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Summary

El presente protocolo describe un método para rastrear la progresión del lupus en ratones. Se presentan dos procedimientos adicionales para caracterizar la nefritis lúpica basada en la infiltración celular y la deposición de proteínas en los riñones.

Abstract

El lupus eritematoso sistémico (LES) es un trastorno autoinmune sin cura conocida y se caracteriza por una inflamación persistente en muchos órganos, incluidos los riñones. En tales circunstancias, el riñón pierde su capacidad de limpiar los desechos de la sangre y regular las concentraciones de sal y líquidos, lo que eventualmente conduce a insuficiencia renal. Las mujeres, particularmente las en edad fértil, son diagnosticadas nueve veces más a menudo que los hombres. La enfermedad renal es la principal causa de mortalidad en pacientes con LES. El presente protocolo describe un método rápido y simple para medir los niveles de proteína excretada en la orina recolectada, rastreando la progresión del lupus a lo largo del tiempo. Además, se proporciona un enfoque para aislar células mononucleares renales basado en la selección de tamaño y densidad para investigar la infiltración renal de leucocitos. Además, se ha desarrollado un método inmunohistoquímico para caracterizar la deposición de proteínas en los glomérulos y la infiltración leucocitaria en el espacio tubulointersticial. Juntos, estos métodos pueden ayudar a investigar la progresión de la inflamación crónica asociada con los riñones de ratones MRL / lpr propensos al lupus.

Introduction

La función principal del riñón es la eliminación de sustancias tóxicas a través de la orina, manteniendo la homeostasis del agua y las sales¹. Esta función está amenazada en pacientes con lupus eritematoso sistémico (LES), lo que lleva a la llamada nefritis lúpica (LN). LN es una consecuencia de que el sistema inmune ataca el riñón, lo que lleva a una inflamación renal persistente, por lo tanto, pierde su capacidad para limpiar los desechos de la sangre y regular las concentraciones de sal y líquidos. Esto eventualmente conducirá a insuficiencia renal, que puede ser fatal. Durante el proceso nefrítico, las células B circulantes, las células T y los monocitos se reclutan en el riñón, secretando quimiocinas, citoquinas y autoanticuerpos formadores de complejos inmunes. En última instancia, esto resulta en daño de las células endoteliales, lesiones membranosas, atrofia tubular renal y fibrosis².

Los ratones propensos al lupus MRL / Mp-Fas^{lpr (MRL} / lpr) son un modelo clásico de ratón que exhibe signos clínicos similares al lupus que se asemejan al LES humano³. Este modelo ha sido fundamental para comprender una de las principales causas de mortalidad en pacientes con LES, la nefritis lúpica (LN)⁴. Tanto en el LES humano como en el ratón, la LN se caracteriza por una inflamación gradual desencadenada por la deposición renal de complejos inmunes, seguida de la activación del complemento, el reclutamiento de células inflamatorias y la pérdida de la función renal⁵. El depósito del complejo inmune es el primer paso para inducir la producción de quimiocinas y citoquinas por las células renales intrínsecas, lo que expande la respuesta inflamatoria al reclutar células inmunes⁶. El protocolo actual presenta varias técnicas para seguir la progresión de la enfermedad renal que analizan la infiltración celular y la deposición de complejos inmunes.

La orina recolectada cada semana permite la detección y visualización del curso temporal de la proteinuria antes, durante y después del inicio del lupus. La proteinuria como biomarcador puede determinar la progresión biológica de la LN. Otras ventajas de esta técnica son que no es invasiva, rentable y fácil de implementar⁷. Cuando el riñón está funcionando perfectamente, el nivel de proteinuria es consistentemente bajo; sin embargo, en ratones LMR/LPR, después de las 8-9 semanas de edad, se observa un aumento gradual del nivel de proteinuria, que finalmente es lo suficientemente alto como para causar insuficiencia renal⁸. Múltiples tiras de reactivos y reactivos colorimétricos están disponibles comercialmente para monitorear el problema. Sin embargo, el ensayo de Bradford es barato y muy preciso para determinar la aparición de proteinuria y el curso de la nefritis lúpica. Este ensayo es rápido y el reactivo no se ve afectado por la presencia de disolventes, tampones, agentes reductores y agentes quelantes de metales que pueden estar en su muestra 9,10,11.

