Method Article

Simulación de temperatura en un experimento de incubación de suelo

DOI:

10.3791/64081

⸱

October 28th, 2022

 ,  ,  ,  , 
1Department of Agricultural and Environmental Sciences, Tennessee State University, 2Department of Plant Biology and Microbiology, University of Oklahoma, Norman

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los experimentos de calentamiento del suelo de laboratorio generalmente emplean dos o más temperaturas constantes en múltiples cámaras. Al presentar una cámara ambiental sofisticada, proporcionamos un método preciso de control de temperatura para imitar la magnitud y amplitud de la temperatura del suelo in situ y mejorar el diseño experimental de los estudios de incubación del suelo.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El estudio del impacto del calentamiento en los suelos requiere una representación realista y precisa de la temperatura. En estudios de incubación de laboratorio, un método ampliamente adoptado ha sido hacer temperaturas constantes en múltiples cámaras, y mediante comparaciones de las respuestas del suelo entre cámaras de baja y alta temperatura, para derivar el impacto del calentamiento en los cambios del suelo. Sin embargo, este método comúnmente utilizado no logró imitar tanto la magnitud como la amplitud de las temperaturas reales observadas en condiciones de campo, lo que podría socavar la validez de tales estudios. Con cámaras ambientales sofisticadas cada vez más disponibles, es imperativo examinar métodos alternativos de control de temperatura para la investigación de incubación del suelo. Este protocolo introducirá una cámara ambiental de última generación y demostrará métodos convencionales y nuevos de control de temperatura para mejorar el diseño experimental de la incubación del suelo. El protocolo comprende principalmente cuatro pasos: monitoreo y programación de temperatura, recolección de suelo, incubación de laboratorio y comparación del efecto de calentamiento. Se presentará un ejemplo para demostrar diferentes métodos de control de temperatura y los escenarios de calentamiento contrastantes resultantes; es decir, un diseño de temperatura constante denominado calentamiento gradual (SW) y un diseño de temperatura simulado in situ como calentamiento gradual (GW), así como sus efectos sobre la respiración del suelo, la biomasa microbiana y las actividades enzimáticas extracelulares. Además, presentamos una estrategia para diversificar los escenarios de cambio de temperatura para satisfacer las necesidades específicas de investigación del cambio climático (por ejemplo, calor extremo). El protocolo de control de temperatura y los escenarios de cambio de temperatura bien adaptados y diversificados recomendados ayudarán a los investigadores a establecer experimentos de incubación de suelo confiables y realistas en el laboratorio.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Se espera que la temperatura global de la superficie aumente este siglo en 1.8-6.4 °C 1,2. El calentamiento global puede aumentar el flujo deCO2 del suelo a la atmósfera, lo que resulta en una retroalimentación positiva con el calentamiento 3,4,5,6. Debido a que las comunidades microbianas desempeñan un papel fundamental en la regulación de las respuestas respiratorias del suelo al calentamiento7,8, los cambios en la respiración microbiana y los mecanismos microbianos subyacentes con el calentamiento han sido un foco de investigación. Aunque los experimentos de calentamiento del suelo desplegados en la condición de campo, a través de un cable calefactor9 y una cámara superior abierta10, fueron ventajosos para capturar características naturales del suelo como la temperatura11, su alto costo de instalación y mantenimiento ha limitado su aplicación. Alternativamente, los experimentos de incubación de suelo sujetos a diferentes temperaturas son una opción favorable. La principal ventaja de la incubación del suelo en un laboratorio es que las condiciones ambientales bien controladas (por ejemplo, la temperatura) son capaces de separar el efecto de un factor de otros factores de confusión en un entorno experimental de campo12,13. A pesar de las diferencias entre la cámara de crecimiento y los experimentos de campo (por ejemplo, el crecimiento de las plantas), la traducción de los resultados de laboratorio al campo está fácilmente disponible14. La incubación de muestras de suelo en un entorno de laboratorio podría ayudar a mejorar nuestra comprensión mecanicista de la respuesta del suelo al calentamiento15.

Nuestra revisión de la literatura identificó varios métodos de control de temperatura y, en consecuencia, distintos modos de cambio de temperatura en estudios anteriores de incubación del suelo (Tabla 1). Primero, los instrumentos utilizados para controlar la temperatura son principalmente a través de una incubadora, cámara de crecimiento, baño de agua y, en un caso raro, cable calefactor. Dados estos instrumentos, se han generado tres patrones típicos de cambio de temperatura (Figura 1). Estos incluyen el modo más implementado, temperatura constante (CT), cambio lineal (LC) con una tasa de cambio de temperatura constante no nula y cambio no lineal (NC) presentado con un tipo de temperatura diurna. Para un caso de patrón de TC, la temperatura puede variar en magnitud con el tiempo, aunque la temperatura constante permanece durante un cierto período de tiempo durante la incubación (Figura 1B). Para la CL, la tasa de cambio de temperatura podría variar en diferentes estudios a más de dos órdenes de magnitud (p. ej., 0,1 °C/día vs. 3,3 °C/h; Cuadro 1); Para los casos NC, la mayoría se basó en la capacidad intrínseca de los instrumentos utilizados, lo que condujo a varios modos. A pesar de que se reclamó un tipo de cambio de temperatura diurna a través de un cable calefactor o incubadora16,17; Sin embargo, las temperaturas de la cámara en estos experimentos no fueron validadas. Otros resultados importantes de la revisión en la Tabla 1 incluyen el rango de temperatura de incubación de 0-40 °C, con la mayoría entre 5-25 °C; La duración de los experimentos varió de unas pocas horas (<1 día) a casi 2 años (~725 días). Además, los suelos sometidos a incubaciones se recolectaron de ecosistemas forestales, pastizales y tierras de cultivo, con horizonte mineral dominante, horizonte orgánico e incluso suelo contaminado, ubicados principalmente en los Estados Unidos, China y Europa (Tabla 1).

