Artículo de método

Trazabilidad de lípidos de novo mediante el marcaje de isótopos estables LC-TIMS-TOF MS/MS

2.8K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/65590

⸱

23 de agosto de 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Deparment of Chemistry and Biochemistry, Florida International University, 2Bruker Daltonics Inc., 3Institute of Parasitology, Biology Centre CAS, 4Department of Biological Sciences, Florida International University, 5Department of Parasitology, University of South Bohemia, 6Biomolecular Sciences Institute, Florida International University

En este artículo

Resumen

Aquí se presenta un método para el cribado de estructuras lipídicas mediante el marcaje de isótopos estables mediante el uso de su tiempo de retención, movilidad y fragmentación.

Resumen

Los lípidos son muy diversos, y pequeños cambios en las estructuras y composición de los lípidos pueden tener efectos profundos en las funciones biológicas críticas. El marcaje de isótopos estables (SIL) ofrece varias ventajas para el estudio de la distribución, movilización y metabolismo de los lípidos, así como para la síntesis de lípidos de novo . La implementación exitosa de la técnica SIL requiere la eliminación de las interferencias de las moléculas endógenas. En el presente trabajo, describimos un protocolo analítico de alto rendimiento para el cribado de lípidos SIL a partir de muestras biológicas; Se mostrarán ejemplos de identificación de lípidos de novo durante el desarrollo del ovario del mosquito. El uso de cromatografía líquida complementaria, espectrometría de movilidad de iones atrapados y espectrometría de masas permite la separación y asignación de lípidos a partir de una sola muestra en un solo escaneo (<1 h). El enfoque descrito aprovecha los desarrollos recientes en la adquisición dependiente de datos y la adquisición independiente de datos, utilizando la acumulación paralela en la trampa de movilidad seguida de fragmentación secuencial y disociación inducida por colisiones. La medición del SIL a nivel de la cadena de ácidos grasos revela cambios en la dinámica lipídica durante el desarrollo ovárico de los mosquitos. Las estructuras de novo de lípidos se asignan con confianza en función de su tiempo de retención, movilidad y patrón de fragmentación.

Introducción

Al analizar datos de lípidos, el marcaje de isótopos estables (SIL) es un método eficaz para evaluar las vías metabólicas en los organismos vivos. En este método, los átomos dentro de un analito son reemplazados por isótopos estables que contienen 13C o 2H. Estos isótopos se incorporan a los precursores, que luego se incrustan dentro de los ácidos grasos, marcando las áreas en las que residen. Con estos isótopos, se puede identificar la distribución y el metabolismo de los lípidos, ya que contrastarán con el fondo no marcado1. Las plataformas comunes de espectrometría de masas no son capaces de distinguir la señal procedente de las moléculas endógenas2. El éxito de SIL requiere el uso de herramientas analíticas de ultra alta resolución. La cromatografía líquida acoplada a la espectrometría de masas en tándem de alta resolución, de alta resolución, de concentración paralela, de fragmentación secuencial, de tiempo de vuelo (LC-TIMS-PASEF-TOF-MS/MS) permite la separación de especies marcadas y no marcadas2. La ventaja del análisis LC-TIMS-PASEF-TOF-MS/MS es que la señal de MS puede ser filtrada por el tiempo de retención (RT) y la movilidad, reduciendo así las posibles interferencias de las moléculas endógenas, así como la cuantificación y separación de todas las especies deseadas2. En TIMS, un ion se mantiene primero estacionario contra una fase móvil de gas y posteriormente se libera de acuerdo con su movilidad. Esto proporciona mobilogramas de alta resolución mientras funciona a un voltaje más bajo que la instrumentación IMS anterior3. Los mobilogramas son gráficos de masa a cargar frente a tiempo de deriva que se pueden utilizar para distinguir entre compuestos en función de su tiempo de deriva y la cantidad de superposición4.

Mediante el uso de una técnica PASEF adicional, la velocidad de secuenciación aumenta considerablemente sin sacrificar la sensibilidad5. La teoría PASEF implica la acumulación de iones seguida de su liberación secuencial en el orden de su movilidad. Esto se hace acumulando iones en alineación paralela a su movilidad. La acumulación de esta manera evita la pérdida de iones. Además, la selección de iones precursores se produce simultáneamente con la acumulación y liberación de los iones. Con este método, PASEF selecciona múltiples precursores en serie durante cada exploración TIMS, en lugar de los precursores individuales por exploración típicos de un instrumento TIMS que no utiliza PASEF. Cuando los iones precursores se acumulan simultáneamente y se liberan en picos de 2 ms dentro de un escaneo TIMS de aproximadamente 100 ms por trama, la señal se amplifica en más de un orden de magnitud, aumentando así la relación señal-ruido3. La adición de PASEF al TIMS aumenta la eficiencia del MS/MS. Dado que el TIMS-PASEF está acoplado con MS/MS, es posible una fragmentación más eficiente. A diferencia de la detección convencional de MS/MS, la señal precursora se comprime desde el TIMS-PASEF, y los iones fragmentados se detectan simultáneamente con el tiempo de elución de TIMS y la posición de movilidad iónica del precursor3.

