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Artículo de método

Un ensayo de fluorescencia de calcio de "doble adición" para el cribado de alto rendimiento de receptores acoplados a proteínas G recombinantes

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DOI:

10.3791/64505

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2 de diciembre de 2022

 ,  , 
1Department of Entomology, Texas A&M University, 2Department of Biochemistry and Biophysics, Texas A&M University

En este artículo

Resumen

En este trabajo, se describe un ensayo de fluorescencia de calcio intracelular de alto rendimiento para placas de 384 pocillos para examinar bibliotecas de moléculas pequeñas en receptores acoplados a proteínas G recombinantes (GPCR). El objetivo, el receptor de cinina de la garrapata de la fiebre del ganado, Rhipicephalus microplus, se expresa en las células CHO-K1. Este ensayo identifica agonistas y antagonistas utilizando las mismas células en un ensayo de "doble adición".

Resumen

Los receptores acoplados a proteínas G (GPCR) representan la superfamilia más grande de receptores y son el objetivo de numerosos medicamentos humanos. La industria farmacéutica utiliza el cribado de alto rendimiento (HTS) de bibliotecas aleatorias de moléculas pequeñas contra GPCR para el descubrimiento de fármacos específicos del objetivo. En este estudio, se empleó un HTS para identificar nuevos ligandos de moléculas pequeñas de GPCR de neuropéptidos específicos de invertebrados como sondas para estudios fisiológicos de vectores de patógenos humanos y veterinarios mortales.

El receptor de quinina específico de invertebrados se eligió como objetivo porque regula muchos procesos fisiológicos importantes en los invertebrados, incluida la diuresis, la alimentación y la digestión. Además, la farmacología de muchos GPCR de invertebrados está mal caracterizada o no está caracterizada en absoluto; por lo tanto, la farmacología diferencial de estos grupos de receptores con respecto a los GPCR relacionados en otros metazoos, especialmente humanos, agrega conocimiento a las relaciones estructura-actividad de GPCR como una superfamilia. Se desarrolló un ensayo HTS para células en placas de 384 pocillos para el descubrimiento de ligandos del receptor de cinina de la garrapata de la fiebre del ganado, o garrapata del ganado del sur, Rhipicephalus microplus. El receptor de quinina de garrapata se expresó de manera estable en las células CHO-K1.

El receptor de quinina, cuando es activado por neuropéptidos de quinina endógenos u otros agonistas de moléculas pequeñas, desencadena la liberación de Ca2+ de las reservas de calcio en el citoplasma. Este ensayo de fluorescencia de calcio combinado con un enfoque de "doble adición" puede detectar moléculas "golpeadas" agonistas funcionales y antagonistas en la misma placa de ensayo. Cada ensayo se realizó utilizando placas de fármacos que transportaban una matriz de 320 moléculas pequeñas aleatorias. Se obtuvo un factor Z' fiable de 0,7, y se identificaron tres moléculas agonistas y dos antagonistas cuando el HTS estaba en una concentración final de 2 μM. El ensayo de fluorescencia de calcio reportado aquí se puede adaptar para detectar otros GPCR que activan la cascada de señalización Ca2+ .

Introducción

Los receptores acoplados a proteínas G (GPCR), que están presentes desde la levadura hasta los humanos, representan la mayor superfamilia de receptores en muchos organismos1. Desempeñan un papel crítico en la regulación de casi todos los procesos biológicos en los animales. Hay 50-200 GPCR en el genoma de los artrópodos, lo que significa que representan la superfamilia de receptores de membrana más grande2. Se clasifican en seis clases principales, A-F, en función de su similitud de secuencia y funciones3. Los GPCR transducen diversas señales extracelulares, como las de hormonas, neuropéptidos, aminas biogénicas, glutamato, protones, lipoglicoproteínas y fotones4. Los GPCR se acoplan a las proteínas G heterotrímero (Gα, Gβ y Gγ) para transmitir señales aguas abajo. Los GPCR acoplados a las proteínas Gαs o Gαi/o aumentan o disminuyen, respectivamente, los niveles intracelulares de 3', 5' -monofosfato de adenosina cíclico (cAMP) mediante la activación o inhibición de la adenilil ciclasa. Los GPCR acoplados a Gαq/11 inducen la liberación de calcio de las reservas de calcio del retículo endoplásmico mediante la activación de la vía de la fosfolipasa C (PLC)-inositol-1,4,5-trifosfato (IP3). Los GPCR acoplados a Gα12/13 activan los factores de intercambio de nucleótidos RhoGTPasa 5,6. Los GPCR son el objetivo de más del 50% de los medicamentos humanos y un acaricida, amitraz4. A medida que los GPCR transducen señales tan diversas, son objetivos prometedores para desarrollar nuevos pesticidas que interrumpen las funciones fisiológicas específicas de los invertebrados.