Dados los tres modos principales de cambio de temperatura, varios escenarios de calentamiento distintos logrados en los estudios anteriores se resumieron en la Tabla 2. Incluyen calentamiento escalonado (SW), SW con magnitud variable (SWv), calentamiento gradual lineal (GWl), calentamiento gradual no lineal (GWn) y calentamiento gradual diurno (GWd).

En resumen, las incubaciones de suelo pasadas generalmente capturaron la temperatura promedio del aire o del suelo en un sitio. En muchos casos, como se muestra en la Tabla 1, las incubadoras o cámaras se programaron manualmente a una temperatura fija, pero no pudieron ajustar automáticamente la temperatura según lo deseado, careciendo de la capacidad de controlar el modo y la velocidad del cambio de temperatura con el tiempo (Ec. 1), lo que dificulta imitar la temperatura diurna del suelo local. Por otro lado, aunque se intentó en dos experimentos16,17, no identificamos estudios que imitaran explícitamente el calentamiento gradual diurno (GWd) en sus experimentos de incubación (Tabla 1). Según la revisión de la literatura, el principal obstáculo radica en el diseño experimental deficiente, particularmente la falta de un instrumento sofisticado que permita la implementación y validación de escenarios de calentamiento diurno u otros escenarios de calentamiento gradual.

figure-introduction-1(Ec. 1)

Donde ΔT es la cantidad de cambio de temperatura, m es el modo de cambio de temperatura, r es la tasa de cambio de temperatura y t es la duración del cambio.

Para mejorar el rigor experimental en la incubación del suelo, en este estudio se presenta un método de control de temperatura preciso y sofisticado. Al adoptar una cámara ambiental de última generación, cada vez más disponible y económicamente viable, el nuevo diseño no solo permitirá la simulación precisa de la temperatura del suelo in situ (por ejemplo, patrón diurno), sino que también, al tener en cuenta posibles cambios extremos de temperatura, proporcionará una forma confiable de minimizar los artefactos de sesgo instrumental. El diseño actual de incubación del suelo debe ayudar a los investigadores a identificar estrategias óptimas que satisfagan sus necesidades de incubación e investigación. El objetivo general de este método es presentar a los biogeoquímicos del suelo un enfoque altamente operativo para reformar el diseño de incubación del suelo.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Monitoreo y programación de temperatura

  1. Identificar una zona de muestreo dentro de una parcela de investigación. Instale una o varias sondas automáticas de temperatura en suelos a 10 cm de profundidad. Conecte la estación meteorológica a una computadora a través del cable de transmisión de datos y abra el software en la computadora.
  2. Haga clic en el botón de la barra de herramientas Inicio/Propiedades para configurar el registrador para los sensores externos que se utilizan.
  3. En la pantalla Propiedades , establezca el nombre del registrador/estación (es decir, Soil incubation exp.) y el intervalo de recopilación de datos (es decir, 60 min). Luego, en la pantalla Propiedades , haga clic en Habilitado en los puertos del sensor externo que se están utilizando y seleccione el sensor/unidad en el botón desplegable para cada puerto del sensor (es decir, Puerto A; "Habilitado": Temperatura °C). Finalmente, haga clic en Aceptar para guardar la configuración.
  4. Supervise la lectura de las sondas semanalmente para evitar un mal funcionamiento y descargue el conjunto de datos una vez al mes. Obtenga un registro completo de varios meses que cubra la temporada de crecimiento (es decir, de abril a septiembre).
  5. Realizar análisis de datos de los registros de temperatura. Obtenga la temperatura media por hora de la temporada de crecimiento promediando todas las observaciones.
    1. Obtenga la temperatura media de cada hora diariamente promediando temperaturas de la misma hora durante todos los días durante la temporada de crecimiento.
  6. En la cámara sofisticada, inicie el software y haga clic en el botón Perfil en la pantalla del menú principal para crear un nuevo archivo. En la línea de entrada del nombre de archivo, escriba "SW bajo". Al hacer clic en la opción Cambio instantáneo , ingrese 15.9 ° C como temperatura inicial como se obtuvo en el paso 1.5, e ingrese 2 en la fila Minutos para mantener la temperatura durante 2 minutos y haga clic en el botón Listo . Luego, en la opción Tiempo de rampa , ingrese 15.9 ° C como punto de ajuste objetivo y en la fila Horas ingrese 850 h para mantener la temperatura. En primer lugar, haga clic en el botón Listo .
    1. Repita el paso anterior en la segunda cámara agregando 5 °C a cada nodo de temperatura y cree un nuevo nombre de archivo "SW high".
    2. Repita el paso 1.4 en la tercera cámara añadiendo 23 pasos adicionales correspondientes a las 23 temperaturas horarias observadas del suelo obtenidas en el paso 1.5.1. En el último paso, llamado JUMP, establece 42 bucles repetidos (Jump Count 42). Esto lleva al escenario de calentamiento gradual o GW bajo.
    3. Repita el paso anterior en la cuarta cámara con 5 °C añadidos a cada nodo de temperatura. Esto permitirá una simulación de temperaturas variables durante 42 días a un nivel de temperatura más alto (es decir, GW alto).
  7. Realizar una ejecución preliminar durante 24 h y emitir las temperaturas registradas por las cuatro cámaras. Trazar las temperaturas registradas por las cámaras contra las programadas (Figura 2A-D).
    1. Si las temperaturas alcanzadas en la cámara coinciden con las temperaturas programadas por una diferencia de temperatura <0,1 °C durante las 24 h (Figura 2A,B,E,F), las cámaras son adecuadas para el experimento de incubación del suelo.
    2. Si los criterios no se cumplieron en cualquiera de estas cámaras, repita otra prueba de 24 h o busque una nueva cámara.

