Method Article

"Avatar", un experimento modificado de bucle de trabajo ex vivo utilizando cepa y activación in vivo

DOI:

10.3791/65610

⸱

August 18th, 2023

 , 
1Northern Arizona University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este artículo detalla la metodología para emular la producción de fuerza muscular in vivo durante experimentos de bucle de trabajo ex vivo utilizando un músculo "avatar" de un roedor de laboratorio para evaluar las contribuciones de los transitorios de deformación y la activación a la respuesta de la fuerza muscular.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los comportamientos de movimiento son características emergentes de los sistemas dinámicos que resultan de la producción de fuerza muscular y la producción de trabajo. La interacción entre los sistemas neurales y mecánicos ocurre en todos los niveles de la organización biológica al mismo tiempo, desde el ajuste de las propiedades de los músculos de las piernas mientras se corre hasta la dinámica de las extremidades que interactúan con el suelo. La comprensión de las condiciones en las que los animales cambian sus estrategias de control neural hacia la mecánica muscular intrínseca («prereflejos») en la jerarquía de control permitiría a los modelos musculares predecir la fuerza muscular in vivo y trabajar con mayor precisión. Para comprender la mecánica muscular in vivo, se requiere una investigación ex vivo de la fuerza muscular y el trabajo en condiciones de deformación y carga dinámicamente variables similares a la locomoción in vivo. Las trayectorias de deformación in vivo suelen presentar cambios bruscos (es decir, transitorios de deformación y velocidad) que surgen de las interacciones entre la activación neuronal, la cinemática musculoesquelética y las cargas aplicadas por el entorno. El objetivo principal de nuestra técnica "avatar" es investigar cómo funcionan los músculos durante cambios bruscos en la velocidad de deformación y la carga, cuando la contribución de las propiedades mecánicas intrínsecas a la producción de fuerza muscular puede ser mayor. En la técnica "avatar", el enfoque tradicional de bucle de trabajo se modifica utilizando trayectorias de deformación medidas in vivo y señales electromiográficas (EMG) de los animales durante los movimientos dinámicos para impulsar los músculos ex vivo a través de múltiples ciclos de estiramiento-acortamiento. Este enfoque es similar a la técnica de bucle de trabajo, excepto que las trayectorias de deformación in vivo se escalan adecuadamente y se imponen a los músculos de ratón ex vivo conectados a un servomotor. Esta técnica permite: (1) emular in vivo la tensión, la activación, la frecuencia de zancada y los patrones de bucle de trabajo; (2) variar estos patrones para que coincidan con las respuestas de fuerza in vivo con mayor precisión; y (3) variar las características específicas de la deformación y/o activación en combinaciones controladas para probar hipótesis mecanicistas.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los animales en movimiento logran impresionantes hazañas atléticas de resistencia, velocidad y agilidad en entornos complejos. La locomoción animal es particularmente impresionante en contraste con las máquinas diseñadas por humanos: la estabilidad y la agilidad de los robots, prótesis y exoesqueletos con patas actuales siguen siendo pobres en comparación con los animales. La locomoción con patas en terreno natural requiere un control preciso y ajustes rápidos para alterar la velocidad y maniobrar las características ambientales que actúan como perturbaciones inesperadas1,2,3,4. Sin embargo, comprender la locomoción no estacionaria es inherentemente desafiante porque la dinámica depende de interacciones complejas entre el entorno físico, la mecánica musculoesquelética y el control sensoriomotor1,2. La locomoción con patas requiere responder a perturbaciones inesperadas con un rápido procesamiento multimodal de la información sensorial y la actuación coordinada de las extremidades y las articulaciones1,5. En última instancia, el movimiento es posible gracias a que los músculos producen fuerza a través de las propiedades mecánicas intrínsecas del sistema musculoesquelético, así como del control neuronal1,5,6,7. Una cuestión pendiente de la neuromecánica es cómo interactúan estos factores para producir un movimiento coordinado en respuesta a perturbaciones inesperadas. La siguiente técnica utiliza la respuesta mecánica intrínseca del músculo a la deformación utilizando trayectorias de deformación in vivo durante experimentos ex vivo controlables con un músculo "avatar".