El objetivo de HTS es identificar moléculas de impacto que puedan modular las funciones del receptor. HTS implica el desarrollo de ensayos, miniaturización y automatización7. Los GPCR del neuropéptido artrópodo están involucrados en la mayoría de las funciones fisiológicas, como el desarrollo, la muda y la ecdisis, la excreción, la movilización de energía y la reproducción4. La mayoría de los GPCR neuropeptídicos de artrópodos y metazoos señalan a través de la cascada de señalización de calcio 2,6,8,9,10, como en el péptido mioinhibitorio y los receptores SIFamida de la garrapata de patas negras Ixodes scapularis; sus ligandos son antagónicos en los ensayos de motilidad del intestino posterior, con SIF provocando contracción y MIP inhibiéndola11,12. Un receptor similar al NPY del mosquito de la fiebre amarilla, Aedes aegypti, regula la búsqueda de huéspedes femeninos13. En comparación con otros ensayos alternativos de movilización de calcio, como el ensayo de bioluminiscencia cálcica aequorina14, el ensayo de fluorescencia de calcio es fácil de realizar, no requiere la transfección de otras proteínas detectoras de calcio recombinantes y es rentable. El ensayo de fluorescencia de calcio produce una señal prolongada en comparación con la señal cinética rápida obtenida en el ensayo de bioluminiscencia cálcica aequorina14,15.

En el ejemplo aquí, el receptor de cinina de la garrapata de la fiebre del ganado, Rhipicephalus microplus, se expresó recombinantemente en la línea celular CHO-K1 y se utilizó para el ensayo de fluorescencia de calcio. Solo hay un gen receptor de cinina que se encuentra en R. microplus; el receptor señala a través de una vía de señalización dependiente de la proteína Gq y desencadena el flujo de Ca2+ de las reservas de calcio al espacio intracelular16. Este proceso puede ser detectado y cuantificado por un fluoróforo, que provoca una señal de fluorescencia al unir iones de calcio (Figura 1).

El receptor de quinina es un GPCR específico de invertebrados, que pertenece a los receptores similares a la rodopsina de clase A. La quinina es un antiguo neuropéptido de señalización que está presente en moluscos, crustáceos, insectas y acari 4,17,18. Los coleópteros (escarabajos) carecen del sistema de señalización de cininas; en el mosquito Aedes aegypti, solo hay un receptor de quinina que se une a tres aedeskininas, mientras que Drosophila melanogaster tiene un receptor de cinina con drosokinina como ligando único 19,20,21. No hay cininas homólogas o receptores de cinina en vertebrados. Aunque la función exacta de la cinina es desconocida en las garrapatas, las hembras silenciadas por ARNi del receptor de cinina de R. microplus muestran una aptitud reproductiva significativamente reducida22. Las cininas son péptidos pleotrópicos en insectos. En Drosophila melanogaster, están involucrados en los sistemas reguladores nerviosos central y periférico 23, pre-ecdisis24, alimentación 25, metabolismo 26 y patrones de actividad del sueño26,27, así como locomoción larvaria 28. Las cininas regulan la contracción del intestino posterior, la diuresis y la alimentación en el mosquito A. aegypti 29,30,31. Los péptidos de cinina tienen un pentapéptido C-terminal conservado Phe-X1-X2-Trp-Gly-NH2, que es la secuencia mínima requerida para la actividad biológica32. La especificidad de los artrópodos, el pequeño tamaño del ligando endógeno, que los hace susceptibles a la interferencia de moléculas pequeñas, y las funciones pleiotrópicas en los insectos hacen del receptor de cinina un objetivo prometedor para el control de plagas4.

