Recolección de parásitos de peces isópodos gnatíidos marinos con trampas de luz

Los crustáceos parásitos son importantes en la ecología y las historias de vida de los peces de arrecife. La biomasa y la energía que eliminan de sus huéspedes son considerables e influyen en el comportamiento, la fisiología y la supervivencia¹. Los crustáceos isópodos gnatíidos representan el grupo más prominente de parásitos de peces en los sistemas de arrecifes tropicales y subtropicales, donde son abundantes y diversos ^2,3 y son el alimento principal de los peces limpiadores ^4,5. Los gnatíidos son generalmente de 1-3 mm de tamaño. Tienen historias de vida inusuales en las que solo las tres etapas juveniles se alimentan de la sangre y los fluidos corporales de los peces ^6,7. Son más activos por la noche^8,9, y aunque la visión parece desempeñar algún papel, la búsqueda de huéspedes 10 depende en gran medida de las señales olfativas para encontrar huéspedes^11,12. Cada una de las tres etapas de alimentación juvenil se alimenta de un solo pez huésped, con cada alimento separado por una fase de muda. Después de la alimentación final, las larvas de la tercera etapa se metamorfosean en adultos que no se alimentan, que se reproducen y luego mueren. Dado que la alimentación requiere solo una breve asociación con el huésped, mientras que cada intervalo entre alimentaciones dura días, los gnatíidos pasan la mayor parte de su vida viviendo libremente en el bentos.

Los gnatíidos impactan a los huéspedes de múltiples maneras¹. Además de su papel como impulsores de las interacciones entre peces más limpios y clientes 13,14,15, los gnatíidos pueden aumentar los niveles de cortisol y disminuir el hematocrito en peces adultos^{huéspedes 16} y en grandes cantidades^, incluso pueden causar la muerte ¹⁷. Para los peces juveniles, incluso un solo gnatiido puede ser fatal^18,19,20, e incluso si el pez sobrevive, su capacidad para competir por el espacio y escapar de los depredadores se ve comprometida^20,21,22. Evitar los gnatíidos puede incluso constituir uno de los beneficios de la migración nocturna en algunos peces de arrecife²³.

Además de los peces más limpios, las poblaciones de gnatíidos pueden verse afectadas por otros peces microcarnívoros²⁴, así como por los corales^25,26. El calentamiento del océano y la pérdida asociada de corales vivos parecen tener impactos opuestos en los gnatíidos^27,28,29.

Dada su clara importancia ecológica y la probable influencia del cambio ambiental antropogénico en sus poblaciones, hay razones de peso para incluirlos en los estudios ecológicos de los arrecifes de coral. Sin embargo, su historia de vida única y el pequeño número de investigadores que los estudian crean una barrera para el desarrollo, la implementación y la difusión de métodos de muestreo confiables y reproducibles para recolectarlos para la investigación.

Las trampas de luz se han utilizado durante mucho tiempo para recolectar pequeños organismos marinos por la noche^30,31. Aprovechan y se basan en el hecho de que muchos organismos nocturnos activos, incluidos los artrópodos, se sienten atraídos por la luz. Tradicionalmente se han utilizado para recolectar organismos planctónicos en la columna de agua³⁰. Sin embargo, los principios básicos se pueden aplicar a la recolección de organismos que nadan libremente y que están activos cerca del bentos. Aquí presentamos un método de captura de luz adaptado para recolectar etapas de vida libre de isópodos gnatíidos cerca del fondo del océano en entornos remotos de arrecifes de coral como Filipinas. Para recolectar en áreas remotas, estas trampas de luz (Figura 1) ofrecen algunas ventajas sobre otros métodos desarrollados para recolectar estos organismos³². Son altamente portátiles y duraderos, requiriendo solo tres partes, que son fáciles de obtener y económicas. También son de flotabilidad negativa, ya que cuando se despliegan, están completamente llenos de agua de mar. Debido a que dependen de la luz para la atracción, solo son efectivos por la noche para recolectar especies nocturnamente activas. También atraen más que las especies objetivo, lo que requiere la clasificación de las muestras bajo un alcance de disección para obtener los organismos objetivo. Hasta ahora, nuestro equipo y colaboradores han utilizado tres métodos para recolectar gnatíidos en sistemas de arrecifes de coral en todo el mundo³². Estos incluyen trampas de emergencia, trampas vivas cebadas para peces y trampas ligeras, cada una con ventajas y limitaciones.

La recolección de muestras fue autorizada por el Departamento de Agricultura-Oficina de Pesca y Recursos Acuáticos (0154-18 DA-BFAR) de conformidad con las leyes y reglamentos filipinos (LR Nº 9147; FAO 233) y aprobado por el comité de ética animal de la Universidad de Silliman (SU).