La técnica del bucle de trabajo muscular ha proporcionado un marco importante para comprender la mecánica muscular intrínseca durante los movimientos cíclicos8,9,10. La técnica tradicional de bucle de trabajo impulsa los músculos a través de trayectorias de deformación predefinidas, típicamente sinusoidales, utilizando frecuencias y patrones de activación medidos durante experimentos in vivo2,8,9,11. El uso de trayectorias de longitud sinusoidal puede estimar de manera realista el trabajo y la potencia de salida durante el vuelo12 y swimming2 en condiciones en las que los animales no experimentan cambios rápidos en las trayectorias de deformación debido a la interacción con el entorno y la cinemática musculoesquelética. Sin embargo, las trayectorias de la tensión muscular in vivo durante la locomoción con las piernas surgen dinámicamente de las interacciones entre la activación neuronal, la cinemática musculoesquelética y las cargas aplicadas por el entorno5,7,13,14. Se necesita una técnica de bucle de trabajo más realista para emular las cargas, las trayectorias de deformación y la producción de fuerza que corresponda a la dinámica músculo-tendón in vivo y proporcione información sobre cómo la mecánica muscular intrínseca y el control neuronal interactúan para producir un movimiento coordinado frente a perturbaciones.

Aquí, presentamos una forma novedosa de emular las fuerzas musculares in vivo durante la locomoción en cinta rodante mediante el uso de un músculo "avatar" de un roedor de laboratorio durante experimentos ex vivo controlados con trayectorias de deformación in vivo que representan cargas in vivo que varían en el tiempo. El uso de las trayectorias de deformación medidas in vivo de un músculo objetivo en músculos de un animal de laboratorio durante experimentos ex vivo controlados emulará las cargas experimentadas durante la locomoción. En los experimentos descritos aquí, el músculo extensor largo de los dedos (EDL) ex vivo de ratón se utiliza como un "avatar" para el músculo gastrocnemio medial (MG) en rata in vivo durante la marcha, el trote y el galope en una cinta de correr13. Este enfoque es similar a la técnica de bucle de trabajo, excepto que las trayectorias de deformación in vivo se escalan adecuadamente y se imponen a los músculos de ratón ex vivo conectados a un servomotor. Si bien los músculos EDL del ratón difieren en tamaño, tipo de fibra y arquitectura en comparación con la MG de rata, es posible controlar estas diferencias. La técnica del "avatar" permite: (1) emular in vivo la tensión, la activación, la frecuencia de zancada y los patrones de bucle de trabajo; (2) variar estos patrones para que coincidan con las respuestas de fuerza in vivo con mayor precisión; y (3) variar las características específicas de la deformación y/o activación en combinaciones controladas para probar hipótesis mecanicistas.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos los estudios en animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad del Norte de Arizona. Para el presente estudio se utilizaron músculos extensores largos de los dedos (EDL) de ratones machos y hembras de tipo salvaje (cepa B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J), de 60 a 280 días de edad. Los animales se obtuvieron de una fuente comercial (ver Tabla de Materiales) y se establecieron en una colonia en la Universidad del Norte de Arizona.

1. Selección de la trayectoria de la deformación in vivo y preparación para su uso durante los experimentos de bucle de trabajo ex vivo

NOTA: En este protocolo, se utilizaron mediciones previas de locomoción dinámica in vivo, proporcionadas directamente a los autores (Nicolai Konow, UMass Lowell, comunicación personal), en experimentos ex vivo. Los datos originales se recogieron para Wakeling et al.15. Se requieren datos de tiempo, longitud o deformación, EMG/activación y fuerza para replicar el protocolo.