Al adquirir datos de un espectrómetro de masas, hay opciones en el modo de escaneo deseado. La adquisición dependiente de datos (DDA) selecciona los iones precursores del escaneo MS1 en función de sus abundancias, antes de fragmentarlos y realizar el escaneo MS2. Este modo de escaneo fragmenta tantos precursores como sea posible. El enfoque DDA es específico y los resultados dependerán de la selección de iones3. Sin embargo, DDA-PASEF a menudo tiene problemas en la reproducibilidad entre réplicas. Si bien el DDA es una gran herramienta en un análisis enfocado, las mezclas complejas tienen mayor dificultad en su adquisición de datos6. Esto se debe a que solo se puede monitorear una pequeña cantidad de iones simultáneamente3. La adquisición independiente de datos (DIA) es un método en el que las ventanas preseleccionadas de m/z se fragmentan independientemente de su intensidad, y todas se escanean dentro del rango7. Con este modo de escaneo, se transmiten nubes iónicas completas desde el IMS al espectrómetro de masas3. En los estudios de proteómica, esto da como resultado que se cuantifiquen mayores cantidades de proteínas en un período de tiempo más corto en comparación con el DDA. Además, DIA omite menos valores m/z en comparación con DDA. Por lo tanto, esta alternativa ha mostrado grandes mejoras en la reproducibilidad de los datos en la relación señal/ruido y una mejor cuantificación que el DDA. En el presente trabajo, nuestro objetivo es implementar DIA al método reportado por Tose et al.2. Mejoramos la reproducibilidad y la intensidad de las señales, proporcionando información adicional y más concluyente sobre la movilización, distribución y metabolismo de los lípidos SIL en muestras biológicas aprovechando la adquisición de DDA y DIA.

Protocolo

1. Preparación de la muestra

  1. Disección de insectos
    1. Diseccionar los ovarios del mosquito Aedes aegypti cuando tienen 7 días de edad en una solución salina tamponada con fosfato utilizando microagujas.
    2. Recoja ocho ovarios de la solución salina tamponada con fosfato utilizando microagujas y almacene en tubos de microcentrífuga de 1,5 ml a -80 °C.
    3. Recolectar ovarios en réplicas biológicas.
  2. Extracción de lípidos
    1. Añadir 10 μL de patrón interno (ISTD) en los ocho ovarios recolectados en una concentración de 1 ppm. El ISTD es una mezcla lipídica marcada con siete deuterios de 1-pentadecanoil-2-oleoil-sn-glicero-3-fosfocolina-D7 (15:0-18:1 (D7) PC), lisofosfatidilcolina-D7 (18:1 (D7) Lyso PC), 1-pentadecanoil-2-octadecenoil-glicero-3-fosfoetanolamina-D7 (15:0-18:1 (D7) PE), 1-oleoil-2-hidroxi-sn-glicero-3-fosfoetanolamina-D7 (18:1 (D7) Lyso PE), 1-pentadecanoil-2-oleoil-sn-glicero-3-fosfoinositol-D7 (15:0-18:1 (D7) PI), 1-pentadecanoil-2-oleoil-sn-glicero-3-fosfo-L-serina-D7 ( 15:0-18:1 (D7) PS), 1,2-dipentadecanoyl-3-octadecenoyl-sn-glicerol (15:0-18:1-15:0 (D7) TAG), 1-pentadecanoyl-2-octadecenoyl)-sn-glicerol-D7 (15:0-18:1 (D7) DAG), 2-octadecenoyl-sn-glicerol-D7 (18:1 MAG (D7)), oleato de colesterol-D7 (18:1 (D7) Chol Ester).
    2. Espere hasta que se seque a temperatura ambiente. Añadir 100 μL de butanol/metanol y 3 μL de butilhidroxitolueno. Homogeneizar manualmente durante 10 s con morteros de polipropileno de 1,5 mL.
    3. Enjuagar el mortero con 200 μL de butanol/metanol y combinar con la solución homogeneizada.
    4. Sonicar el tubo de la microcentrífuga a temperatura ambiente y a potencia media durante 30 min.
    5. Tubos de centrífuga a 1600 x g durante 10 min a 20 °C. Transfiera el sobrenadante a un vial de muestreador automático con 300 μL de insertos de vidrio silanizado.