El ensayo de "doble adición" (Figura 2) permite la identificación de agonistas o antagonistas en el mismo ensayo HTS15. Está adaptado de un ensayo de "doble adición" que se utiliza comúnmente en la industria farmacéutica para el descubrimiento de fármacos33. En resumen, la primera adición de fármacos en la placa celular permite la identificación de posibles agonistas en la biblioteca química cuando se detecta una señal de fluorescencia más alta en comparación con la aplicación del control de disolvente. Después de 5 minutos de incubación con estas moléculas pequeñas, se aplica un agonista conocido (péptido de cinina) a todos los pocillos. Aquellos pocillos que recibieron al azar un antagonista de la placa de fármaco muestran una señal de fluorescencia más baja tras la adición de agonistas en comparación con los pocillos de control que recibieron el solvente en la primera adición. Este ensayo permite la identificación de posibles agonistas y antagonistas con las mismas células. En un proyecto estándar de HTS, estas moléculas de éxito se validarían aún más a través de ensayos de dosis-respuesta y mediante ensayos de actividad biológica adicionales, que no se muestran aquí.

figure-introduction-1
Figura 1: Ilustración del mecanismo de ensayo de fluorescencia de calcio. La proteína Gq desencadena la vía de señalización de calcio intracelular. El receptor de cinina (receptor acoplado a proteína G) se expresó recombinantemente en células CHO-K1. Cuando el ligando agonista se une al receptor, la proteína Gq asociada con el receptor de quinina activa PLC, que cataliza la conversión de una molécula PIP2 en IP3 y DAG. IP 3 luego se une al IP3R en la superficie del retículo endoplásmico, lo que lleva a la liberación de Ca 2+ en el citoplasma, donde los iones de Ca2+ se unen a los fluoróforos y provocan una señal de fluorescencia. La señal de fluorescencia puede obtenerse por excitación a 490 nm y detectarse a 514 nm. Abreviaturas: GPCR = receptor acoplado a proteína G; PLC = fosfolipasa C; PIP2 = fosfatidilinositol 4,5-bisfosfato; IP3 = trifosfato de inositol; DAG = diacilglicerol; IP3 R = receptor IP3. Creado con BioRender.com. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 2: El flujo de trabajo para el cribado de alto rendimiento de moléculas pequeñas en un receptor acoplado a proteína G expresado en células CHO-K1. (A) Las células CHO-K1 recombinantes que expresan de manera estable el receptor de cinina se agregaron a la placa de 384 pocillos (10,000 células / pocillo) utilizando un sistema de manejo de líquidos (25 μL / pocillo) y se incubaron en una incubadora humidificada de CO2 durante12-16 h. (B ) El tampón de ensayo que contenía el colorante fluorescente (25 μL/pocillo) se añadió a la placa celular utilizando un sistema de manipulación de líquidos. La placa se incubó durante 30 min a 37 °C durante 30 min y se equilibró a RT durante otros 30 min. (C) La señal de fluorescencia de fondo de las células en cada pocillo se midió con un lector de placas. (D) Se agregaron soluciones farmacológicas de una placa de biblioteca de 384 pocillos y disolvente en blanco (todo a 0,5 μL/pocillo) a la placa de ensayo celular utilizando un sistema de manejo de líquidos. (E) Las respuestas de fluorescencia de calcio celular se midieron con el lector de placas inmediatamente después de la adición de las soluciones farmacológicas; Los compuestos que provocan señales de fluorescencia superiores a la media se seleccionaron como agonistas acertados. Los golpes antagonistas que bloquean el GPCR (icono a continuación) se revelaron después de la adición del agonista peptídico durante el paso G. (F) En la misma placa de ensayo, después de 5 minutos de incubación de las células con compuestos de cribado, se añadió un péptido agonista endógeno Rhimi-K-1 (QFSPWGamida) del receptor de quinina de garrapata a cada pocillo (1 μM). (G) Las respuestas de fluorescencia celular después de la adición del péptido agonista fueron medidas por el lector de placas inmediatamente. Los compuestos que inhiben la señal de fluorescencia se seleccionaron como antagonistas de los hits. Abreviaturas: GPCR = receptor acoplado a proteína G; RT = temperatura ambiente; RFU = unidades de fluorescencia relativa. Creado con BioRender.com. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Protocolo

1. Mantenimiento celular

NOTA: UNA LÍNEA CELULAR CHO-K1 que expresa de manera estable el receptor de cinina de R. microplus, llamada BMLK3, fue desarrollada por Holmes et al.16. Los detalles del desarrollo de la línea celular se presentan en otra parte14. Todos los pasos siguientes se realizan en condiciones estériles en un gabinete de bioseguridad de clase II.