Un aspecto importante a considerar es la infiltración celular en el riñón. Estos infiltrados promueven la patogénesis al desencadenar la secreción de factores solubles como las citoquinas para empeorar la inflamación¹². Para comprender mejor qué poblaciones celulares están presentes en los infiltrados, un método útil es aislar leucocitos¹³. Aquí, la detección de la infiltración renal de las células B se utiliza como ejemplo. El procedimiento comienza con un proceso de digestión con desoxirribonucleasa (DNasa) y colagenasa, seguido de una separación de gradiente de densidad que elimina desechos, glóbulos rojos y granulocitos densos. La razón para aislar las células B (CD19+) y las células plasmáticas (CD138⁺) es que los riñones lúpicos pueden concentrar estas células¹⁴. Se sugiere que la presencia de células B en pequeños agregados en el riñón puede indicar expansión clonal y, en consecuencia, producción de inmunoglobulina (Ig). Se sabe que las células plasmáticas también están presentes en estos agregados¹⁵. Una vez que se han aislado los leucocitos, se puede utilizar la clasificación celular activada por fluorescencia (FACS) para analizar las células de interés al teñir con diferentes anticuerpos conjugados con fluorescencia.

La inmunofluorescencia es uno de los métodos de detección de inmunohistoquímica (IHC) que permite la visualización fluorescente de proteínas en muestras de tejido renal de 4 μm de espesor. Otros métodos de detección de IHQ dependen de la naturaleza de los analitos, la química de unión y otros factores¹⁶. La inmunofluorescencia es un método de identificación rápida que expone el antígeno a su anticuerpo homólogo marcado con un fluorocromo específico (o un colorante fluorescente). Cuando se excita, produce luz que un microscopio de fluorescencia puede detectar. Esta técnica puede ser utilizada para observar la deposición del complemento C3 e IgG2a¹⁷. La activación excesiva de la cascada del complemento podría estar asociada con una respuesta inmune incontrolada y pérdida de función¹⁸. La deposición inmune de autoanticuerpos anti-ADN bicatenario (anti-dsDNA) en el riñón es una preocupación importante¹⁹, donde aquellos con isotipo IgG2a se han asociado con LN²⁰. Específicamente, los anticuerpos anti-dsDNA exhiben más patogenicidad y afinidad con los materiales nucleares, formando complejos inmunes²¹. Cuando la IgG2a está presente, la cascada del complemento, incluyendo C3, se activa para eliminar los complejos inmunes²². Los marcadores C3 e IgG2a se pueden cuantificar individualmente o superpuestos para establecer su correlación.

En particular, la medición de la creatinina sérica es otra técnica confiable que se puede usar junto con hematuria microscópica y biopsias renales para diagnosticar LN²³. Sin embargo, la presencia de proteinuria es un fuerte indicador de daño glomerular. En ese sentido, el monitoreo del nivel de proteinuria durante el lupus puede detectar la aparición de la enfermedad y complementar otros métodos para diagnosticar el lupus. Además, los complejos inmunes depositados en los glomérulos pueden inducir una respuesta inflamatoria, activar el sistema del complemento y reclutar más células inflamatorias. Otro punto destacable de este protocolo es la infiltración de células B en el riñón. Esto, junto con las células T infiltradas, amplifica las respuestas inmunes locales que desencadenan el daño orgánico. Es importante destacar que la clasificación de LN no solo se basa en los cambios morfológicos glomerulares observados en microscopía, sino también en los depósitos inmunes observados con inmunofluorescencia. Por lo tanto, en este protocolo, se ofrecen métodos precisos y rentables para el análisis de la función renal en entornos de laboratorio.

Protocol

El presente protocolo está aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) en Virginia Tech. Dado que la enfermedad lúpica tiene una mayor incidencia en las hembras, solo se utilizaron ratones MRL / lpr hembra. La recolección de muestras se inició a las 4 semanas de edad y terminó a las 15 semanas. Los ratones se obtuvieron de fuentes comerciales (ver Tabla de materiales) y fueron criados y mantenidos en un ambiente específico libre de patógenos siguiendo las pautas institucionales.

