millones de neutrófilos/ml con medios de cultivo celular, TNF-α (10 ng/mL) y TNF-α (10 ng/mL) +PKCδ-i (5 μM), respectivamente; incubar durante 15 min en RT antes del inicio del experimento.
  4. Preparar una jeringa llena de 1 μM N-formil-met-leu-phe (fMLP), el quimioatrayente para el estudio, en medios de cultivo celular. Tome bMFA y abra un puerto de entrada y un puerto de salida.
    NOTA: Estas condiciones experimentales se utilizan para imitar las condiciones de sepsis que incluyen una respuesta inflamatoria sistémica con altos niveles de citoquinas / quimiocinas circulantes. Además, fMLP, un péptido derivado de bacterias Gram-negativas, se utiliza para modelar la presencia de bacterias en el pulmón (es decir, el compartimiento de tejido).
  5. Retire el tubo de puerto del compartimento de tejido e inserte el tubo fMLP. Inyecte ~ 20 μL de fMLP en el compartimiento tisular para todos los bMFA, excepto el tratado con medios de cultivo celular solos. Luego corte el tubo y sujete.
  6. Llene la jeringa con ~200 μL de la suspensión de neutrófilos y monte la jeringa en la bomba de la jeringa.
  7. Coloque el dispositivo en la etapa de microscopio invertido (Tabla de materiales).
  8. Arranque la bomba a un caudal de 1 μL/min y espere hasta que salga una pequeña gota de la suspensión de neutrófilos del tubo. Inserte el tubo en el puerto de entrada. Consulte la Figura 7 para ver la configuración.

7. Adquirir imágenes

  1. Utilice la función Escanear imagen grande en el software de análisis de imágenes del microscopio (Tabla de materiales) para obtener el mapa de adhesión en bMFA (Figura 8) 10 minutos después de comenzar el experimento. La mayoría de los neutrófilos entran en bMFA durante los primeros 10 min.
    NOTA: Mantenga la luz de fluorescencia apagada cuando no tome imágenes para reducir el fotoblanqueo.
  2. Durante la siguiente hora, tome imágenes de lapso de tiempo (1 imagen cada 5 minutos) del compartimento de tejido (Figura 8B, C) para el análisis de migración para obtener el mapa de migración.

8. Análisis de imágenes digitales

  1. Para el mapa de adhesión, cuente el número de neutrófilos adheridos en cada vaso. Para cada bifurcación, cree una región circular de interés (ROI) con un diámetro igual a dos veces el diámetro del vaso y cuente el número de neutrófilos adheridos.
  2. Utilice el conteo manual o la función automatizada de recuento de objetos para cuantificar el número de neutrófilos adheridos en cada vaso y región de bifurcación.
  3. Utilice el mapa de velocidad de cizallamiento de la red generada mediante la simulación CFD17 para determinar la velocidad de cizallamiento en cada buque. A continuación, trace el número de neutrófilos adheridos en un vaso dado contra la velocidad de cizallamiento en ese vaso para crear un mapa de velocidad de cizallamiento en bMFA como se muestra en la Figura 9A.
  4. Los neutrófilos se cuentan como migrados si han cruzado a través del endotelio hacia el compartimiento tisular. Cuente el número de neutrófilos migrados a 10 min, 15 min, 30 min y 60 min. Grafique el número de neutrófilos migrados frente al tiempo como se muestra en la Figura 9B.

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Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Después de 48 h de cultivo bajo flujo de cizallamiento en bMFA, las células endoteliales cubrieron la superficie de los canales vasculares en bMFA y se alinearon en la dirección del flujo (Figura 6). La microscopía confocal indicó que todas las superficies de los canales vasculares estaban cubiertas por células endoteliales, formando un lumen 3D completo en bMFA18.

Utilizando este protocolo, se puede adquirir un mapa de adhesión de neutrófi...

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Discusión

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El bMFA reproduce la topografía y las condiciones de flujo de las redes microvasculares in vivo y se puede utilizar para estudiar la interacción leucocito-célula endotelial y la función endotelial in vitro en condiciones fisiológicamente realistas. En la microvasculatura de ratón o humano, la geometría de las redes microvasculares es autosimilar y fractal, y el número de Reynolds << 1, lo que indica que la geometría vascular no afecta significativamente los patrones de flujo. Por lo tanto, la bFMA se pu...

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores declaran no tener conflicto de intereses.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabajo fue apoyado por los Institutos Nacionales de Salud, Número de subvención: GM114359 y GM134701 (M.F.K. y L.E.K.), 1F31AI164870-01 (J.C.L.), y la Agencia de Reducción de Amenazas de Defensa, Número de subvención: HDTRA11910012 (M.F.K. y L.E.K.).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Jeringa de 1 mLFisher Scientific14-823-30
Ensayo microfluídico biomimético (bMFA)SynVivoSMN1-C001Exclusivo en SynVivo
Aguja romaJensen GlobalJG24-0.5
Cloruro de calcioFisher ScientificC70-500
CFDA, SEThermoFisherC1157
Dextran, 250,000, Espectrode polvo químico Mfg. CorpDE-130
Ficoll-Paque PremiumGE Health Care17-5442-02 Medios de aislamiento deleucocitos
fMLP Sigma-AldrichF3506
HepesFisher ScientificAAJ1692630
fibronectina humanaFisher Scientific33-016-015uso recomendado por el proveedor ECM para diferentes células líneas
Medio de crecimiento de células endoteliales microvasculares-2 BulletKitLonzacc-3202 Medio de cultivo decélulas endoteliales microvasculares de pulmón humano (HLMVEC).
Células endoteliales microvasculares de pulmón humanoLonzacc-2527uso vedor remommado tripsina-EDTA y TNS
cloruro de magnesioFisher ScientificBP214-500
Nikon Eclipse Ti2Nikon Instruments Inc.Microscopio
NIS-elementos, 5.20.01Nikon Instruments Inc.Software de imagen
PBSFisher ScientificMT21040CV
PhD Ultra Bomba de jeringaHarvard Apparatus70-3007Bomba de jeringa
Hidróxido de potasioFisher Scientific02-003-763
TNF-alfa humano recombinanteR& D Systems210-TA
AbrazaderaSynVivo
Cloruro de sodioFisher ScientificS640-500
Synvivo Imprimación neumáticaSynVivo
Trypsin-EDTA, Solución de neutralización de tripsina (TNS)Lonzacc-5034
Tygon tubingFisher Scientific50-206-8921Tubería
deslizante

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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