  1. Segmente todo el ensayo in vivo en zancadas individuales utilizando cualquier plataforma de programación (código MATLab proporcionado en el archivo de codificación suplementaria 1).
    1. Grafique los cambios de duración frente al tiempo para todo el ensayo in vivo. Esto se utiliza para visualizar las zancadas individuales (postura a postura) y para evaluar la variabilidad entre zancadas (Figura 1).
    2. Calcule la deformación para todo el ensayo (Longitud (L) / Fuerza isométrica máxima a la longitud óptima L0).
    3. Seleccione una zancada de toda la prueba que sea representativa de todas las zancadas y que comience y termine con longitudes similares. Esto se puede hacer visualmente graficando las longitudes una encima de la otra para comparar cada zancada.
    4. Después de seleccionar una zancada representativa, segmente los datos de deformación, EMG/activación y fuerza de toda la prueba utilizando cualquier plataforma de programación (consulte el Archivo de codificación suplementario 1 para los códigos utilizados en MATLab16).
    5. Si la frecuencia de muestreo difiere en función de la deformación, EMG/activación o fuerza, interpole los puntos de datos para que todos se muestreen a la misma frecuencia.
      NOTA: Los investigadores pueden determinar la frecuencia de captura en función de los intervalos de tiempo entre cada punto muestreado en todo el ensayo. Si las variables se capturan con la misma frecuencia, los tiempos de muestreo serán los mismos.
  2. Calcula la frecuencia de las zancadas segmentadas.
    1. Calcule la frecuencia determinando la duración de una zancada segmentada en segundos y dividiendo 1 (segundo) por la duración (1/duración = # zancadas por segundo).
    2. Determine manualmente cuántos puntos de datos se deben adquirir en experimentos ex vivo para que coincidan con la frecuencia.
    3. Calcula el tiempo necesario para dos zancadas. Repita las zancadas al menos una vez para estimar el error de medición muscular, que será necesario para el análisis estadístico posterior.
  3. Determine la fase de estimulación en relación con la entrada de deformación utilizando la actividad EMG medida para determinar el inicio y la duración de la estimulación para los bucles de trabajo ex vivo. Se puede utilizar cualquier plataforma de programación (véase el Archivo de codificación suplementaria 1 para el código utilizado en este estudio).
    1. Vea la señal EMG en el mismo rango del eje x (tiempo) que el cambio de deformación (Figura 1). Amplíe la señal EMG para que sea visible; esto se puede hacer multiplicando la señal EMG por un número arbitrario, reescalando la deformación y EMG para que estén en la misma escala, y/o agregando la señal EMG a la deformación.
      NOTA: Los autores reescalaron la deformación y el EMG para que estuvieran en la misma escala utilizando la función de "reescalado" en MATLab (ver Figura complementaria 1).
    2. Encuentre dónde comienza y se detiene la actividad EMG, como lo indica un cambio en la intensidad de dos desviaciones estándar17,18.
      NOTA: Dependiendo del animal y del músculo, el inicio de la EMG puede o no corresponderse con el contacto con el pie (Monica Daley, UC Irvine, comunicación personal) (ver sección de Discusión).
    3. Calcule el porcentaje del ciclo de deformación (p. ej., 40%) en el que se produce el inicio de la activación de EMG y durante cuánto tiempo se producirá la estimulación (p. ej., 222 ms).
      NOTA: Los investigadores deberán tener en cuenta un retraso en el acoplamiento de excitación-contracción (ECC) que difiere entre el movimiento in vivo y los bucles de trabajo ex vivo y puede ser diferente para cada animal y músculo (por ejemplo, ECC in vivo es de 24,5 ms para MG de rata, ECC ex vivo es de ~5 ms para EDL de ratón).
  4. Prepare entradas de deformación representativas para el programa del controlador de bucle de trabajo. Cualquier programa que pueda capturar la salida de fuerza con entrada para deformación y estimulación se puede utilizar para el programa del controlador del bucle de trabajo (consulte la sección Discusión).
    1. Tome la zancada seleccionada e interpole hasta el número apropiado de puntos necesarios para que el paso se capture a frecuencia in vivo durante dos ciclos (ver paso 1.2).
    2. Vuelva a escalar la zancada para comenzar y detenerse en "tensión cero" (por ejemplo, L0 o 95% L0) después de estirarse en una excursión de longitud predeterminada (consulte el paso 3.3).
    3. "Escalar" la zancada seleccionada, si es necesario, para usarla como entrada para los cambios de tensión en la EDL del ratón (consulte la sección Discusión). Para escalar, seleccione una excursión de longitud a la que se pueda estirar el EDL del ratón sin dañarlo (por ejemplo, normalmente estiramos el EDL del ratón en un 10% L0 independientemente de la especie in vivo). Es posible que esto deba cambiar en función de los resultados preliminares (consulte el paso 3.3).