1. Trampas de luz

1. Construcción
   1. Construya trampas de luz a partir de tubos comerciales de cloruro de polivinilo (PVC) diseñados originalmente para plomería. Utilice PVC de 10-15 cm de diámetro cortado a 30-40 cm de longitud (Figura 1).
   2. En ambos extremos de los tubos, agregue "tapas" de PVC con un embudo de acrílico transparente insertado en el centro de la abertura y pegue en su lugar con pegamento epoxi transparente (Figura 1). Deja que se seque.
   3. Asegúrese de que un extremo del tubo tenga una tapa atornillable o extraíble y que ambos extremos sean herméticos cuando la trampa esté "cerrada" (por ejemplo, con la adición de una junta tórica).
2. Fuente de luz
   1. Antes del despliegue, encienda una luz/antorcha subacuática (consulte la Tabla de materiales) y colóquela en el tubo, frente a uno de los embudos transparentes, de modo que la luz de la antorcha subacuática ilumine el área frente a un lado del tubo. Si es necesario, se pueden usar barras luminosas químicas en lugar de antorchas submarinas, aunque su intensidad de luz es menor.
      NOTA: La luz atrae a una variedad de pequeños organismos nocturnos³¹, incluyendo gnatíidos, y los impulsa a nadar en el tubo a través del embudo transparente. Una vez que han entrado en el tubo, no pueden escapar debido a la geometría de la trampa de luz (pequeña abertura del embudo) y la presencia continua de una fuente de luz.
3. Colocación
   1. Cuando esté en el agua en el sitio de despliegue, llene las trampas de luz, con la luz encendida, con agua de mar, y asegure ambos extremos. Para asegurarse de que la antorcha no esté por debajo o bloqueando la punta del embudo, incline la "parte delantera" del tubo hacia arriba para permitir que la antorcha se deslice hacia atrás lejos del embudo.
   2. Coloque trampas en el fondo marino, en la arena o los escombros, junto a cabezas de coral u otras estructuras complejas conocidas por atraer peces. Enfoca el cono de luz "hacia adentro", hacia áreas donde los peces se agregan.
      NOTA: En aguas poco profundas, las trampas se pueden colocar buceando con la respiración. Una implementación más profunda requiere buceo.
4. Recuperación
   1. Inmediatamente antes de recuperar la trampa, selle las aberturas de ambos embudos (en cada extremo del tubo) con un trozo de arcilla para modelar o sellado de tapón de goma, manteniendo toda el agua de mar y los organismos contenidos dentro.
      NOTA: Los organismos permanecerán en la trampa una vez que las baterías de las luces hayan expirado y la luz ya no esté iluminada. Esto proporciona flexibilidad cuando se recuperan las trampas ("tiempo de remojo"). Los factores a considerar al decidir sobre el tiempo de remojo se presentan a continuación (ver Discusión).
5. Transporte
   1. Una vez que las trampas hayan sido recuperadas del fondo, llévelas a un bote o nade hasta la orilla.
   2. Mantenga las trampas cerca de la temperatura ambiente del agua de mar una vez que se retire del océano.
   3. Transpórelos al laboratorio para su procesamiento lo antes posible, ya que no se realizará ningún intercambio de gas o agua una vez retirados del océano.

2 Procesamiento de laboratorio

1. Almacenamiento y filtrado de las muestras
   1. Una vez que las trampas de luz se retiren del océano y se devuelvan al laboratorio, vacíe su contenido en cubos con agua de mar fresca.
   2. Agregue aireación para mantener vivos los organismos hasta que se filtren.
   3. Filtre el contenido del cubo vertiendo a través de un embudo forrado con malla de plancton de 50-100 μm, luego vacíe el contenido en un recipiente de 100 ml de agua de mar fresca.
   4. Use una pipeta para extraer de este recipiente más pequeño para colocar alícuotas de la muestra en una placa de Petri para microscopía. Repita hasta que se haya procesado toda la muestra.
2. Identificación y cría de isópodos gnatíidos
   1. Debido a que las muestras de trampa de luz atraen a múltiples especies de pequeños invertebrados, examine cuidadosamente las muestras para identificar y eliminar los isópodos gnatíidos. El aumento de 10-20x es lo mejor para esta tarea (Figura 2).
      NOTA: La identificación de gnatíidos a nivel familiar no requiere especímenes vivos. Sin embargo, los gnatíidos adultos, que rara vez son capturados en trampas ligeras, son necesarios para la identificación morfológica de especies y la cría (véase la referencia ^1,3,9 para una metodología para la cría y cría de gnatíidos en cautividad).
   2. En los casos en que los gnatíidos necesitan mantenerse vivos para la cría, retírelos suavemente con una pipeta y colóquelos en pequeños recipientes de plástico con agua de mar fresca.

Para el muestreo en el centro de Filipinas, se utilizó el diseño de la trampa delineada (Figura 1). Cuando se colocaron 36 trampas durante la noche (en un sitio), se recolectaron de 1 a 1343 gnatíidos por trampa (275 ± 54). Estos incluyeron etapas juveniles alimentadas y no alimentadas (Figura 2; Tabla 1, 2). Estos resultados demuestran la efectividad de las trampas de luz para recolectar isópodos gnatíidos en las condiciones de estudio. La figura 3 muestra la colocación de la trampa bajo el agua.