1. Prueba de proteinuria

1. Recoja la orina siguiendo los pasos a continuación.
   1. Esterilice la campana rociando etanol al 70%. Coloque una lámina de plástico estéril sobre la superficie. Prepare puntas, tubos de 1,5 ml y una pipeta para recoger unos 20 μL del líquido.
      NOTA: Las puntas y los tubos deben ser estériles y sin ningún tratamiento previo.
   2. Tome la jaula y rocíe etanol al 70% antes de ponerla dentro de la capucha.
   3. Sostenga el mouse con una mano y use la otra mano para masajear suavemente el área ventral de arriba a abajo.
   4. Use un tubo o pipeta de 1.5 ml para recolectar la orina directamente, o si la muestra cae, recójala de la lámina de plástico. Use guantes, sábanas y puntas nuevas para cada muestra.
      NOTA: Si esto no funciona, use un vaso de precipitados estéril para aislar al ratón, luego recoja la orina del vaso de precipitados después de que el ratón orine.
   5. Vuelva a colocar el ratón en la jaula. Saque otro ratón y repita los pasos 1.1.3-1.1.4.
      NOTA: Siempre limpie la lámina de plástico y el vaso de precipitados con etanol al 70% después de recolectar la muestra para cada ratón. Se necesitan al menos cinco ratones por grupo para la significación estadística. Las muestras de orina pueden almacenarse a -80 °C hasta su uso durante un máximo de 12 meses.
2. Cuantificar las proteínas por el método de Bradford²⁴.
   1. Permita que las muestras de orina, la albúmina estándar y el reactivo Bradford alcancen la temperatura ambiente (RT) manteniéndolas fuera del congelador durante 10-20 minutos.
      NOTA: El reactivo Bradford y el estándar de albúmina se incluyen en un kit disponible comercialmente (consulte la Tabla de materiales). La concentración inicial del estándar de albúmina es de 2 mg/ml. Las diluciones seriadas (1:2 seis veces) deben hacerse con agua.
   2. Agregue el reactivo Bradford a una placa de 96 pocillos (200 μL/pocillo), sin diluir.
   3. Pipetear 5 μL de muestra de orina sin diluir por pocillo y usar la punta para pipetear hacia arriba y hacia abajo varias veces para mezclar correctamente.
   4. Agregue estándares (400, 200, 100, 50, 25, 12.5 mg / dL) por duplicado. Deje un par de pozos como espacios en blanco.
      NOTA: La adición de muestras y estándares debe hacerse rápidamente.
   5. Déjelo reposar durante 5-10 minutos en RT.
   6. Lea la placa a 595 nm en un lector de placas según el protocolo del fabricante (consulte la Tabla de materiales).