figure-protocol-1
Figura 1: Duración a lo largo del tiempo de todo el ensayo in vivo. Longitud (mm) trazada en función del tiempo de la rata MG. Las zancadas se demarcan mediante círculos, desde la longitud más corta hasta la longitud más corta, consideradas de una sola zancada. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

2. Evaluación de la fuerza isométrica máxima del músculo del ratón ex vivo

  1. Instalación de equipos y cirugía.
    NOTA: Consulte la sección de Discusión para obtener una explicación del equipo necesario para el circuito de trabajo ex vivo.
    1. Prepare un baño de tejidos y órganos insertando la válvula de aguja de oxitubo en el baño de tejidos con camisa de agua (consulte la tabla de materiales). Conecte el tubo de oxigeneración a un cilindro de gas con 95% 02-5% de CO2. Deje que 20 psi llene el baño de pañuelos con camisa de agua.
    2. Prepare el área de la cirugía colocando un tubo de oxitubo adicional desde la línea de gas hasta un plato de cristalización lleno de solución de Krebs-Henseleit (paso 2.1.3) cerca del área de la cirugía. Esto se utilizará para mantener los músculos aireados e hidratados durante y después de las cirugías.
      NOTA: Los músculos también se pueden almacenar en esta solución aireada hasta 4 h, si se extrae más de un músculo del ratón a la vez.
    3. Prepare 1 L de solución de Krebs-Henseleit que contenga (en mmol l-1): NaCl (118); KCl (4,75); MgSO4 (1,18); KH2PO4 (1,18); CaCl2 (2,54); y glucosa (10.0) a temperatura ambiente y pH a 7.4 usando HCl y NaOH (ver Tabla de Materiales). Cuando manipule HCl y NaOH, use el EPP adecuado de gafas y guantes.
    4. Llene el baño con solución de Krebs-Henseleit a temperatura ambiente y pH 7,4. Sumerge el músculo y el gancho completamente en la solución.
    5. Encienda todo el equipo: sistema de palanca muscular de modo dual, estimulador e interfaz de señal (tablero DAQ) (consulte la tabla de materiales).
  2. Disección muscular EDL.
    1. Anestesiar profundamente al ratón y luego realizar la eutanasia por luxación cervical. Coloque al ratón en una posición recostada lateral derecha o izquierda con la extremidad trasera superior estirada y los dedos de los pies tocando la tabla de disección. Retira el pelaje desde el tobillo hasta por encima de la articulación de la rodilla.
    2. Cubra la piel con pinzas y corte desde la articulación del tobillo hasta el área de la cadera. Una vez que el músculo haya sido expuesto, corte alrededor del tobillo como un "dobladillo" de pantalones. Tire de la piel hacia arriba para exponer los músculos de la pierna con mayor claridad.
    3. Localice la línea de la fascia que separa el tibial anterior (TA) y el gastrocnemio, separe con tijeras de disección para exponer los tendones de la rodilla. Coloque las tijeras de disección entre los dos tendones de la rodilla expuestos. Las tijeras se "engancharán" en un bolsillo justo debajo de los tendones expuestos de la rodilla. Disecciona un "bolsillo" mientras tiras de las tijeras lejos de la pierna hasta que las tijeras lleguen al tobillo para exponer el EDL.
    4. Usando un nudo de bucle preatado en una sutura quirúrgica de seda tamaño 4-0 (consulte la tabla de materiales), ate un extremo de la sutura debajo del tendón más cercano a la rodilla. Haz un nudo cuadrado doble por encima de la unión músculo-tendón proximal sin colocarlo sobre el músculo ni incluir el tendón. Corte por encima del nudo. Tire suavemente del lazo atado al tendón y el EDL saldrá del "bolsillo".
    5. Pega el lazo con cinta adhesiva al área de disección para crear tensión en el EDL. Haga un nudo cuadrado doble usando otro nudo de bucle preatado en la unión músculo-tendón distal sin colocarlo en el músculo ni incluir el tendón. Corta el nudo del lado más cercano a la pierna para eliminar todo el EDL del ratón. Corte la sutura adicional de los nudos cuadrados dobles en los lados proximal y distal del músculo y coloque el músculo en el baño aireado junto al área de cirugía><. NOTA: Asegúrese de anotar qué lado es proximal y/o distal si coloca el músculo en un baño aireado.