2. Recolección y homogeneización del suelo

  1. Cerca del área de la sonda de temperatura, recoja cinco muestras de suelo a una profundidad de 0-20 cm y colóquelas en una bolsa de plástico después de quitar la capa de basura superficial.
  2. Mezcle bien la muestra retorciéndolo, presionando y mezclando los materiales en la bolsa hasta que no se vea ninguna muestra de suelo individual.
  3. Guarde las muestras en una hielera llena de bolsas de hielo y transporte las muestras al laboratorio inmediatamente.
  4. Retire las raíces en cada núcleo, tamizarlo a través de un tamiz de tierra de 2 mm, y mezclar y homogeneizar bien la muestra antes del siguiente análisis.

3. Incubación de laboratorio

  1. Antes de la incubación, pesar 10,0 g de tierra fresca, séquela al horno durante 24 h a 105 °C y pese la tierra seca. Derive la diferencia entre muestras de suelo fresco y seco y calcule la relación de diferencia sobre el peso del suelo seco para determinar el contenido de humedad del suelo en una hoja de cálculo.
  2. Utilice el contenido de humedad derivado para calcular el carbono de la biomasa microbiana del suelo (MBC), la actividad enzimática extracelular (EEA) y la respiración heterótrofa del suelo como se describe en los siguientes pasos. Estos datos ayudarán a comprender los efectos del tratamiento en la respiración del suelo y los mecanismos microbianos subyacentes.
  3. Antes de la incubación, pesar la submuestra de suelo húmedo de campo (10 g) y cuantificar el MBC del suelo mediante la fumigación con cloroformo-K2SO4 y los métodos de digestión de persulfato de potasio18.
  4. Antes de la incubación, pesar la submuestra de suelo húmedo de campo (1,0 g) y medir el suelo hidrolítico y oxidativoEEE 19.
  5. Pesar 16 submuestras de suelo húmedo de campo (equivalente a 15,0 g de peso seco) en 16 núcleos de cloruro de polivinilo (PVC) (5 cm de diámetro, 7,5 cm de alto) sellados con papel de fibra de vidrio en la parte inferior.
  6. Coloque los núcleos de PVC en frascos Mason (~ 1 L) forrados con una cama de cuentas de vidrio para asegurarse de que los núcleos no absorban la humedad.
  7. Coloque cuatro frascos en cada una de las cuatro cámaras como se describe en el paso 1.4. Encienda las cámaras e inicie el programa simultáneamente en cuatro cámaras.
  8. Durante la incubación, a las 2 h, días 1, 2, 7, 14, 21, 28, 35 y 42, tome todos los frascos en cada una de las cuatro cámaras y use un analizador portátil de gas CO2 para medir la tasa de respiración del suelo (Rs) colocando el collar del analizador en la parte superior de cada frasco.
  9. Recoja destructivamente todos los frascos al final de la incubación (es decir, el día 42) y cuantifique la CMM del suelo como se describe en el paso 3.3.
  10. Recolectar destructivamente todos los frascos al final de la incubación (es decir, el día 42) y cuantificar la actividad enzimática del suelo como se describe en el paso 3.4.

4. Comparación del efecto de calentamiento

  1. Suponiendo una tasa de respiración constante (Rs) entre dos colecciones consecutivas, use la tasa de respiración multiplicada por la duración para derivar la respiración acumulada (Rc).
  2. Realizar un análisis de varianza de medidasrepetidas de tres vías (ANOVA) para probar los efectos principales e interactivos del tiempo, la temperatura (calentamiento) y el modo de temperatura (escenario de calentamiento) en R s y Rc. Además, realice un ANOVA bidireccional para probar el calentamiento y los efectos del escenario de calentamiento en MBC y EEA.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las cámaras seleccionadas de última generación replicaron la temperatura objetivo con alta precisión (Figura 2A, B, E, F) y cumplieron con los requisitos técnicos del experimento de incubación. Dado el fácil uso y operación, esto significó la técnica para mejorar la simulación de temperatura en estudios de calentamiento del suelo y en otras aplicaciones como estudios de plantas. El procedimiento se ha empleado en nuestro reciente estudio de caso basado en una tierra de cultivo de pasto varilla en el centro de Tennessee.