2. Aislamiento de las células renales

1. Eutanasia al ratón con_CO2 (caudal: 30%-70% volumen/min, para lograr la inconsciencia o la muerte) en una cámara seguida de luxación cervical. Proceda con la disección para recolectar ambos riñones. Coloque un riñón y medio en un medio C10 helado. Poner la otra mitad del riñón en OCT (paso 3.1.1).
   NOTA: C10 está hecho con RPMI 1640 suplementado con 10% de suero bovino fetal, 1 mM de piruvato de sodio, 1% de 100x aminoácidos no esenciales MEM, 10 mM de HEPES, 55 μM de 2-mercaptoetanol y 100 U/mL de penicilina-estreptomicina (ver Tabla de materiales).
2. Cortar los riñones en tamaño de grano (1-2 mm³ piezas) y digerir en 5 mL de tampón de digestión que contenga 1 mg/mL de colagenasa y 0,2 mg/ml de DNasa I (ver Tabla de materiales) en medio RPMI 1640 que contiene 10 mmol/L de HEPES durante 1 h con agitación suave continua a 37 °C.
   NOTA: Agregue 1 ml de tampón de digestión en un tubo estéril de 2 ml y use tijeras estériles para cortar el riñón.
3. Añadir 10 ml de 1x PBS helado que contenga 10 mM de ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) e incubar durante 10 min en hielo. Luego vortex la suspensión dos veces.
4. Filtrar la suspensión celular a través de un colador de 100 μM y lavar con 10 ml de HBSS-full.
   NOTA: HBSS-full contiene 5 mM de EDTA, 0.1% BSA y 10 mM de HEPES.
5. Centrífuga a 350 x g durante 10 min a RT.
6. Prepare una solución de percoll isotónico (SIP) al 30%, 37% y 70%.
   NOTA: Mezcle 1 parte de volumen de 10x PBS y 9 partes de volumen de Percoll para preparar SIP (ver Tabla de materiales); use HBSS-full para diluir SIP al 30%, 37% y 70% SIP.
7. Resuspender las células en 5 mL de 30% SIP y cargar 37% de 5 mL (arriba) y 70% de 5 mL (abajo), haciendo gradiente SIP, lentamente con una pipeta paster.
8. Centrífuga con Up9 down0 (o freno 0) a 1000 x g durante 30 min a RT.
9. Recoger leucocitos de la interfaz 37%-70% y resuspenderlos en 5 mL de C10.
10. Centrifugar a 350 x g durante 10 min a 4 °C.
11. Resuspender el pellet celular en 3 ml de tampón FACS. Las células están listas para la tinción del FACS.
    NOTA: El tampón FACS contiene 1x PBS y 0,1% de albúmina sérica bovina (BSA).
12. Centrifugar a 350 x g durante 5 min a 4 °C y desechar el sobrenadante (SN), dejando unos 50 μL.
    NOTA: Para eliminar el sobrenadante, vierta o pipete cuidadosamente la solución lejos del sólido o use un vacío semiautomático para aspirar el sobrenadante.
13. Agregue 50 μL de bloque FcR (consulte la Tabla de materiales) por tubo (prediluido 1/50 en 1x PBS); Mezclar e incubar en hielo en la oscuridad durante 10 minutos.
14. Añadir 2 ml de tampón FACS para lavar.
15. Centrifugar a 350 x g durante 5 min a 4 °C y desechar SN, dejando unos 50 μL.
16. Agregue 20 μL del colorante fluorescente apropiado (diluya 1/100 con 1x PBS, consulte la Tabla de materiales) y déjelo reposar durante 15-30 minutos en hielo.
17. Agregue 50 μL de mezcla de anticuerpos 15 por tubo: CD138-BV711 (1/200 en 1x PBS) y CD45-AF700 (1/200 en^1x PBS) (ver Tabla de materiales).
18. Incubar en hielo en la oscuridad durante 15-30 minutos y añadir 3 ml de tampón FACS.
19. Centrifugar a 350 x g durante 5 min a 4 °C y aspirar SN, dejando unos 50 μL. Resuspender en 200 μL de 1x PBS. Esto ahora está listo para ser analizado por citometría de flujo.