  1. Cultivar la línea celular recombinante en medios selectivos (medio F-12K que contiene 10% de suero fetal bovino [FBS] y 800 μg/ml de sulfato G418) para asegurar la expresión del receptor diana. Almacene las células que expresan de manera estable el receptor en 1 ml de medio de congelación (90% FBS y 10% dimetilsulfóxido [DMSO]) en un criovial de 2 ml en un congelador de -80 ° C.
    NOTA: Para el almacenamiento a largo plazo de las células congeladas, almacénelas en nitrógeno líquido.
  2. Precaliente todos los medios antes del cultivo celular. En una cabina de bioseguridad, transfiera 13 ml de medio selectivo precalentado (medio F-12K que contenga 10% de FBS y 800 μg/ml de sulfato de G418) a un matraz T-75 y guárdelo en el armario de bioseguridad. Descongele un vial de las3 células BMLK congeladas (~1,5 × 106 células) en un baño maría a 37 °C durante 2-3 min. Transfiera las células descongeladas al matraz T-75. Mantener las células en una incubadora humidificada a 37 °C y 5% deCO2 a menos que se especifique lo contrario.
  3. Cuando las células alcancen el 90% de confluencia (1-2 días), precaliente todos los medios a 37 °C excepto la solución salina tamponada con fosfato de Dulbecco (DPBS), que se mantiene a temperatura ambiente. En un armario de bioseguridad, retirar el medio gastado del matraz T-75, lavar las células durante 5 s con 10 ml de DPBS agitando suavemente el matraz y, a continuación, retirar el DPBS con una pipeta serológica.
    NOTA: Una imagen de células CHO-K1 con una confluencia del 90% se muestra en Lu et al.14.
  4. Separar las células del matraz T-75 añadiendo 2 ml de tripsina-EDTA al 0,25% e incubar durante 3-5 min a 37 °C en la incubadora. A continuación, añadir 8 mL de medio selectivo, y mezclar bien pipeteando y soltando suavemente 2x-3x con la misma pipeta serológica.
  5. Transfiera 2 ml de la suspensión celular (~1 × 106 células) del paso 1.4 a un nuevo matraz T-75 que contenga 10 ml de medio selectivo caliente. Cultive las células durante 1-2 días en la incubadora hasta que alcancen el 90% de confluencia.
  6. Utilice las células para el ensayo siguiendo los pasos siguientes, o repita los pasos 1.4-1.5 una o dos veces antes de usar las células en el ensayo.
    NOTA: No exceda de tres a cuatro pasajes, ya que la señal de ensayo con ciertas líneas celulares puede debilitarse con pasajes adicionales.