2. Configuración del instrumento

  1. Preparación de la fase móvil
    1. Prepare la fase móvil con una composición de 30:40:30 (fase móvil A) y 10:5:85 (fase móvil B) utilizando acetonitrilo, agua e isopropanol como proporción respectiva. En ambas fases móviles, añadir 10 mmol/L de formiato de amonio en agua y 0,1% de ácido fórmico para crear una condición tampón.
    2. Pesar 3,15 g de formiato de amonio en 10 ml de agua. Añadir 500 μL de esta solución en 12,5 mL de agua. En secuencia, se coloca en un matraz aforado de 250 ml y se llena con isopropanol hasta aproximadamente 2/3 del matraz. Mezclar remolando.
    3. Agregue 250 μL de ácido fórmico (85%), llene con 25 mL de acetonitrilo e isopropanol a la línea de llenado de 250 mL y mezcle.
  2. En el sistema MS, en el lado izquierdo de la pantalla en la configuración de MS, determine el rango de masa seleccionando 50 como mínimo y 1850 como la configuración de escaneo máximo.
    1. Seleccione Polaridad como modo de iones positivos. Seleccione el modo de escaneo como DIA-PASEF. Para ello, seleccione Ajustar y abrir el método de análisis de un método DDA anterior con los siguientes parámetros LC.
      1. Para la separación de gradientes:
        Inyección de muestra: 0% B, tiempo de retención 1 min.
        Aumente a 55% B, mantenga presionado hasta 6.4 min.
        Aumentar a 65% B, mantener hasta 24 min.
        Aumente a 88% B, mantenga hasta 40.8 min.
        Aumente a 95% B, mantenga hasta 48.1 min.
        Disminuya a 35% B, mantenga hasta 56 min.
        Disminuya a 0% B, mantenga hasta 60 min.
      2. Para condiciones de HPLC:
        Volumen de inyección: 5 μL
        Tasa de disolvente: 0,25 mL/min
        Tiempo total de ejecución: 60 min, de los cuales 5 min son para preacondicionar la columna.
      3. Prepare el cromatógrafo de líquidos insertando la columna en el cromatógrafo de líquidos. Ejecute un espacio en blanco para limpiar la columna y probar si hay fugas. Esto se puede ver en que el instrumento no mantiene la presión o el flujo.
  3. Para crear un nuevo método, realice los pasos que se describen a continuación (Figura 1 y Figura 2).
    1. Abra el software y haga clic en Conectar todos los instrumentos. Si la conexión es exitosa, el sistema LC emitirá un pitido y la pantalla de control mostrará HyStar en el cuadro de estado sin ningún mensaje de error.
    2. Haga clic en la pestaña Adquisición . En el Navegador de tablas de muestra, busque el menú desplegable de etiquetas y seleccione un método anterior.
    3. Duplique la tabla de muestra más reciente. Haga clic en Guardar como... y guarde la nueva lista de muestra con el formato: YYYYMMDD_LIP_C30_(XXXX) donde (XXXX) es un breve descriptor del análisis.
    4. Haga clic derecho en el método de separación y haga clic en Editar método. Haga clic en Editar método de módulo.
    5. Haga clic en Descargar. Si se realiza correctamente, aparecerá la descarga correcta. Cierre la pantalla sin guardar el método.
    6. En la configuración de MS, vaya a la configuración de TIMS, seleccione el 1/k0 que comienza en 0.70 y el final de 1/k0 en 1.85. Establezca el tiempo de rampa en 150 ms. Con esto, el ciclo de trabajo y la velocidad de rampa se ajustan automáticamente.
    7. En la ventana inferior, seleccione la pestaña Origen . Seleccione el tipo de fuente como ESI y ajuste el desplazamiento de la placa final a 800 V y el capilar a 4500 V. Verifique la caja del nebulizador y ajuste la presión a 4.0 bar. Ajuste el gas seco a 4,0 L/min y la temperatura seca a 250 °C.
    8. A la derecha de la pestaña de origen, seleccione la pestaña Optimización. Haga clic en la pestaña Sub general y, en el encabezado de transferencia, asegúrese de que se cumplan los siguientes parámetros:
      Deflexión 1 delta: 70 V
      Embudo 1 RF: 250 vpp
      Energía isCID: 0 eV
      Embudo 2 RF: 250 vpp
      RF multipolar: 500 vpp.
      1. En el encabezado de la celda de colisión, asegúrese de los siguientes parámetros:
        Energía de colisión: 6,0 eV
        Colisión RF: 1200 vpp.
      2. En el encabezado de cuadrupolo, asegúrese de que se cumplan los siguientes parámetros:
        Energía iónica: 6 eV
        Masa baja: 250 m/z.
      3. En la pestaña pre-TOF de foco, asegúrese de los siguientes parámetros:
        Tiempo de transferencia: 45 μs
        Almacenamiento previo al pulso: 5,0 μs.
    9. Haga clic en la subpestaña Procesamiento . La detección de picos en espectros de masas garantiza los siguientes parámetros:
      Umbral absoluto: 667
      Umbral absoluto (por 100 ms de AccuTime): 445.
      1. En la detección de picos de movilidad, asegúrese de que se cumplan los siguientes parámetros:
        Umbral absoluto: 30,00.
    10. Haga clic en la subpestaña TIMS . En la pestaña de desplazamientos, asegúrese de que se cumplan los siguientes parámetros:
      Δt1: -20 V
      Δt2: -150 V
      Δt3: 70 V
      Δt4: 150 V
      Δt5: 0 V
      Δt6: 150 V
      Célula de colisión: 300 V.
    11. A la derecha de la pestaña de ajuste, haga clic en la pestaña MS/MS . En la pestaña de iones precursores, asegúrese de que se cumplan los siguientes parámetros:
      Número de rampas PASEF: 8
      Carga mínima: 1
      Carga máxima:1.
      1. En la pestaña Programación, haga clic en Avanzado y asegúrese de que se cumplan los siguientes parámetros:
        Intensidades: 0,1500, 5000, 10000
        Repetición: 1, 10, 5, 1
        Umbral de intensidad: 1500.
      2. En la pestaña de exclusión activa, asegúrese de los siguientes parámetros:
        Marca de verificación de exclusión activa
        Liberación después: 0.4 min.
      3. En los ajustes de energía de colisión, asegúrese de que se cumplan los siguientes parámetros:
        K0 (V-s/cm3): 0,70, 1,60
        Energía de colisión (eV): 20,00, 35,00.
      4. En la configuración de ancho de aislamiento, asegúrese de que se cumplan los siguientes parámetros:
        Masa (m/z): 622, 1222
        Ancho (m/z): 1.00 2.50.
    12. Configuración de DIA -PASEF: Seleccione DIA-PASEF en el modo de escaneo de configuración de MS a la izquierda. En la pestaña MS/MS, seleccione Editor de ventanas. Aquí, asegúrese de los siguientes parámetros (Figura 3):
      Configuración de la ventana: Anchura de la masa: 50 Da; Superposición de masas: 0,0 Da; Calcular a partir del polígono: pasos de masa; Número de ventanas de movilidad: 1.