Los resultados de la investigación mostraron que, en relación con el tratamiento de control, el calentamiento condujo a pérdidas respiratorias significativamente mayores (Rs y R c) en ambos escenarios de calentamiento (SW y GW), y GW duplicó la pérdida respiratoria inducida por el calentamiento (Rc) en relación con SW, 81% vs. 40% (Figura 3). En el día 42, MBC y EEA también fueron significativamente diferentes entre SW y GW, de modo que MBC fue mayor en SW que en GW (69% vs. 38%; Figura 4) y las glicosidasas y la peroxidasa (p. ej., AG, BG, BX, CBH, NAG, AP, LAP) fueron significativamente mayores en GW que en los escenarios SW (Figura 5).

figure-results-1
Figura 1: La ilustración del modo de cambio de temperatura en un experimento de calentamiento del suelo como se conceptualiza a partir de la Tabla 1. (A) Temperatura constante (TC) adoptada por la mayoría de los estudios. (B) Temperatura constante con magnitud variable (CTv). (C,D) Cambio lineal (LC) con tasas positivas y negativas. (E,F) Cambio no lineal (NC) con patrón irregular y patrón diurno. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-2
Figura 2: Temperatura dirigida a través de la programación y la temperatura de la cámara durante un período de prueba de 24 horas. (A,B) Temperatura objetivo (línea gris) y registros de temperatura de la cámara (línea discontinua) bajo control y tratamientos de calentamiento escalonado (SW); (C,D) Temperatura objetivo (línea gris) y registros de temperatura de la cámara (línea discontinua) bajo control y tratamientos de calentamiento gradual (GW); (E, F) La diferencia de temperatura derivada para los registros en los paneles C y D. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 3: Tasa media (± SE) acumulada de respiración del suelo (Rc, μg CO2-C·g suelo-1) bajo control (hueco) y calentamiento (oscuro) tratamientos en SW y GW en un experimento de incubación desuelo de 42 días. Los recuadros muestran las tasas de respiración del suelo (R s, μg CO2-C·h-1·g suelo-1) aplicadas para estimar la respiración acumulada, asumiendo que R s era constante hasta la siguiente medición. (A) Calentamiento gradual (SW) y (B) calentamiento gradual (GW). N = 4 en cada colección. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-4
Figura 4: Media (± SE) MBC bajo control y tratamientos de calentamiento en SW y GW en un experimento de incubación de suelo de 42 días. MBC = carbono de biomasa microbiana; N = 4 en cada colección. S denota un efecto significativo del escenario de calentamiento (SW vs. GW), en p < 0.05, basado en un ANOVA de tres vías de medidas repetidas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-5
Figura 5: Media (± SE) glicosidasas y peroxidasa (actividad μmol h-1·gsuelo-1) bajo control y tratamientos de calentamiento en SW y GW en un experimento de incubación de 42 días. BX =β1,4-xilosidasa; AP = fosfatasa ácida; LAP = Leucina aminopeptidasa; NAG =β-1,4-N-acetil-glucosaminidasa; OX = Enzimas oxidativas; PHO = Fenol oxidasa; PER = Peroxidasa. N = 4 en cada colección. S denota un efecto significativo del escenario de calentamiento (SW vs. GW), en p < 0.05, basado en un ANOVA de tres vías de medidas repetidas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Tabla 1: Revisión bibliográfica de métodos de control de temperatura y modos de cambio de temperatura en estudios de incubación de suelos 12,13,16,17,20,21,22,23,24,25,2 6,27,28,29, 30,31,32,
33,34,35,36,37,38,39,40,41,42,43,44,45,46,47,48,49,50, 51,
52,53,54,55,56,57,58,59,60,61,62.
En total, se incluyeron 46 estudios en la revisión. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Tabla 2: Principales modos de cambio de temperatura y los escenarios de calentamiento correspondientes basados en una revisión de la literatura (Tabla 1). Se establecieron cinco modos y escenarios para representar una amplia gama de posibles condiciones de cambio de temperatura y calentamiento. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El método de control de temperatura constante se ha aplicado ampliamente (Tabla 1). Sin embargo, la magnitud y el patrón temporal de temperatura implementado en estos procedimientos simulan mal la temperatura del suelo observada en la condición de campo. A pesar de los esfuerzos emergentes que imitaban el patrón diurno en el pasado, tales estudios eran escasos y no lograban aclarar el equipo y el procedimiento; Tampoco validaron la simulación de temperatura en cuanto a exactitud y confiabilidad16,17. A medida que la comunidad se esforzó por mejorar su comprensión de las respuestas al calentamiento del suelo, es imperativo optimizar el procedimiento de incubación del suelo con una temperatura realista y un control factible. Sin embargo, tales nuevos métodos no se han desarrollado, y por lo tanto, un método estándar para futuros experimentos de incubación todavía está fuera de alcance. Ante la creciente complejidad del cambio de temperatura global en magnitud, amplitud, estacionalidad, duración y extremidad, un procedimiento integral tiene una gran demanda.