2. Ensayo de fluorescencia de calcio

  1. Cubra la placa celular.
    1. Utilice un sistema de manejo de líquidos colocado dentro de un gabinete de bioseguridad para todos los pasos de pipeteo en las placas de 384 pocillos. Crear programas personalizados para pipetear en las placas de 384 pocillos31 (Tabla suplementaria S1). Cubra las placas estériles de 384 pocillos con anticipación. En un gabinete de bioseguridad, cargar 10 μL/pocillo de una solución acuosa de poli-D-lisina (PDL) a 0,05 mg/ml en cada placa, e incubar durante 5 min a temperatura ambiente.
    2. Vacíe el plato invirtiendo rápidamente el plato y secándolo suavemente en toallas de papel estériles. Luego, enjuague cada pozo con 10 μL de agua, vacíe el plato y deje que el plato se seque en el gabinete de bioseguridad durante la noche sin la tapa. Cerrar el plato con la tapa y conservar a 4 °C en la nevera.
      NOTA: Las placas recubiertas se pueden almacenar a 4 °C durante un máximo de 6 meses.
  2. Día 1
    1. Saque la placa del fármaco (100 μM en 90% DPBS + 10% DMSO, la concentración final en el pozo para HTS será de 2 μM) almacenada en el congelador de -20 °C y colóquela a temperatura ambiente.
      NOTA: Diseño de la placa de drogas: Cada placa de 384 pocillos (24 columnas x 16 filas) contiene 320 pocillos con diferentes compuestos de biblioteca y 64 pocillos con solvente en blanco (DPBS que contiene 10% de DMSO), que están dispuestos en cuatro columnas, con dos columnas en el borde de cada lado. Consulte la Tabla suplementaria S2 para el diseño de la placa.
    2. Cuando las células alcancen ~70%-90% de confluencia en el matraz T-75, separe las células del matraz T-75 como se describe a continuación. Precaliente todos los medios a 37 °C excepto el DPBS (temperatura ambiente).
      1. Retire el medio gastado, lave las celdas con 10 ml de DPBS y luego retire el DPBS. Separar las células del matraz T-75 con 2 ml de tripsina-EDTA al 0,25% durante 3-5 min a 37 °C en la incubadora, añadir 8 ml de medio selectivo y transferir la suspensión celular a un tubo cónico de 15 ml para centrifugar a 1.000 × g durante 3 min.
      2. Deseche el sobrenadante y vuelva a suspender el pellet celular en 10 ml de medio F-12K que contenga 1% de FBS y 400 μg/ml de sulfato de G418. Mantenga la suspensión en el gabinete de bioseguridad mientras determina el recuento de células.
    3. Determine la densidad celular de la suspensión para una dilución adicional: Mezcle 20 μL de suspensión celular en 20 μL de azul de tripano al 0,4% y luego cargue 20 μL de la mezcla en una cámara de conteo celular para que la lea un contador de células para determinar la densidad celular.
    4. Diluir la suspensión celular en el mismo medio (medio F-12K que contiene 1% de FBS y 400 μg/ml de sulfato de G418) hasta un volumen final de al menos 15 ml a una densidad de 4 × 105 células/ml.
    5. Siembra las células en la placa de 384 pocillos recubierta con PDL. Transfiera 15 ml de la suspensión celular anterior (4 × 105 células/ml) a un depósito de reactivo autoadhesivo de 150 ml. Dispense 25 μL de la suspensión celular (~10,000 células/pocillo) en cada pocillo de los 384 pocillos de la placa utilizando un sistema de manejo de líquidos en dos pasos. Cargue 384/12,5 μL puntas de baja retención en el cabezal del manipulador de líquidos, aspire 12,5 μL del depósito (velocidad 5,2 μL/s) y dispense en cada pocillo (velocidad: 3,1 μL/s).
    6. Repita el pipeteo como en el paso anterior 2.2.5 para alcanzar los 25 μL por pocillo. A continuación, incubar la placa durante la noche (14-16 h) a 37 °C y 5% deCO2 en la incubadora humidificada.
      NOTA: Como el volumen máximo de pipeteo es de 12,5 μL para este cabezal específico, el pipeteo de 25 μL se realiza en dos pasos.
  3. Día 2
    1. A la mañana siguiente, revise la placa celular cubierta bajo un microscopio; Si no es confluente, espere hasta que las células alcancen el 90% de confluencia.
    2. Prepare una solución madre de colorante fluorescente: Resuspenda el colorante fluorescente liofilizado en 100 μL de DMSO y evite la luz directa sobre la solución madre. Envuelva el tubo con papel de aluminio para evitar el fotoblanqueo.
      NOTA: El material puede alicotizarse en alícuotas de 15 μL para cada ensayo en placa para evitar la congelación y descongelación repetidas; las alícuotas pueden almacenarse a −80 °C durante un máximo de 1 mes.
    3. En el gabinete de bioseguridad con las luces apagadas, prepare el tinte de carga (1x) en un tubo cónico de 15 ml envuelto con papel de aluminio, combinando 15 μL de la solución madre de colorante fluorescente (del paso 2.3.2) y el resto de los componentes del kit precalentado (37 °C): 13.5 mL de 1x HHBS (tampón de Hank con 20 mM HEPES) y 1.5 mL de reactivo B (inhibidor del eflujo del colorante).
      NOTA: La luz de la habitación está encendida durante este paso.