3. Calibración

  1. Calibración del instrumento (Figura 4)
    1. En la subpestaña Calibración , haga clic en m/z, seleccione Mezcla de afinación en el cuadro desplegable y haga clic en Calibrar en la esquina inferior derecha.
    2. Continúe haciendo clic en Calibrar hasta que se alcance una puntuación del 100%.
    3. Ahora seleccione la pestaña Movilidad y siga los mismos pasos que los anteriores hasta alcanzar la puntuación de calibración del 100%.
  2. Curva de calibración
    1. Mezcla patrón interna de lípidos Spike con 10 μL de mezcla estándar interna deuterada.
      Utilice siete puntos de calibración de 0,1 a 500 ng/ml de mezcla patrón con 10 μL de la mezcla patrón interna deuterada.
    2. Anote manualmente las cadenas de ácidos grasos en función de los patrones PASEF MS/MS ya descritos en2.
  3. Eficiencia del etiquetado SIL
    1. Calcule la relación entre el área del SIL que contiene isótopos y el área de los isótopos que no contienen SIL.
    2. Calcule el patrón teórico determinando la probabilidad de encontrar un átomo marcado en cualquier sitio.
    3. Calcule el enriquecimiento de SIL ajustando los perfiles de isótopos experimentales con el patrón teórico simulado en el software de análisis de datos.
  4. Iniciando la carrera
    1. Active el horno de columna haciendo clic en el botón Termómetro . Active las bombas haciendo clic en el botón Válvula .
    2. Establezca MS method en el método guardado anteriormente. Verifique que el volumen de inyección sea de 5 μL y que la línea 1 se dirija al vial 20:1.
    3. Asegúrese de que el vial 20:1 tenga un 50% de IPA/ACN. Guarde la lista de muestras.
    4. Inicie la secuencia y verifique que se haya realizado una inyección exitosa (confirmada por un mensaje que se muestra en el sistema que indica inyectado).
    5. Copie la línea 1 y péguela a continuación para generar una nueva línea. Rellene la línea 2 con muestras en función del experimento actual. Asegúrese de que se utiliza la posición correcta en el muestreador automático.
    6. Si la fase móvil es fresca, realice primero la prueba de forma máxima inyectando los estándares de mezcla de lípidos del fabricante. Comparar con los resultados anteriores. 2 Los patrones son una mezcla lipídica de 1-pentadecanoyl-2-oleoil-sn-glicero-3-fosfocolina (15:0-18:1 PC), lisofosfatidilcolina (18:1 Lyso PC), 1-pentadecanoil-2-octadecenoil-glicero-3-fosfoetanolamina (15:0-18:1 PE), 1-oleoil-2-hidroxi-sn-glicero-3-fosfoetanolamina (18:1 Lyso PE), 1-pentadecanoil-2-oleoil-sn-glicero-3-fosfoinositol (15:0-18:1 PI), 1-pentadecanoil-2-oleoil-sn-glicero-3-fosfo-L-serina (15:0-18:1 PS), 1,2- dipentadecanoil-3-octadecenoil-sn-glicerol (15:0-18:1-15:0 TAG), 1-pentadecanoil-2-octadecenoil)-sn-glicerol (15:0-18:1 DAG), 2-octadecenoil-sn-glicerol (18:1 MAG), oleato de colesterol (18:1 Chol Ester).
    7. Asegúrese de que las líneas nuevas tengan el método de separación correcto y no el método de preacondicionamiento utilizado en la línea 1. Asegúrese de que el método MS es correcto (método del día actual).
    8. Compruebe que se ha cargado el método de procesamiento correcto y que la opción Ejecutar proceso automatizado está habilitada.
    9. Guarde la lista de muestras para asegurarse de que las muestras se analizan una vez finalizada la ejecución actual.