    6. Para colocarlo en el equipo de palanca del servomotor, conecte EDL verticalmente entre los electrodos de platino suspendidos. Fije el nudo de bucle distal al gancho estacionario y fije el nudo de bucle proximal al gancho unido al brazo del servomotor. Levante el baño de tejido para sumergir el músculo en la solución aireada de Krebs-Henseleit.
      NOTA: La aireación no debe perturbar el músculo cuando está sumergido. Si lo hace, baje la presión del gas. Permita que el músculo se equilibre durante 10 minutos antes de comenzar la estimulación.
  3. Mida la fuerza isométrica máxima del músculo EDL.
    NOTA: Consulte la Tabla 1 para conocer el protocolo sobre cómo medir la fuerza isométrica máxima utilizando la contracción y el tétanos. Véase la Figura complementaria 1 para una ilustración del programa utilizado por los autores.
    1. Estimular el músculo con una contracción supramáxima para asegurarse de que el músculo no se haya dañado durante la cirugía (80 V, 1 pps, 1ms; Tabla 1; véase la figura complementaria 2). Si no se ha producido ningún daño, use la perilla de longitud en el sistema de palanca muscular para encontrar una longitud muscular utilizando la estimulación de contracción en la que la tensión activa sea de ~ 1V / 0.1271 N con menos de ~ 0.1V / 0.01271N de tensión pasiva.
    2. Registre la longitud inicial del músculo de nudo de sutura a nudo de sutura en voltios y milímetros. Introduzca las mediciones en la parte de calibración del programa para la longitud inicial (consulte la Figura complementaria 1).
    3. Halle la contracción supramáxima, la fuerza isométrica máxima a la longitud óptima (L0) de EDL (Tabla 1). Técnicamente no se necesita un período de descanso, pero esperar 1 minuto entre estimulaciones estabilizará la tensión pasiva. Registre la longitud (en voltios) en la que la contracción supramáxima es máxima. Esta es la longitud óptima del músculo (L0) para la contracción.
    4. Mide el músculo con pinzas a esta longitud. Mida el músculo de nudo de sutura a nudo de sutura. Una vez que se haya encontrado L0, acorte el músculo hasta la longitud inicial (tensión activa ~ 1V / 0.1271 N).
    5. Encuentre la fuerza isométrica máxima supramáxima del tétanos de EDL (80 V, 180 pps, 500 ms; Tabla 1). Registre la longitud (en voltios y milímetros) de la fuerza tetánica supramáxima a L0 y mida las fibras de nudo de sutura a nudo de sutura nuevamente con calibradores><. NOTA: Aumentar la longitud del músculo en pasos de 0,5 V/0,65 mm dará como resultado un L0 más preciso tanto para la contracción como para el tétanos.
    6. Halle la fuerza isométrica submáxima de EDL (45 V, 110 pps, 500ms; Tabla 1) a L0 antes y después del experimento para asegurar que no se produjera fatiga por el protocolo de estimulación. Una disminución del 10% en la fuerza se considera un músculo "fatigado".
ExperimentoIntensidad de simulación (V)Frecuencia de pulso (pps / Hz)Duración de la estimulación (ms)Comentarios
1. "Calentamiento"8011Aumente o disminuya la longitud en 0,50 V para encontrar una tensión pasiva de 1 V
2. Contracción óptima de la longitud muscular (L0)8011Aumente o disminuya la longitud en 0.50 V para encontrar una tensión pasiva de ~1 V
3. Longitud muscular óptima tétanos (L0)80180500Descanso 3 min entre el cambio de longitud en 0,50 V
4. L0 submáximo previo al experimento45110500A la longitud de L0
6. Experimentos con avatares45110Utilice cíclicamente los cambios de longitud representativos para la EDL del ratón
7. Submaximal post-experimento L045110500Volver a L0 después del experimento y medir L0

Tabla 1: Protocolo de estimulación. Protocolo de estimulación para la detección de la contracción supramáxima y submáxima y la longitud óptima del tétanos. El protocolo varía según la intensidad de la estimulación, el tiempo y los pulsos por segundo.