    4. Cierre el tubo y mezcle bien invirtiendo suavemente el tubo varias veces (típicamente 3-5x).
      NOTA: Mantener a temperatura ambiente y utilizar la mezcla de colorante de carga dentro de los 30 minutos.
    5. Cuando las células alcancen el 90% de confluencia, retire el medio gastado de la placa de ensayo de 384 pocillos invirtiendo rápidamente la placa y secando suavemente las toallas de papel estériles; Repita este movimiento 2x-3x para eliminar todo el líquido de la placa. Deseche las toallas húmedas.
    6. Apague la mayoría de las luces directas artificiales en la habitación (dejando una lámpara de escritorio suave y tenue encendida o similar para permitir condiciones de trabajo visibles) y en el gabinete de bioseguridad durante todos los pasos hasta el final del ensayo (aproximadamente durante 1,5 h).
    7. Colocar 15 ml del colorante de carga (1x) del paso 2.3.3 en un depósito autoadhesivo de 150 ml.
      1. Transfiera 25 μL del colorante de carga (1x) del depósito a cada pocillo utilizando un sistema de manejo de líquidos con puntas de baja retención de 384/12.5 μL mediante la dispensación de 12.5 μL en cada pocillo de la placa (velocidad de aspiración y dispensación: 3.8 μL / s).
    8. Repita la etapa de pipeteo como en 2.3.7.1 para alcanzar un volumen final de 25 μL en cada pocillo de la placa. Cubra y envuelva la placa con papel de aluminio para protegerla de la luz ambiental.
    9. Incubar la placa celular cubierta a 37 °C en la incubadora humidificada deCO2 durante 30 minutos, sacarla de la incubadora y equilibrarla a temperatura ambiente dentro del lector de placas o en el banco, manteniendo la placa cubierta y envuelta con papel de aluminio durante otros 30 minutos. Las células están listas para el cribado de alto rendimiento (HTS).
    10. Preparación química: Girar la placa del fármaco a partir del paso 2.2.1 a 1.200 × g en una centrífuga de placa durante 1 minuto a temperatura ambiente.
      1. Preparar una solución peptídica agonista 10x de Rhimi-K-1 (QFSPWGamida) (10 μM) resuspendiendo 100 nmoles de péptido liofilizado en 10 ml de 1x HHBS que contiene 0,1% de DMSO, y transferir la solución a un depósito autoamigable de 150 ml.
    11. Mida la señal de fondo: para todo el ensayo HTS en el lector de placas, en Protocolos, elija el modo de fluorescencia de punto final.
      NOTA: La señal fluorescente se lee desde la parte inferior de la placa a longitudes de onda de excitación/emisión de 495 nm/525 nm.
      1. Inserte la placa celular en el lector de placas. En el panel de instrumentos, seleccione ajustar ganancia, seleccione un pozo aleatorio en la placa, asígnelo como 5% -10% del valor máximo de fluorescencia medible y seleccione ajustar (lectura) altura.
      2. Haga clic en iniciar medición para leer toda la placa de la señal de fluorescencia de fondo en unidades de fluorescencia relativa (RFU).
    12. Ensayo de "doble adición"
      1. Utilizando el sistema de manejo de líquidos con puntas de 384/12,5 μL, para mezclar la solución del fármaco en cada pocillo de la placa del fármaco, pipetear 3 veces hacia arriba y hacia abajo 10 μL de la solución del fármaco (en DPBS que contiene 10% de DMSO) (velocidad de pipeteo: 5,2 μL/s), y "aspirar" 1,5 μL desde cada pocillo de la placa del fármaco (velocidad de aspiración: 1,0 μL/s).
      2. "Dispense" 0,5 μL de los compuestos en la placa de ensayo celular (velocidad de pipeteo: 1 μL/s) para alcanzar una concentración final de 2 μM en DMSO al 0,2%.
      3. Coloque la placa de ensayo inmediatamente en el lector de placas después de agregar los compuestos de cribado. Lea la misma placa en las direcciones de lectura hacia adelante y hacia atrás. Para obtener estas lecturas, defina un programa para leer desde "pozo 1-384" e inmediatamente desde "384-1".
        NOTA: La lectura en ambas direcciones tarda 2 minutos en total. Este diseño de lectura es para compensar la disminución de la intensidad de la señal que se produce durante la lectura de la placa en cada dirección. Consulte el paso 3.1 para ver los análisis de lectura.
      4. Deseche el 1 μL restante de solución de fármaco en las puntas sumergiendo las puntas en un depósito de residuos de 150 ml que contenga ~50 ml de DPBS (velocidad de dispensación: 1,0 μL/s).
      5. Incubar los compuestos de cribado con las células durante un total de 5 min (incluye los 2 min de lectura de placas) a temperatura ambiente en el gabinete de bioseguridad con las luces apagadas. Añadir 3 μL del péptido agonista, Rhimi-K-1 (QFSPWGamida), desde el reservorio (velocidad de aspiración: 3,1 μL/s) en la placa de ensayo utilizando el sistema de manipulación de líquidos (velocidad de dispensación: 3,1 μL/s) con puntas de 384/12,5 μL.
      6. Coloque la placa en el lector de placas inmediatamente después de la adición del péptido agonista. Lea la placa tanto en la dirección hacia adelante como hacia atrás utilizando el mismo programa que en el paso 2.3.12.3