Aquí, se presentó un método para manipular un procedimiento de cambio de temperatura diurno, basándose en la cámara sofisticada, para ofrecer la capacidad de establecer un cambio de temperatura constante, lineal y no lineal y, posteriormente, varios escenarios de calentamiento para satisfacer futuras necesidades de investigación. Hay cuatro pasos críticos dentro del protocolo. El primero es determinar la temperatura del suelo en la condición del campo. Debido a que el tipo de suelo y la profundidad de interés, así como el tipo de uso de la tierra, pueden variar de un estudio a otro, el número de sondas de temperatura necesarias para el sitio de investigación específico debe modificarse para adaptarse mejor a las condiciones reales tanto como sea posible. En general, la profundidad del suelo para las sondas de temperatura debe satisfacer la mayoría de las necesidades de investigación a 0-20 cm, y el número de sondas para representar la temperatura del suelo debe limitarse de una a tres. La clave es lograr un registro de temperatura continuo y consecutivo a largo plazo en al menos una ubicación típica del suelo.

El segundo paso crítico es configurar el programa para lograr la magnitud y el patrón de temperatura objetivo en la cámara. Debido a la alta sensibilidad y precisión de la cámara (Figura 4), es factible programar para una representación precisa de la temperatura observada en la condición de campo. Aunque el protocolo actual solo presentaba la temperatura horaria observada como objetivo en la cámara, se puede lograr un monitoreo más frecuente de la temperatura del suelo, como 30 min, 15 min o incluso más corto, a través de este procedimiento. No obstante, deberá realizarse un ensayo de las temperaturas objetivo y de la cámara durante 24 h y, antes del experimento, los resultados del ensayo deberán cumplir los criterios inferiores a 0,1 °C entre el objetivo y las temperaturas de la cámara en todos los puntos temporales. Cuanto más frecuente sea la observación de temperatura seleccionada para simular, más pasos se necesitan para configurar el programa en la cámara antes del experimento.

El tercer paso crítico es llevar a cabo la incubación en sí. Para reducir la influencia de las heterogeneidades del suelo63, la homogeneización de las muestras de suelo es clave, y se recomiendan al menos tres réplicas para cada tratamiento. Antes de la incubación, se requiere un tratamiento previo a la incubación, y el procedimiento actual puede facilitar el tratamiento previo programando la temperatura y la duración antes del inicio oficial del experimento. Esto es ventajoso para reducir la perturbación experimental y orquestar toda la incubación sin problemas. El último paso crítico es incluir tratamientos de temperatura constante y temperatura variable para que se pueda hacer una comparación en cuanto a las respuestas de calentamiento del suelo.

Este protocolo se puede modificar fácilmente para permitir manipular la magnitud, amplitud y duración del cambio de temperatura. Por ejemplo, las temperaturas extremas durante una ola de calor en verano y las heladas repentinas a principios de primavera debido al cambio climático, se pueden representar utilizando este procedimiento, además de su capacidad para tener en cuenta su duración e intensidad variables. La simulación de las temperaturas regulares e irregulares en combinación también permite simular los efectos complejos de cambio de temperatura a largo plazo proyectados en el futuro. Como se resume en la Tabla 2, los escenarios de calentamiento que se han estudiado en muchos estudios distintos se pueden lograr colectivamente en un estudio. Se espera que este protocolo proporcione un método sofisticado para simular la temperatura en los estudios de incubación del suelo. Con la esperanza de una amplia aplicación, la adopción de este protocolo ayudará a identificar o validar un método más preciso para futuros estudios de calentamiento del suelo basados en la incubación de laboratorio.

Una limitación importante del procedimiento es que la cámara utilizada en el protocolo actual tiene un volumen relativamente pequeño, por lo que solo puede acomodar nueve frascos de incubación en cada cámara. Aunque un frasco más pequeño aumentará la capacidad de la cámara, se recomienda un gran volumen de cámara. Un nuevo modelo (por ejemplo, TestEquity 1007) ofrecerá ocho veces más capacidad y, por lo tanto, se recomienda para experimentos a gran escala. A pesar de la mejora del procedimiento de control de temperatura en las incubaciones de suelo, las posibles complicaciones con la humedad y la homogeneización del suelo no se aliviarán mediante la adopción del protocolo actual.