3. Tinción inmunofluorescente

1. Realice la recolección de muestras.
   1. Incruste el medio riñón en el criomold plástico pequeño con el compuesto de temperatura óptima de corte (OCT) (consulte la Tabla de materiales).
   2. Agregue hielo seco en una caja de espuma de poliestireno (consulte la Tabla de materiales) y coloque cuidadosamente el criomold sobre el hielo seco. Asegúrese de que los criomoldes estén colocados planos.
      NOTA: El compuesto OCT tarda 3-4 minutos en solidificarse y volverse blanco.
   3. Saque el criomold y envuélvalo en papel de aluminio. Almacénelo a -80 °C hasta su uso posterior.
      NOTA: Esto se puede almacenar a -80 ° C durante al menos 1 año.
2. Realizar seccionamiento y fijación de la muestra.
   1. Cortar las muestras en secciones de 4 μm, esperar al menos 2-3 h para que se sequen y luego fijar con acetona fría (a 4 °C) durante 10 min.
      NOTA: Tenga cuidado al usar acetona, que requiere una campana química especializada.
   2. Después de fijar los portaobjetos, secar al aire durante 0,5-1 h y almacenarlos durante un corto período de tiempo a -20 °C, o durante mucho tiempo a -80 °C.
3. Manchar las muestras.
   1. Vuelva a fijar los portaobjetos en acetona fría durante 5-10 min.
   2. Deje que las secciones se calienten a RT. Use un bolígrafo PAP (consulte Tabla de materiales) alrededor de la sección y deje que se seque.
      NOTA: El esmalte de uñas también se puede usar. Este paso evita que la dilución de anticuerpos flote por todo el portaobjetos.
   3. Coloque los portaobjetos en 1x solución salina tamponada con Tris (TBS) en el frasco de Coplin (consulte la Tabla de materiales) durante 20 minutos, coloque el frasco en la coctelera y agite suavemente.
   4. Vierta 1x TBS y llene el frasco con 1x TBS, 5% BSA y 0.1% Tween 20. Incubar durante 20 minutos en la coctelera, agitar suavemente.
   5. Saque los portaobjetos y seque la parte inferior de los portaobjetos. Si es necesario, seleve los portaobjetos en seco. Agregue 100 μL de anticuerpos conjugados²⁵ C3-FITC (1/100) e IgG2a-PE (1/100) a la sección (ver Tabla de materiales). Incubar a RT en una cámara humidificada durante 1 h.
   6. Lave la sección 3 veces en 1x TBS, 5% BSA y 0.1% Tween 20 durante 10 min en la coctelera.
   7. Seque las guías y monte la sección con un reactivo antidecolorante (consulte la Tabla de materiales) y luego un cubreobjetos.
   8. Guarde los portaobjetos a 4 °C hasta que los vea bajo el microscopio (por ejemplo, microscopio confocal o microscopio de sistema de imágenes). Cuantifique imágenes usando software y reste señales de fondo al comparar la intensidad de fluorescencia entre regiones.
   9. Para el análisis de imágenes utilizando el software ImageJ (consulte Tabla de materiales), describa la región deseada.
   10. Establezca parámetros estándar haciendo clic en Analizar, luego Establecer medidas y Área de medida para obtener los resultados.
   11. Transfiera los datos obtenidos de las ventanas de medida a una hoja de cálculo.
       NOTA: Se puede seleccionar un área pequeña de la imagen como fondo; No debería tener fluorescencia.
   12. Una vez hecho esto, haga clic en Analizar para medir la región y transferir los datos nuevamente a la hoja de cálculo anterior.
   13. Repita los pasos 3.3.11-3.3.12 para varias regiones.
   14. Calcule la fluorescencia media como fluorescencia celular corregida (CCF) = densidad integrada – (región celular seleccionada x fluorescencia media de fondo).
   15. Calcule para cada región y analice los datos utilizando el software de gráficos y estadísticas (consulte la Tabla de materiales).

Representative Results

Discussion

La LN es una de las principales causas de mortalidad en pacientes con LES, y los factores que agravan la enfermedad siguen sin estar claros. La aplicación de este protocolo consiste en caracterizar la función renal utilizando múltiples métodos, incluida la medición de proteinuria, el análisis FACS de leucocitos renales aislados y la tinción por inmunofluorescencia de secciones renales congeladas.

Un punto importante a considerar al recolectar orina es que uno tiene que ser consistente con la hora del día y la ubicación de la recolección de orina. Los ratones son animales nocturnos, por lo que las muestras más precisas se recogen al final de la tarde antes de que los ratones comiencen a estar activos. Otra razón para elegir este momento es que los ratones MRL / lpr tienden a beber mucha agua por la noche, lo que lleva a la orina diluida. Por lo tanto, la recolección en el momento equivocado puede aumentar la concentración de la orina y / o las variabilidades de volumen. También es importante recolectar tanta orina como sea posible para obtener resultados precisos.