3. Análisis de datos

  1. Utilizando el software de análisis asociado con el lector de placas instalado en una computadora, calcule las respuestas de fluorescencia celular (en RFU) para ambas lecturas después de la primera adición de compuesto (Primera lectura; RFUago [Tabla suplementaria S2]) y después de los pasos de adición del agonista (Segunda lectura = RFU ant [Tabla suplementaria S2]). Cada lectura se obtiene promediando los dos valores obtenidos (no mostrados) por las lecturas de la placa delantera e inversa del paso 2.3.12.3 y del paso 2.3.12.6, respectivamente.
    NOTA: RFU ago, RFU ant se refiere a las unidades de fluorescencia relativa de los posibles agonistas (leer en el paso 2.3.12.3) y los posibles impactos antagonistas (leer en el paso 2.3.12.6), respectivamente.
  2. Exporte los tres conjuntos de datos, RFU bg, RFU ago y RFUant, desde el software de análisis en tres hojas de cálculo separadas. Cada hoja de cálculo tendrá solo dos columnas: posición de pozo y RFU sin procesar (archivos que no se muestran aquí).
    NOTA: RFU bg se refiere a la RFU del fondo leído en el paso 2.3.11.2.
  3. Dé formato a los datos de las tres hojas de cálculo y organice los datos anteriores en un archivo csv (consulte el ejemplo en la Tabla complementaria S2). Reste la señal de fondo leída de la RFU ago y la RFU ant, respectivamente (columnas G y H en la Tabla Suplementaria S2).
  4. Importe el archivo csv a una "plataforma de datos HTS en línea" disponible comercialmente (consulte la Tabla de materiales) para el análisis de datos posteriores (Tabla 1) y el almacenamiento.
  5. Calcular manualmente el factor Z' para el control de calidad de cada ensayo de placa utilizando la ecuación (1):
    Ecuación (1):
    figure-protocol-1(1)
    NOTA: μ c- y μc+ representan las RFU promedio de las lecturas de los mismos pocillos, que sirven como controles negativos en la primera adición después de agregar el solvente (solvente en blanco, n = 64; números en azul en la Tabla Suplementaria S2) y sirven como controles positivos después de la adición del agonista (solvente en blanco + agonista, n = 64; números en magenta), respectivamente. Además, σ c- y σc+ representan sus correspondientes desviaciones estándar (DE).
  6. Seleccione manualmente las moléculas de impacto de los mapas de calor en la "plataforma de datos HTS en línea" y calcule el porcentaje normalizado de activación (NPA) y la actividad inhibitoria (Io) para los agonistas y los aciertos antagonistas utilizando la ecuación (2) y la ecuación (3):
    figure-protocol-2(2)
    figure-protocol-3(3)

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Resultados

Se utilizó una placa de fármaco interna (SAC2-34-6170) compuesta por 320 moléculas pequeñas aleatorias para demostrar este ensayo HTS como ejemplo. El HTS tuvo una excelente calidad de ensayo con un factor Z' de 0,7 (Tabla 1). Este factor Z' refleja la calidad del ensayo independientemente de los compuestos probados34. Un factor Z′ de 0,5 o superior indica un buen rango dinámico de señal de ensayo entre las RFU de los controles positivos y negativos. Los ensa...