Demostramos las ventajas significativas del sofisticado procedimiento de control de temperatura. Proporciona una estrategia de control de temperatura confiable y asequible para obtener una simulación precisa de la temperatura y ofrece una forma factible de mejorar el experimento de incubación del suelo requerido para una mejor comprensión de las respuestas de calentamiento del suelo. Aunque el control de temperatura constante es ampliamente aceptado y logísticamente fácil de operar, los artefactos de temperatura constante a largo plazo en las comunidades microbianas del suelo pueden desviar los esfuerzos para capturar las respuestas genuinas del suelo. Los otros métodos de calentamiento de laboratorio reportados son en gran medida menos controlables y replicables. El protocolo actual es superior debido a su fácil operación, alta precisión y replicabilidad de la simulación de temperatura, programación explícita y capacidad para combinar varios escenarios de cambio de temperatura en un solo experimento. La viabilidad del control de temperatura con alta precisión permitirá a los investigadores explorar varios escenarios de cambio de temperatura.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El autor no tiene nada que revelar.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las fuentes de financiamiento utilizadas para apoyar la investigación incluyen un HBCU−EiR (No. 1900885) de la Fundación Nacional de Ciencias de los Estados Unidos (NSF), un Programa Sabático de Investigación de la Facultad del Departamento de Agricultura (USDA) del Servicio de Investigación Agrícola (ARS) de la década de 1890 (No. 58-3098-9-005), una subvención NIFA del USDA (No. 2021-67020-34933) y una Beca Evans-Allen del USDA (No. 1017802). Agradecemos la asistencia recibida de los miembros del personal del Centro de Investigación y Extensión Agrícola del Campus Principal (AREC) de TSU en Nashville, Tennessee.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Jeringa de 10mL Fisher Scientific14-826-13para la medición de la respiración del suelo
Composer SoftwareTestEquityModel #107para la configuración de la temperatura de incubación
Cámara ambientalTestEquityModel #107para incubación de suelos
Analizador de gases ambientalesPP SystemsEGM5para la medición de
Papel de filtroFisher Scientific1005-125para la incubación del suelo
Tarro de vidrioBall15381-3para la incubación del suelo
HornoFisher Scientific15-103-0520para la medición de la humedad del suelo
Bolsa de almacenamiento con cierre hermético de plásticoFisher Scientific09-800-16para la recogida del suelo
Lector de placasDispositivosmolecularesFilterMax F5para el análisis de enzimas extracelulares del suelo
R SoftwareThe R FoundationR versión 4.1.3 (2022-03-10)Para el cálculo estadístico
Refrigerador/congeladorFisher Scientific13-991-898para almacenamiento de suelo
DestornilladorFisher Scientific19-313-447para la recolección de suelo
SharpieFisher Scientific50-111-3135para la recolección de suelo
SieveFisher Scientific04-881G para tamizar muestras de suelo
Septa de siliconaDuran Wheaton kimble224100-070para tarros de albañil utilizados para la incubación del suelo
Barrena de sueloAMS350.05para la recogida de suelo
Software SpecWareSpectrum TechnologiesWatchDog E2700 (3340WD2)para la configuración del intervalo de recogida de temperatura
Sonda de temperaturaSpectrum TechnologiesWatchDog E2700 (3340WD2)para la temperatura del suelo mediciones
analizador de TOC/TNShimadzuTOC-L seriespara el análisis de la biomasa microbiana del suelo
la respiración del suelo