Este método para la recolección de gnatíidos es efectivo y suficientemente flexible para varios sitios de campo y preguntas científicas. Por ejemplo, la referencia29 utilizó trampas de luz para cuantificar los efectos de la cobertura de coral y la biomasa de peces en la abundancia de gnatíidos (Figura 4), y la referencia33 utilizó trampas similares para cuantificar los efectos de los huracanes en los haplotipos genéticos (Figura 5). Mientras que otras técnicas han sido desarrolladas y utilizadas para recolectar gnatíidos32, esta técnica es particularmente eficiente (Tabla 3). Las trampas de emergencia, "tiendas de campaña" hechas de malla de plancton32 requieren grandes plataformas para transportar, son difíciles de desplegar y se rasgan fácilmente, lo que requiere una reparación continua. Además, rara vez recolectan etapas juveniles alimentadas. Las trampas cebadas con peces vivos32 (necesarias porque los gnatíidos no se alimentan de peces muertos), requieren la captura y el alojamiento de peces vivos. Esto hace que su uso sea más difícil en lugares remotos. Además, su efectividad se basa en señales olfativas11,12, que están influenciadas por el tamaño de los peces, el tamaño de las aberturas de la trampa y las corrientes de agua. Tienden a recolectar menos gnatíidos, son más difíciles de recuperar que las trampas de luz y solo recolectan etapas alimentadas.

Figura 1: Tubos de PVC trampa de luz. Derecha: vista superior, con el embudo translúcido pegado en el tubo con pegamento acrílico, visible. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2: Un isópodo gnatíido en una placa de Petri después de la captura. Tenga en cuenta el fluido corporal transparente del pez y la sangre de pescado rojo pardusco en el intestino del gnathiid. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3: Una trampa de luz modificada (primer plano) en la que la luz se dirige hacia abajo. Este diseño se puede utilizar en condiciones de mar tranquilo para tomar muestras más directamente del sustrato debajo de la trampa. Las trampas de emergencia se muestran en el fondo. Esta cifra se reproduce con permiso de la referencia32. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4: Diagramas de caja que muestran diferencias en la distribución. Diagramas de caja que muestran diferencias en la distribución (A) de la abundancia de gnatíidos en la primera etapa, (B) la hiperabundancia en la primera etapa, (C) la abundancia total y (D) el volumen sanguíneo extraído por biomasa de peces. El tamaño de la muestra para cada subgrupo se muestra entre paréntesis debajo de la media de cada subgrupo. Los cuadros muestran los bordes del primer y tercer cuartil, mientras que los bigotes muestran el tercer cuartil más 1,5 veces el rango del intercuartílico. Para (C), las bisagras son una aproximación del intervalo de confianza del 95%. Las diferencias observadas en (A), (B) y (C) son significativas; véase el apéndice S1: cuadro S7 en la referencia29. Esta cifra se reproduce con permiso de la referencia29. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 5: Redes de haplotipos que representan la diversidad genética de Gnathia marleyi y su distribución espacial antes y después de los huracanes de 2017. Los conjuntos de datos anteriores y posteriores a los huracanes se indican en los paneles I y II, respectivamente. Los haplotipos encontrados en los conjuntos de datos anteriores y posteriores al huracán se indican mediante el número de haplotipo. Los haplogrupos A, B y C se indican mediante cuadros discontinuos. Esta figura se reproduce con permiso de la referencia33. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Tabla 1: Estadísticas resumidas para los recuentos de gnatíidos de 36 trampas de luz desplegadas por buceo de retención de la respiración durante la noche en el arrecife de coral de Bantayan, Filipinas, de julio a septiembre de 2017. El valor numérico en la columna Live se refiere a los gnathiids de la trampa de luz que estaban vivos en el momento del conteo, la columna Dead se refiere a los gnathiids que estaban muertos, y la columna Total es la suma total de los recuentos de gnathiid muertos y vivos.

Tabla 2: Estadísticas resumidas para los recuentos de gnatíidos de trampas de luz desplegadas durante 3 horas en el arrecife de coral de Bantayan, provincia de Negros Oriental, Filipinas, de julio a agosto de 2022.

Tabla 3: Se comparó el desempeño de diferentes diseños de trampas, incluidas las trampas de luz, en el Caribe. Las estimaciones de la mediana del recuento por muestra y los intervalos de confianza del 95% para cada diseño de trampa se evaluaron en la comparación de trampas múltiples. Las estimaciones se derivaron de 10.000 iteraciones de arranque con reemplazo de los 26 recuentos de muestras para cada tipo de trampa. Esta tabla está adaptada con permiso de la referencia32.

Los autores declaran que no hay que hacer ninguna divulgación.