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Discusión

El objetivo de HTS es identificar moléculas de impacto a través de la detección de un número masivo de moléculas pequeñas. Por lo tanto, los resultados de este ejemplo solo representan una pequeña parte de un experimento HTS convencional. Además, las moléculas de éxito identificadas deben validarse en ensayos posteriores, como un ensayo dependiente de la dosis en la misma línea celular recombinante y en una línea celular CHO-K1 que lleve solo el vector vacío, que se puede realizar simultáneamente para salvar moléculas pe...

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Divulgaciones

Los autores no tienen ningún conflicto de intereses que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por el Premio de Salud y Bienestar Animal USDA-NIFA-AFRI (número de premio 2022-67015-36336, PVP [Director del proyecto]) y de fondos competitivos del Programa de Subvenciones para Enfermedades de Vectores de Insectos de Investigación de Texas A&M AgriLife (FY'22-23) a P.V.P. El grupo de profesores A.W.E.S.O.M.E. de la Facultad de Agricultura y Ciencias de la Vida, TAMU, es reconocido por su ayuda en la edición del manuscrito. La Tabla Suplementaria S2 contiene datos de una biblioteca interna, aleatoria y de moléculas pequeñas obtenida del laboratorio del Dr. James Sacchettini en la Universidad de Texas A&M y Texas A&M AgriLife Research.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
0,25% tripsina-EDTAGibco Invitrogen15050-065con rojo fenol
0,4% azul tripanoMilliporeSigmaT8154líquido, estéril
Tubos de microcentrífuga de 1,5 mLThermo FisherAM12400RNasa Pipeta
serológica de 5 mLCorning29443-045Corning Costar Stripette envuelta individualmente 
Pipeta serológica de 10 mLCorning29443-047Corning Costar Stripette envuelta individualmente 
Tubos cónicos de 15 mLFalcon352196estériles
20 y micro; L puntas de filtroUSA Scientifc Inc.P1121estéril, barrera
25 mL pipeta serológicaCorning29443-049Corning Costar Stripette envuelta individualmente 
Tubos cónicos de 50 mLCorning430828graduados, estériles
150 mL reservior auto-friendlyIntegra Bioscience6317estéril, envuelto individualmente para la siembra de células en el día 1
150 mL auto-friendly reserviorIntegra Bioscience6318estéril, apilado, para cargar colorante en el día 2
384/ 12.5 µ L puntas de baja retenciónIntegra Bioscience6405largo, filtro estéril
384/ 12.5 µ Puntasen L Integra Bioscience6404largo, filtro estéril
placa de 384 pocillosGreiner781091CELLSTAR, poliestireno transparente y micro; Transparente, Negro/Plano
Sellos de placa de aluminioAxygen ScientificPCR-AS-200base de poliéster
Envoltura de papel de aluminioWalmart
Biosafty cabinet IINuAireNU-540-300
Contador de celdasNexcelomAutoT4
portaobjetos de conteo de célulasNexcelomSD-10020 µ Cámara L
CO2 incubadora humidificadaThermo FisherForma Series II
lámpara de escritorioSunvaleeyTEKRS1000B
DimetilsulfóxidoMilliporeSigma276855anhydous, >99.9%
Placa de drogasCorning3680
Solución salina tamponada con fosfato de DulbeccoCorning21-031- CVDPBS, 1x sin calcio y magnesio
EtanolKoptec2000
F-12K Mezcla de nutrientes Corning45000-354(Kaighn's Mod.) con L-glutamina
Suero fetal bovinoEquitech-BioSFBU30
Kit de ensayo de calcio fluorescenteENZO LifescienceENZ-5101710x96
pruebas Sulfato G418Gibco Invitrogen10131-027Antibiótico selectivo de genética 50 mg/mL
Tampón de HankMilliporeSigma55037CHBSS modificado, con calcio, con magnesio, sin fenol leer
Tampón HEPESGibco Invitrogen15630-0801 Molar
HTS PlateformCDD vault https://www.collaborativedrug.com/
Sistema de manipulación de líquidosIntegra BioscienceViaflo384/12.5 µ L
Centrífuga de placasThermo FisherSorvall ST8
Lector de placasTecnología BMGClariostar
Poly-D-lisinaMilliporeSigmaP6407
Rhimi-K-1 péptido agonista Genscriptpedido personalizadoQFSPWGamida
T-75 matrazFalcon353136
sin a

Referencias

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