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chatterjee, D., Saha, S. Response of Soil Properties and Soil Microbial Communities to the Projected Climate Change. Advances in Crop Environment Interaction. Bal, S., Mukherjee, J., Choudhury, B., Dhawan, A. , Springer. Singapore. 87-136 (2018).
  2. Feral, J. Climate Change 2014: Synthesis Report. Contribution of Working Groups I, II and III to the Fifth Assessment Report of the Intergovernmental Panel on Climate. Pachauri, R. K., Meyer, L. A. , IPCC. Geneva, Switzerland. 151(2014).
  3. Davidson, E. A. Carbon dioxide loss from tropical soils increases on warming. Nature. 584 (7820), 198-199 (2020).
  4. Davidson, E. A., Janssens, I. A. Temperature sensitivity of soil carbon decomposition and feedbacks to climate change. Nature. 440 (7081), 165-173 (2006).
  5. Van Gestel, N., et al. Predicting soil carbon loss with warming. Nature. 554 (7693), 4-5 (2018).
  6. Tarnocai, C., et al. Soil organic carbon pools in the northern circumpolar permafrost region. Global Biogeochemical Cycles. 23 (2), 2023(2009).
  7. Allison, S. D., Treseder, K. K. Warming and drying suppress microbial activity and carbon cycling in boreal forest soils. Global Change Biology. 14 (12), 2898-2909 (2008).
  8. Allison, S. D., Wallenstein, M. D., Bradford, M. A. Soil-carbon response to warming dependent on microbial physiology. Nature Geoscience. 3 (5), 336-340 (2010).
  9. Melillo, J. M., et al. Soil warming, carbon-nitrogen interactions, and forest carbon budgets. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (23), 9508-9512 (2011).
  10. Pelini, S. L., et al. Heating up the forest: open-top chamber warming manipulation of arthropod communities at Harvard and Duke Forests. Methods in Ecology and Evolution. 2 (5), 534-540 (2011).
  11. Hamdi, S., Moyano, F., Sall, S., Bernoux, M., Chevallier, T. Synthesis analysis of the temperature sensitivity of soil respiration from laboratory studies in relation to incubation methods and soil conditions. Soil Biology and Biochemistry. 58, 115-126 (2013).
  12. Benton, T. G., Solan, M., Travis, J. M., Sait, S. M. Microcosm experiments can inform global ecological problems. Trends in Ecology & Evolution. 22 (10), 516-521 (2007).
  13. Schädel, C., et al. Decomposability of soil organic matter over time: the Soil Incubation Database (SIDb, version 1.0) and guidance for incubation procedures. Earth System Science Data. 12 (3), 1511-1524 (2020).
  14. Poorter, H., et al. Pampered inside, pestered outside? Differences and similarities between plants growing in controlled conditions and in the field. New Phytologist. 212 (4), 838-855 (2016).
  15. Jian, S., et al. Multi-year incubation experiments boost confidence in model projections of long-term soil carbon dynamics. Nature Communications. 11 (1), 5864(2020).
  16. Zhu, B., Cheng, W. Constant and diurnally-varying temperature regimes lead to different temperature sensitivities of soil organic carbon decomposition. Soil Biology and Biochemistry. 43 (4), 866-869 (2011).
  17. Whitby, T. G., Madritch, M. D. Native temperature regime influences soil response to simulated warming. Soil Biology and Biochemistry. 60, 202-209 (2013).
  18. Brookes, P. C., Landman, A., Pruden, G., Jenkinson, D. S. Chloroform fumigation and the release of soil nitrogen: A rapid direct extraction method to measure microbial biomass nitrogen in soil. Soil Biology and Biochemistry. 17 (6), 837-842 (1985).
  19. Saiya-Cork, K., Sinsabaugh, R., Zak, D. The effects of long term nitrogen deposition on extracellular enzyme activity in an Acer saccharum forest soil. Soil Biology and Biochemistry. 34 (9), 1309-1315 (2002).
  20. Adekanmbi, A. A., Shu, X., Zhou, Y., Shaw, L. J., Sizmur, T. Legacy effect of constant and diurnally oscillating temperatures on soil respiration and microbial community structure. bioRxiv. , (2021).
  21. Akbari, A., Ghoshal, S. Effects of diurnal temperature variation on microbial community and petroleum hydrocarbon biodegradation in contaminated soils from a sub-Arctic site. Environmental Microbiology. 17 (12), 4916-4928 (2015).
  22. Bai, Z., et al. Shifts in microbial trophic strategy explain different temperature sensitivity of CO2 flux under constant and diurnally varying temperature regimes. FEMS Microbiology Ecology. 93 (5), (2017).
  23. Bao, X., et al. Effects of soil temperature and moisture on soil respiration on the Tibetan plateau. PLoS One. 11 (10), 0165212(2016).
  24. Chang, X., et al. Temperature and moisture effects on soil respiration in alpine grasslands. Soil science. 177 (9), 554-560 (2012).
  25. Chen, X., et al. Evaluating the impacts of incubation procedures on estimated Q10 values of soil respiration. Soil Biology and Biochemistry. 42 (12), 2282-2288 (2010).
  26. Conant, R. T., Dalla-Betta, P., Klopatek, C. C., Klopatek, J. M. Controls on soil respiration in semiarid soils. Soil Biology and Biochemistry. 36 (6), 945-951 (2004).
  27. Conant, R. T., et al. Sensitivity of organic matter decomposition to warming varies with its quality. Global Change Biology. 14 (4), 868-877 (2008).
  28. Ding, J., et al. Linking temperature sensitivity of soil CO2 release to substrate, environmental, and microbial properties across alpine ecosystems. Global Biogeochemical Cycles. 30 (9), 1310-1323 (2016).
  29. En, C., Al-Kaisi, M. M., Liange, W., Changhuan, D., Deti, X. Soil organic carbon mineralization as affected by cyclical temperature fluctuations in a karst region of southwestern China. Pedosphere. 25 (4), 512-523 (2015).
  30. Fang, C., Moncrieff, J. The dependence of soil CO2 efflux on temperature. Soil Biology and Biochemistry. 33 (2), 155-165 (2001).
  31. Fierer, N., Colman, B. P., Schimel, J. P., Jackson, R. B. Predicting the temperature dependence of microbial respiration in soil: A continental-scale analysis. Global Biogeochemical Cycles. 20 (3), 3026(2006).
  32. Guntinas, M., Gil-Sotres, F., Leiros, M., Trasar-Cepeda, C. Sensitivity of soil respiration to moisture and temperature. Journal of Soil Science and Plant Nutrition. 13 (2), 445-461 (2013).