4. Análisis de datos

  1. Software de análisis de datos abiertos (Figura 5). En la esquina superior izquierda, haga clic en el botón Archivo y seleccione Abrir...
  2. Seleccione los archivos de su elección. Haga clic con el botón derecho en el nombre del archivo y seleccione Propiedades.
    1. Seleccione el estado de calibración (Figura 6). En el cuadro desplegable, seleccione Calibración inicial para el espectrómetro de masas. Asegúrese de que todos los errores sean inferiores a 1 ppm.
    2. A continuación, seleccione Calibración de movilidad inicial y confirme que el error es inferior a 1 ppm.
    3. Haga clic con el botón derecho en Cromatograma y seleccione Editar cromatograma (Figura 6C). En Tipo, haga clic en el cuadro desplegable y seleccione Cromatograma iónico extraído (Figura 6D). En filtro, seleccione Todos los MS y con el modo de escaneo seleccione Todos. Esto es para ver los picos de la molécula de interés en lugar de solo sus fragmentos.
      1. Debajo de esto, hay dos opciones de filtro para la selección de moléculas: Masas o Fórmula. Si se selecciona Masas , se puede elegir el m/z teórico de las moléculas de interés. Para este caso, seleccione 829.7985 m/z. Si se selecciona Fórmula , se puede elegir la fórmula para la molécula, así como las formas iónicas de interés para el cromatograma. En este caso, seleccione amonio [M+NH4]. Esto se debe al tampón de amonio en la fase móvil que favorecerá la ionización en esta forma iónica (Figura 7).
      2. Para el ancho, seleccione ±1. Para la polaridad, asegúrese de que mantenga el modo positivo. En Movilidad , seleccione 1.455-1.465. Esto se hace para filtrar cualquier molécula que no se encuentre dentro de estos valores y aislar la molécula de interés.
  3. Una vez seleccionados los parámetros, haga clic en Agregar > en Aceptar en la parte superior derecha. Después de un corto período de tiempo, el software procesará las selecciones y generará un cromatograma.
  4. Haga clic con el botón derecho en la línea de base al comienzo del pico de interés y arrastre mientras lo mantiene presionado hasta el final del pico. Esta integración manual proporcionará un espectro de masa viva de fragmentos dentro de ese tiempo de retención.
  5. Mobilograma
    1. Haga clic con el botón derecho a la izquierda de la pantalla en Mobilogram y seleccione Editar Mobilograma (Figura 8). Aparecerá una ventana llamada Editar rastros de mobilograma. Siga los mismos pasos de C.e.i.1 a C.e.i.5 (Figura 9).
    2. En el tiempo de retención , introduzca el tiempo de retención del pico de interés. En este caso, 37.45-37.55 min.
    3. Una vez seleccionados los parámetros, haga clic en Agregar > en Aceptar en la parte superior derecha. Después de un corto período de tiempo, el software procesará las selecciones y generará un cromatograma.
  6. Para los iones extraídos, repita los pasos 4.2.3.1-4.3.2.2 hasta que se forme una lista de iones.
  7. En la parte inferior de la ventana de MS, seleccione Profile MS y Fragment MS. Esto permitirá una vista del espectro de iones a partir de un escaneo completo y PASEF.
    1. En la vista de espectro, haga clic con el botón derecho y seleccione Copiar espectros compuestos. Con los datos de espectro que aparecen a la derecha, uno puede encontrar más información sobre su compuesto, como la resolución, el poder de resolución, la intensidad y la relación señal/ruido (S/N; Figura 10).
  8. Tratamiento
    1. Para procesar los datos, integre manualmente el cromatograma y los picos de movilidad para obtener información valiosa sobre la molécula de interés (Figura 10).
    2. Haga clic con el botón derecho en Buscar y seleccione Integrar solo cromatograma o mobilograma (Figura 11). Haga clic con el botón izquierdo y resalte el pico deseado. Esta información incluye el tiempo de retención, el área, la relación S/N y la movilidad.

Resultados

El marcaje de isótopos estables facilita la visualización de los triglicéridos en los estudios de dinámica lipídica de los ovarios de las hembras de mosquito. En el dominio de movilidad 2D, el triglicérido 48:1 se muestra en una región con un tiempo de retención específico en relación con la movilidad 1/K0. La intensidad de los triglicéridos se puede visualizar mediante una línea azul más oscura. Otras manchas representan triglicéridos adicionales que se encuentran dentro del ovario. Los tiempos de retención y las movilidades varían debido a las diferencias de masas y estructuras, por lo que aparecen en diferentes áreas del gráfico. Estas diferencias son clave a la hora de distinguir entre los triglicéridos de una muestra (Figura 12A,B). La proyección del espectro de masa amplificado de la región muestra un ion triglicérido de 48:1 acoplado a un ion de amonio a 822 m/z. También se visualizan otros triglicéridos, como 50:2 y 52:3, pero en regiones m/z más altas debido a las diferencias en la estructura, el tamaño y la fragmentación (Figura 12C, D). En este ejemplo, nos interesaba analizar los isótopos marcados con deuterio. La región de TG 48:1 se amplificó aún más para visualizar los iones marcados isotópicamente. A medida que aumenta la cantidad de deuterio en el ion, la intensidad del pico disminuye. Esto sucede ya que hay menos ocurrencias de los iones marcados con alto contenido de deuterio. La relación m/z aumenta ligeramente con cada adición de deuterio debido a los aumentos de masa. Estas intensidades determinarán aún más la cantidad de cada isótopo presente en la muestra.