3. Completando la técnica de bucle de trabajo "avatar" utilizando trayectorias de deformación in vivo seleccionadas

  1. Configure el software necesario para completar las técnicas de bucle de trabajo "avatar" (ver Tabla de Materiales).
    NOTA: Un archivo de entrada (.csv o similar) que especifica la longitud del músculo en cada paso de tiempo que se necesita (ver paso 1.4). Son necesarias entradas para el porcentaje del ciclo en el que comienza la estimulación y para la duración de la estimulación (véase la Figura complementaria 3, por ejemplo).
  2. Técnica completa de bucle de trabajo "avatar".
    NOTA: Si bien usamos un programa LabView personalizado, los investigadores pueden usar cualquier programa que permita el control de los cambios de longitud en la EDL del mouse en una palanca de servomotor, el control del inicio (% del ciclo) y la duración (ms) de la estimulación en momentos específicos, y la medición de la fuerza muscular. Consulte la Figura complementaria 3 para obtener una ilustración del uso de los autores del programa.
    1. Cargue los cambios de deformación a escala con excursión de longitud escalada en el programa desde el paso 1.4. Consulte los pasos 1.4, 3.3 y la sección de discusión para obtener más información sobre los "cambios de deformación a escala".
    2. Ajuste la longitud inicial del músculo si es necesario (ver sección 3.3). Introduzca la longitud inicial en V y mm para calibrar los resultados (consulte la Figura complementaria 3).
    3. Utilice el inicio y la duración de la estimulación calculados en el paso 1.3.
    4. Ejecute el músculo a través de los cambios de longitud escalados con una excursión de longitud determinada durante dos ciclos.
    5. Guardar datos. Si se recogen varios protocolos de estimulación en el mismo músculo, espere 3 min entre cada estimulación.
    6. Estimular a la longitud óptima (L0) utilizando la activación submáxima para determinar si se ha producido fatiga. Si la fuerza disminuye en más del 10%, los músculos se consideran fatigados. Consulte la Tabla 1 para conocer los protocolos de estimulación.
    7. Retira el músculo del baño. Corta los nudos del músculo y frota el exceso de solución del músculo. Pesa el músculo. Determine el área fisiológica de la sección transversal utilizando la fórmula estándar: masa muscular/(L0*1.06)19.
  3. Ajuste los parámetros para la técnica de bucle de trabajo "avatar" (consulte la sección Discusión).
    1. Determine la longitud inicial y la excursión a lo largo haciendo coincidir el aumento de la tensión pasiva ex vivo con el aumento de la tensión pasiva observado in vivo (Figura 2).
      NOTA: Este estudio utilizó el porcentaje L0 para escalar la longitud inicial (mm) y la excursión (% L0; consulte el paso 1.4 y la sección de discusión). Para hacer coincidir el aumento de tensión en la EDL de ratón ex vivo con el de la MG de rata in vivo, los autores encontraron que la longitud inicial en L0 producía el mejor ajuste (Figura 2).
    2. Elija tres longitudes iniciales (por ejemplo, -5% L0, L0 y +5% L0). Realice el bucle de trabajo "avatar" en cada una de estas longitudes iniciales con una excursión de longitud especificada (por ejemplo, 10% L0).
      NOTA: En los presentes experimentos de "avatar" utilizando EDL de ratón, se utilizó una excursión de longitud del 10% L0.
    3. Repita con nuevas longitudes de inicio y/o excursión hasta que la tasa de aumento de la tensión pasiva ex vivo sea similar a la tasa de aumento de la tensión pasiva in vivo (véase Figura 2B).
    4. Dependiendo de los tipos de fibras y la dinámica de activación de los músculos utilizados, aumente o disminuya la duración de la estimulación para optimizar la coincidencia entre la fuerza ex vivo e in vivo. Por lo tanto, puede ser necesario cambiar el inicio y/o la duración de la estimulación para que coincida mejor con la producción de fuerza in vivo durante los experimentos de "avatar".
    5. Para decidir si esto es necesario (ver sección de Discusión), trace la fuerza a lo largo del tiempo del "avatar" y el músculo in vivo (Figura 3) y calcule el coeficiente de determinación R2 elevando al cuadrado la correlación a escala entre la fuerza muscular objetivo y la "avatar" (ver Resultados representativos).