  33. Kittredge, H. A., Cannone, T., Funk, J., Chapman, S. K. Soil respiration and extracellular enzyme production respond differently across seasons to elevated temperatures. Plant and Soil. 425 (1), 351-361 (2018).
  34. Knorr, W., Prentice, I. C., House, J., Holland, E. Long-term sensitivity of soil carbon turnover to warming. Nature. 433 (7023), 298-301 (2005).
  35. Lefevre, R., et al. Higher temperature sensitivity for stable than for labile soil organic carbon-Evidence from incubations of long-term bare fallow soils. Global Change Biology. 20 (2), 633-640 (2014).
  36. Li, J., et al. Asymmetric responses of soil heterotrophic respiration to rising and decreasing temperatures. Soil Biology and Biochemistry. 106, 18-27 (2017).
  37. Li, J., et al. Biogeographic variation in temperature sensitivity of decomposition in forest soils. Global Change Biology. 26 (3), 1873-1885 (2020).
  38. Li, J., et al. Rising temperature may trigger deep soil carbon loss across forest ecosystems. Advanced Science. 7 (19), 2001242(2020).
  39. Liang, J., et al. Methods for estimating temperature sensitivity of soil organic matter based on incubation data: A comparative evaluation. Soil Biology and Biochemistry. 80, 127-135 (2015).
  40. Lin, J., Zhu, B., Cheng, W. Decadally cycling soil carbon is more sensitive to warming than faster-cycling soil carbon. Global Change Biology. 21 (12), 4602-4612 (2015).
  41. Liu, H., et al. Differential response of soil respiration to nitrogen and phosphorus addition in a highly phosphorus-limited subtropical forest, China. Forest Ecology and Management. 448, 499-508 (2019).
  42. Liu, H. S., et al. Respiratory substrate availability plays a crucial role in the response of soil respiration to environmental factors. Applied Soil Ecology. 32 (3), 284-292 (2006).
  43. Liu, Y., et al. A new incubation and measurement approach to estimate the temperature response of soil organic matter decomposition. Soil Biology and Biochemistry. 138, 107596(2019).
  44. Meyer, N., Welp, G., Amelung, W. The temperature sensitivity (Q10) of soil respiration: Controlling factors and spatial prediction at regional scale based on environmental soil classes. Global Biogeochemical Cycles. 32 (2), 306-323 (2018).
  45. Mikan, C. J., Schimel, J. P., Doyle, A. P. Temperature controls of microbial respiration in arctic tundra soils above and below freezing. Soil Biology and Biochemistry. 34 (11), 1785-1795 (2002).
  46. Podrebarac, F. A., Laganière, J., Billings, S. A., Edwards, K. A., Ziegler, S. E. Soils isolated during incubation underestimate temperature sensitivity of respiration and its response to climate history. Soil Biology and Biochemistry. 93, 60-68 (2016).
  47. Quan, Q., et al. type affects the coupled relationships of soil C and N mineralization in the temperate forests of northern China. Scientific Reports. 4 (1), 6584(2014).
  48. Robinson, J., et al. Rapid laboratory measurement of the temperature dependence of soil respiration and application to changes in three diverse soils through the year. Biogeochemistry. 133 (1), 101-112 (2017).
  49. Sierra, C. A., Trumbore, S. E., Davidson, E. A., Vicca, S., Janssens, I. Sensitivity of decomposition rates of soil organic matter with respect to simultaneous changes in temperature and moisture. Journal of Advances in Modeling Earth Systems. 7 (1), 335-356 (2015).
  50. Sihi, D., Inglett, P. W., Gerber, S., Inglett, K. S. Rate of warming affects temperature sensitivity of anaerobic peat decomposition and greenhouse gas production. Global Change Biology. 24 (1), 259-274 (2018).
  51. Sihi, D., Inglett, P. W., Inglett, K. S. Warming rate drives microbial nutrient demand and enzyme expression during peat decomposition. Geoderma. 336, 12-21 (2019).
  52. Subke, J. -A., Bahn, M. On the 'temperature sensitivity'of soil respiration: can we use the immeasurable to predict the unknown. Soil Biology and Biochemistry. 42 (9), 1653-1656 (2010).
  53. Tucker, C. L., Bell, J., Pendall, E., Ogle, K. Does declining carbon-use efficiency explain thermal acclimation of soil respiration with warming. Global Change Biology. 19 (1), 252-263 (2013).
  54. Wang, J., et al. Temperature sensitivity of soil carbon decomposition due to shifts in soil extracellular enzymes after afforestation. Geoderma. 374, 114426(2020).
  55. Wang, Q., et al. Important interaction of chemicals, microbial biomass and dissolved substrates in the diel hysteresis loop of soil heterotrophic respiration. Plant and Soil. 428 (1), 279-290 (2018).
  56. Wang, Q., et al. Differences in SOM decomposition and temperature sensitivity among soil aggregate size classes in a temperate grasslands. PLoS One. 10 (2), 0117033(2015).
  57. Weedon, J. T., et al. Temperature sensitivity of peatland C and N cycling: does substrate supply play a role. Soil Biology and Biochemistry. 61, 109-120 (2013).
  58. Wei, L., et al. Labile carbon matters more than temperature for enzyme activity in paddy soil. Soil Biology and Biochemistry. 135, 134-143 (2019).
  59. Wetterstedt, J. M., Persson, T., Ågren, G. I. Temperature sensitivity and substrate quality in soil organic matter decomposition: results of an incubation study with three substrates. Global Change Biology. 16 (6), 1806-1819 (2010).
  60. Winkler, J. P., Cherry, R. S., Schlesinger, W. H. The Q10 relationship of microbial respiration in a temperate forest soil. Soil Biology and Biochemistry. 28 (8), 1067-1072 (1996).
  61. Yan, D., et al. The temperature sensitivity of soil organic carbon decomposition is greater in subsoil than in topsoil during laboratory incubation. Scientific Reports. 7, 5181(2017).
  62. Yang, K., et al. Temperature response of soil carbon decomposition depends strongly on forest management practice and soil layer on the eastern Tibetan Plateau. Scientific Reports. 7, 4777(2017).
  63. Li, J. W. Sampling soils in a heterogeneous research plot. Journal of Visualized Experiments. (143), e58519(2019).

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