Al evaluar las intensidades de los fragmentos en el espectro de masas, se deben comparar los isótopos no marcados con los marcados con 2H (Figura 12E). En azul está la intensidad no etiquetada con las líneas negras discontinuas como intensidades teóricas. En rojo, se observan los resultados marcados con isótopos. Muestran intensidades mayores que las intensidades no etiquetadas y teóricas. El enriquecimiento de las especies con marcaje isotópico produce una mayor intensidad que las especies teóricas no marcadas. Las mayores intensidades permiten visualizar los triglicéridos debido a las discrepancias distritales. La fragmentación también desempeña un papel clave en la identificación de lípidos, ya que el PASEF proporcionará una mayor fragmentación en comparación con la exploración completa MS/MS. Esto se debe a que los ácidos grasos en las cadenas lipídicas pueden fragmentarse en diferentes patrones, por lo tanto, las líneas en los espectros muestran la intensidad de los fragmentos en función del proceso de fragmentación del triglicérido (Figura 12F). Esto proporciona información estructural sobre el ácido graso y ayuda a establecer qué isómero de una especie está presente. Al analizar los datos del método DIA, el número de fragmentos aumentará, lo que dará como resultado una mejor exploración MS/MS y una identificación superior a la de un método DDA típico.

figure-results-1
Figura 1: Pantalla de inicio típica del software. La pantalla de inicio permite la creación de métodos y el inicio del instrumento. (A) Pantalla de software que contiene los ajustes de control TIMS y MS/MS. En la parte inferior de la pantalla se encuentra la pestaña de origen para editar esos controles en el instrumento. (B) Pantalla de software con la pestaña de sintonización abierta. (C) Aquí, uno puede preparar el instrumento para la afinación general. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-2
Figura 2: Pantalla de software con la pestaña de sintonización abierta. Aquí se pueden editar los parámetros de ajuste de procesamiento. (A) Pantalla de software con la pestaña de sintonización abierta. Aquí se pueden editar los parámetros de afinación para la parte TIMS del instrumento. (B) Pantalla de software con la pestaña MS/MS seleccionada en la parte inferior de la pantalla. (C) Aquí se pueden editar los parámetros para el espectrómetro de masas en tándem. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-3
Figura 3: Pantalla para seleccionar los anchos de ventana DIA-PASEF. Aquí se pueden editar los colores para la abundancia, así como editar el tamaño de las ventanas para la adquisición de datos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-4
Figura 4: Calibración del espectrómetro de masas por relación masa/carga (m/z). Se selecciona la lista de referencias para la calibración. (A) En la parte inferior derecha, se hace clic en el botón Calibrar hasta que aparezca un valor aceptable. Calibración del espectrómetro de movilidad iónica por movilidad. Se selecciona la lista de referencias para la calibración. (B) En la parte inferior derecha, se hace clic en el botón Calibrar hasta que aparezca un valor aceptable. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-5
Figura 5: Pantalla de inicio típica del software de análisis de datos. Para abrir un archivo, se hace clic en el botón Archivo de la parte superior izquierda para que aparezca el cuadro desplegable con opciones. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-6
Figura 6: Software de análisis de datos. La pantalla del software que confirma una calibración exitosa con (A) cómo seleccionar los resultados de la calibración y (B) la selección de la categoría de calibración. (C) Selección de un cromatograma para analizar y (D) selección de un cromatograma iónico extraído. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-7
Figura 7: Pantalla emergente. Ventana emergente para seleccionar y extraer cromatograma iónico mediante (A) filtro de masas y (B) filtro de fórmula. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-8
Figura 8: Software de análisis de datos. La pantalla del software donde, a la izquierda, se selecciona un mobilograma para el análisis. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-9
Figura 9: Pantalla emergente para el mobilograma. Ventana emergente para seleccionar un mobilograma de iones extraídos mediante (A) filtro de masa y (B) filtro de fórmula. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-10
Figura 10: Pantalla de análisis de datos. (A) La pantalla del software; resaltado a la izquierda se puede formar una lista de iones extraídos. (B) Pantalla de análisis de datos donde en la parte inferior se prepara un espectro compuesto de los iones extraídos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-11
Figura 11: Pantalla de análisis de datos. La pantalla del software muestra los resultados de una integración manual de espectros compuestos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-12
Figura 12: Resultado de la LC-TIMS MS. (A) La LC-TIMS MS a los 4 días después de la alimentación con 2dietas de sacarosa marcadas con H y los ovarios de los insectos se pueden ver en el dominio de movilidad 2D. (B) Proyecciones típicas de la EM para la señal correspondiente a TG 48:1, TG 50:2 y TG 52:3 a partir de una muestra marcada. (C) Región MS amplificada 822 - 827 m/z que denota el perfil de TGs marcado. (D) Preste especial atención a los picos de MS en rojo se amplifica el perfil de isótopos. (E-F) El perfil de isótopos marcado con 2H está resaltado en rojo; A continuación, el perfil de isótopos no marcado se resalta en azul. Los perfiles de isótopos teóricos se indican como líneas discontinuas (13C en negro; número arábigoH en verde). En la parte superior derecha también se muestra una estructura potencial para el triglicérido 48:3. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