figure-protocol-2
Figura 2: Aumento de tensión pasivo correspondiente. Bucles de trabajo que muestran el aumento in vivo y ex vivo de la tensión pasiva (flechas). Bucle de trabajo a escala in vivo de rata MG (negra) caminando a 2,9 Hz (datos de Wakeling et al.15). Bucles de trabajo a escala ex vivo de EDL de ratón (verde) a 2,9 Hz. (A) La longitud inicial del músculo EDL de ratón es +5% L0. (B) La longitud inicial del músculo EDL del ratón es L0. Obsérvese que el aumento de la tensión pasiva ex vivo coincide con el aumento de la tensión in vivo en A, pero no en B. Las líneas más gruesas indican estimulación. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-protocol-3
Figura 3: Optimización de la duración de la estimulación de la EDL del ratón para que coincida con la fuerza in vivo de la MG de la rata (línea negra). La fuerza generada por la EDL del ratón mediante la estimulación basada en EMG (línea discontinua verde) disminuye antes que la fuerza in vivo, probablemente debido a una desactivación más rápida de la EDL del ratón en comparación con la MG de rata. Para optimizar el ajuste entre las fuerzas in vivo y ex vivo, se estimuló la EDL del ratón durante más tiempo (línea verde continua). Estimulación basada en EMG R2 = 0,55, Estimulación optimizada R2 = 0,91. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Results

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El objetivo de los experimentos "avatar" es replicar la producción de fuerza in vivo y la salida de trabajo lo más cerca posible durante los experimentos de bucle de trabajo ex vivo. Este estudio eligió usar EDL de ratón como un "avatar" para la MG de rata porque la EDL de ratón y la MG de rata están compuestas principalmente por músculos de contracción rápida20,21. Ambos músculos son los principales motores de la articulación del tobillo (EDL t...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Si bien los organismos se mueven sin problemas a través de los paisajes, las cargas y tensiones subyacentes que experimentan los músculos varían drásticamente 1,6,23. Tanto durante la locomoción in vivo 1,24 como en los experimentos de "avatar", los músculos se estimulan submáximamente en condiciones cíclicas y no estables. Las relaciones isométricas fuerza-long...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos los autores reconocen que no hay conflicto de intereses.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Agradecemos al Dr. Nicolai Konow por proporcionar los datos utilizados en este estudio. Financiado por NSF IOS-2016049 y NSF DBI-2021832.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Sutura de seda trenzada no absorbible 4-0 Mersilk 734H
Cloruro de calcio dihidratado (CaCl2)Sigma-Aldrich1086436Krebs-Henseleit  solución
Dextrosa Sigma-AldrichD9434Krebs-Henseleit  solución
HEPESSigma-AldrichPHR1428Krebs-Henseleit  solución
de ácido hidrothídrico (HCl) Sigma-Aldrich1.37055Krebs-Henseleit  solución
LabView Data Collection de
magnesio (MgSO4)Sigma-AldrichM7506Krebs-Henseleit  solución
de cloruro de potasio (KCl) Sigma-AldrichP3911Krebs-Henseleit  solución
Fosfato de Potasio Monobásico (KH2PO4)Sigma-Aldrich5.43841Krebs-Henseleit  solución
S88 Estimuladorde céspedM643H05Disponible para su compra en Ebay
El sistema de palanca de la serie 300BAurora1200Aincluye baño de papel tisú con camisa de agua
Bicarbonato de sodio (NaHCO3)Sigma-AldrichS5761Krebs-Henseleit  solución
de cloruro de sodio (NaCl) Sigma-AldrichS9888Krebs-Henseleit  solución
de hidróxido de sodio (NaOH)Sigma-AldrichS5881Krebs-Henseleit  solución
Ratones de tipo salvajeJackson LaboratoryB6C3Fe a/a Ttn mdm/J
Sulfato

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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