El ensayo de Bradford nos da una estimación de cuánta proteína está presente. No es específico para ninguna proteína marcador de LES, pero lo suficientemente bueno como para dar una idea de la progresión de la enfermedad²⁶. Además, este método es rentable en comparación con otros. En particular, el ensayo de Bradford es sensible al tiempo; por lo tanto, debe completarse en media hora. Las muestras tienden a tener valores aumentados o altos resultados falsos si uno espera demasiado. Otro beneficio en comparación con las tiras reactivas comerciales para el análisis de orina es que da números precisos en lugar de un rango dentro de la muestra de orina. Las tiras de puntuación pueden dar resultados ambiguos, particularmente en el rango más alto ^9,10,24.

Para el aislamiento de los leucocitos renales, el primer paso clave es realizar la disección lo más rápido posible. La viabilidad de las células renales afecta en gran medida el éxito del análisis posterior del FACS. Cuando se procesan los riñones, cada paso es sensible al tiempo y la temperatura. Cabe señalar que las concentraciones y la temperatura de la DNasa I y la colagenasa son importantes para la máxima eficiencia, ya que eliminan el ADN y permiten la desintegración del órgano, respectivamente²⁷. El segundo paso clave es aislar las células, divididas en dos procesos importantes. El primero es usar el colador que permite la eliminación de restos de tejido; el segundo proceso que involucra a Percoll es el paso más crucial y requiere concentración y paciencia. Al hacer el gradiente de densidad con Percoll, es importante mantener interfaces claras entre las diferentes concentraciones de SIP. Se recomienda utilizar una pipeta Pasteur ya que el flujo y la presión se pueden controlar manualmente. Las fases adicionales se pueden construir mejor con la dispensación lenta de la solución SIP o incluso gota a gota. Una vez que se establecen las fases, el tubo debe manipularse con cuidado; De lo contrario, las fases se mezclarán inmediatamente y las muestras se perderán, ya que es imposible separar las fases nuevamente. Además, es importante centrifugar el tubo sin interrupción porque la rotura podría ser demasiado agresiva, lo que lleva a la pérdida de fases separadas. Los leucocitos se recuperan de la interfase entre 30% y 37% SIP. Analizamos una población celular en este ejemplo, células plasmáticas (CD45+ y CD138⁺). Sin embargo, esta técnica no se limita a las células B; Puede ser utilizado para otros tipos celulares y tinción intracelular²⁸.

El tercer método es una herramienta poderosa para visualizar localizaciones intracelulares de deposiciones de proteínas dadas. Una vez que los tejidos se fijan con acetona, es importante realizar un lavado adecuado, por lo que los anticuerpos solo se adhieren al objetivo. A continuación, el bloqueo con BSA reduce la unión no específica y los falsos positivos. Por lo general, se recomienda la inmunofluorescencia directa, ya que es más rápida que la inmunofluorescencia indirecta con un anticuerpo secundario, lo que lleva mucho tiempo, especialmente teniendo en cuenta los pasos adicionales de lavado e incubación. Sin embargo, la inmunofluorescencia directa restringe la flexibilidad de la selección de anticuerpos en comparación con la inmunofluorescencia indirecta²⁹. Por lo tanto, ambos pueden ser métodos valiosos dependiendo del propósito. Además, debe mencionarse que los factores de dilución son clave durante la tinción para IHC. Si la dilución no está bien hecha, se mostrará un aumento del fondo (dilución de anticuerpos insuficiente) o una tinción débil (demasiada dilatación) en las imágenes de microscopía. Es importante comenzar con diluciones seriadas del anticuerpo para optimizar la concentración de anticuerpos para una mejor relación objetivo-fondo. Otro paso a considerar es la cantidad de tiempo de incubación con los anticuerpos. Cuanto más tiempo esté el anticuerpo en contacto con la muestra, más unión inespecífica se puede crear.