Al evaluar el uso de este protocolo, es esencial asegurarse de que los parámetros DIA-PASEF y MS/MS son aplicables a los triglicéridos en cuestión. Específicamente, las ventanas de movilidad y el ancho de la ventana deben seguir el patrón de los triglicéridos. Esto se puede determinar con una ejecución anterior utilizando el método DDA. Al realizar un seguimiento de los triglicéridos en el patrón interno, las ventanas para la configuración de DIA deben cubrir todas las moléculas de interés previamente identificadas. Todas las ventanas deben ser de tamaños iguales y los rangos deben estar dentro de los m/z y 1/k0 de los compuestos deseados (Figura 7). Con un tamaño incorrecto de las ventanas, los iones a fragmentar se saltarán y los espectros de rendimiento tendrían una menor reproducibilidad. Esencialmente, sin una optimización adecuada de un rango de ventana en lipidómica, los resultados de DIA no mejorarán los datos de DDA. Las ventanas deben representar una forma escalonada para el proceso de adquisición de datos. Si este no es el caso, los parámetros de la ventana DIA-PASEF deben modificarse para que sean representativos del perfil lipídico completo. Sin este paso, los ácidos grasos críticos se omitirán de los datos adquiridos.

Las limitaciones instrumentales incluyen principalmente las que vienen con los métodos LC-MS. Esto incluye limitaciones de multiplexación en el ancho de pico. Por lo tanto, debe haber una optimización en la elución máxima para una cuantificación adecuada, promoviendo la selectividad durante la adquisición de datos. Por lo general, esto ocurre con precursores seleccionados, como con el DDA. Sin embargo, con la DIA, no se seleccionan precursores, por lo que se corre el riesgo de limitar la selectividad instrumental8. Si bien los métodos DIA proporcionan una mayor fragmentación, todavía existen limitaciones. La limitación más importante es la reducción de la selectividad de los precursores. Las ventanas para un método DIA son de 5 a 10 veces más anchas que un método DDA típico. En consecuencia, al tiempo que permite una mayor fragmentación, podría reducir el ciclo de trabajo y la adquisición en serie. Esto se puede observar en los espectrómetros de masas que utilizan un cuadrupolo escalonado. Como no hay una selección de precursores y qué iones deben fragmentarse, las ventanas de aislamiento estático se repiten secuencialmente para cubrir la ventana m/z. Como la ventana es mucho mayor que un método DDA típico, se deben utilizar rangos más amplios para intentar ganar sensibilidad9. Por lo tanto, el problema en la adquisición en serie reduce la sensibilidad. Una segunda limitación tiene que ver con la generación de bibliotecas. Requiere mucho tiempo y requiere grandes cantidades de muestras para su formulación. Si bien se pueden utilizar bibliotecas externas, los patrones de fragmentación pueden diferir entre las condiciones experimentales y la instrumentación10.

Al analizar los datos de lípidos utilizando el marcaje de isótopos estables, es necesario minimizar la interferencia de otras moléculas que se encuentran en el organismo. Esto se hace mediante el uso de herramientas de análisis de alta resolución como LC-TIMS-TOF-MS/MS2. Actualmente, el uso de estas herramientas de alta resolución para separar los isótopos marcados del ruido de fondo sigue siendo muy novedoso en comparación con los métodos tradicionales. Las consideraciones instrumentales tradicionales implementan la separación por cromatografía de gases seguida de ionización química o de electrones. Esto permite la derivación química con bromuro de pentafluorobencilo o la fragmentación a partir de la ionización de electrones. Es más recientemente donde la LC-MS se emplea en estudios isotópicos. El uso de espectrómetros de masas de alta resolución permite una alta precisión de masas y la capacidad de realizar estudios de múltiples trazadores mediante el uso de múltiples etiquetas isotópicas en lugar de un solo isótopo. Sin la alta resolución del instrumento, no se podría diferenciar entre diferentes grados de etiquetado, como 13C,2 y 13C. Esto permite una mayor información de una sola ejecución en comparación con la instrumentación tradicional con una resolución10 más baja.