Las limitaciones de los métodos actuales son las siguientes. Ciertos parámetros clínicos para LN, como la relación albúmina/creatinina, no se pueden revelar utilizando estos métodos. Además, algunas muestras pueden tener poca solubilidad ácida que conduce a una lectura de alta concentración por encima de la curva estándar. Esto requiere diluciones adicionales de muestras o la adición de tensioactivos para precipitar el colorante³⁰. Además, este protocolo puede no ser adecuado si se necesitan muchas células después del aislamiento de leucocitos renales. El protocolo actual de aislamiento de células renales implica varios pasos de lavado, digestión y pasos de aislamiento para maximizar la eliminación de otras células, por lo que aunque la pureza celular es alta al final, el número de células suele ser bajo. Además, es un procedimiento largo, por lo que la viabilidad celular puede verse comprometida. Otros ensayos listos para usar son más adecuados para uso clínico; Sin embargo, los métodos actuales pueden proporcionar resultados precisos con un presupuesto menor para los laboratorios de investigación.

En resumen, en este protocolo se presentan tres técnicas diferentes eficientes y precisas para caracterizar la progresión de la LN. Combinando el método de Bradford para el nivel de proteinuria, el análisis FACS para la infiltración renal de los leucocitos y el análisis IHQ para el depósito renal de IgG2a y C3, se establece con éxito una imagen clara de la disfunción renal en ratones MRL / lpr hembra como modelo de LN humana.

Materials

10x Tris-Buffered Saline (TBS)	Thermo Fisher Scientific	J60764.K2
2-mercaptoethanol	Thermo Fisher Scientific	21985-023
Anti-Human/Mouse C3	Cedarlane	CL7632F
Anti-Mouse CD138 BV711	Biolegend	142519
Anti-Mouse CD45 AF700	Biolegend	103127
Bovine Serum Albumin	Sigma-Aldrich	A9418-100G
Collagenase D	Sigma-Aldrich	11088882001
Confocal Microscope LSM 880	Zeiss	LSM 880
Coplin jar	Fisher Scientific	50-212-281
Cryomold	Fisher Scientific	NC9511236
Density gradient medium	GE Healthcare	17-1440-02	Percoll
DEPC-Treated water	Thermo Fisher Scientific	AM9906
DNase I	Sigma-Aldrich	D4527
dsDNA-EC	InvivoGen	tlrl-ecdna
Ethylenediaminetetraacetic Acid	Fisher Scientific	S311-500	EDTA
EVOS M5000 Microscope imaging system	Thermo Fisher Scientific	AMF5000
FACS Fusion Cell sorter	BD Biosciences	FACS Fusion
Fetal Bovine Serum – Premium, Heat Inactivated	R&D systems	S11150H
Fisherbrand 96-Well Polystyrene Plates	Fisher Scientific	12-565-501
Graphpad prism	GraphPad	N/A
Hank’s Balanced Salt Solution	Thermo Fisher Scientific	14175-079
HEPES	Thermo Fisher Scientific	15630-080
ImageJ software	National Institutes of Health	N/A
Lactobacillus reuteri Kandler et al.	ATCC	23272
MEM non-essential amino acids	Thermo Fisher Scientific	11140-050
MRL/MpJ-Fas lpr /J Mice (MRL/lpr)	Jackson Lab	485
Nail enamel	N/A	N/A	Any conventional store
O.C.T compound	Tisse-Tek	4583
PAP pen	Sigma-Aldrich	Z377821
Peel-A-Way Disposable Embedding Molds	Polysciences	R-30
Penicillin-Streptomycin	Thermo Fisher Scientific	15140-122
Phosphate-buffered saline (PBS)	Thermo Fisher Scientific	70011069
Pierce 20x TBS Buffer	Thermo Fisher Scientific	28358
Pierce Coomassie Plus (Bradford) Assay kit	Thermo Fisher Scientific	23236	Albumin standard included
ProLon Gold Antifade Mountant	ThermoFisher	P36934
Purified Rat Anti-Mouse CD16/CD32	BD Biosciences	553141	FcR block
RPMI 1640	Thermo Fisher Scientific	11875-093
Sodium pyruvate	Thermo Fisher Scientific	11360-070
SpectraMax M5	Molecular Devices	N/A	SoftMax Pro 6.1 software
Sterile cell Strainers 100 µM	Fisher Scientific	22363549
Tween 20	Fisher Scientific	BP337-500
Vancomycin Hydrochloride	Goldbio	V-200-1
Zombie Aqua	Biolegend	423102	fluorescent dye for flow cytometry analysis