Si bien DIA tiene una mejor reproducibilidad que DDA, otros métodos emergentes de adquisición de datos pueden compararse. Las estrategias híbridas DIA-DDA, como p-SMART, son capaces de combinar las fortalezas de cada método para mantener una excelente detección y cuantificación, al tiempo que mantienen el alto nivel de análisis cualitativos específicos. En este método, el uso de un ion de producto emparejado puede aumentar la sensibilidad y la selectividad de DIA, ya que reducirá las ventanas de DIA en comparación con un enfoque amplio no dirigido8. En lipidómica, la estructura de un triglicérido puede variar con la estructura isomérica. El PASEF permite la visualización de diversos patrones de fragmentación, mejorando la identificación de especies2. Con el uso de DIA-PASEF, el aumento de la fragmentación proporciona información sobre isómeros en otros tantos fragmentos similares a otros, que normalmente no se pueden resolver debido a las limitaciones del método DDA. Esta información proporciona evidencia sobre qué ácidos grasos están presentes en los ovarios de los mosquitos. Este método se puede aplicar a otros estudios de lípidos de novo en diversos organismos.

Divulgaciones

Matthew Willetts y Melvin A. Park son empleados de Bruker Daltonics Inc, el fabricante del instrumento comercial timsTOF. Los autores declaran que no hay interés financiero contrapuesto.

Agradecimientos

A los autores les gusta reconocer las contribuciones del Dr. César Ramírez durante el desarrollo inicial del método. Esta investigación fue financiada por las subvenciones del NIAID R21AI167849 a FGN, proyecto 22-21244S de la Fundación Checa de Ciencias, República Checa a MN.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Accucore C30 columThermo Fisher Scientific27826-252130
Bruker Compass Análisis de datosBruker Daltonics Inc2363525870versión 5.2
d-glucosa-13C6Sigma-Aldrich 
tubos eppendorfFisher Scientific14-282-300
EquiSplash LipidomixAvanti Polar Lipids330731-1EA
viales de vidrioThermo Fisher Scientific11-417-236
agua pesada (2H2O)Sigma-Aldrich 1.13366
morteros de polipropilenoFisher ScientificBAF199230001
Prominence LC-20 CE cromatógrafo de líquidos ultrarrápidoShimadzuL20234651907
insertos de vidrio silanizadoThermo Fisher Scientific03-251-826
Sacarosa-13C12Sigma-Aldrich 
timsTOFBruker Daltonics Inc1.84443E+11
Patrón de calibración de mezcla de afinaciónAgilent Technologies36
389374605417

Referencias

  1. Stokvis, E., Rosing, H., Beijnen, J. H. Stable isotopically labeled internal standards in quantitative bioanalysis using liquid chromatography/mass spectrometry: Necessity or not. Rapid Commun Mass Spectrom. 19 (3), 401-407 (2005).
  2. Tose, L. V., et al. Coupling stable isotope labeling and liquid chromatography-trapped ion mobility spectrometry-time-of-flight-tandem mass spectrometry for de novo mosquito ovarian lipid studies. Anal Chem. 94 (16), 6139-6145 (2022).
  3. Meier, F., Park, M. A., Mann, M. Trapped ion mobility spectrometry and parallel accumulation-serial fragmentation in proteomics. Mol Cell Proteomics. 20, 100138(2021).
  4. Basit, A., Pontis, S., Piomelli, D., Armirotti, A. Ion mobility mass spectrometry enhances low-abundance species detection in untargeted lipidomics. Metabolomics. 12 (3), 50(2016).
  5. Meier, F., et al. Online parallel accumulation-serial fragmentation (PASEF) with a novel trapped ion mobility mass spectrometer. Mol Cell Proteomics. 17 (12), 2534-2545 (2018).
  6. Koopmans, F., Ho, J. T. C., Smit, A. B., Li, K. W. Comparative analyses of data independent acquisition mass spectrometric approaches: DIA, WiSIM-DIA, and untargeted DIA. Proteomics. 18 (1), 1700304(2018).
  7. Fernández-Costa, C., et al. Impact of the identification strategy on the reproducibility of the DDA and DIA results. J Proteome Res. 19 (8), 3153-3161 (2020).
  8. Prakash, A., et al. Hybrid data acquisition and processing strategies with increased throughput and selectivity: PSMART analysis for global qualitative and quantitative analysis. J Proteome Res. 13 (12), 5415-5430 (2014).
  9. Tsou, C. C., et al. DIA-umpire: Comprehensive computational framework for data-independent acquisition proteomics. Nat Methods. 12 (3), 258-264 (2015).
  10. Triebl, A., Wenk, M. R. Analytical considerations of stable isotope labelling in lipidomics. Biomolecules. 8 (4), 151(2018).

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

S ntesis de l pidos de novometabolismo lip dicolipid micaadquisici n dependiente de datosadquisici n independiente de datoscadenas de cidos grasosdesarrollo del ovario de mosquitointegraci n de cromatogramas
Trazabilidad de lípidos de novo mediante el marcaje de isótopos estables LC-TIMS-TOF MS/MS
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Términos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.