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Artículo de método

"Avatar", un experimento modificado de bucle de trabajo ex vivo utilizando cepa y activación in vivo

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DOI:

10.3791/65610

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18 de agosto de 2023

 , 
1Northern Arizona University

En este artículo

Resumen

Este artículo detalla la metodología para emular la producción de fuerza muscular in vivo durante experimentos de bucle de trabajo ex vivo utilizando un músculo "avatar" de un roedor de laboratorio para evaluar las contribuciones de los transitorios de deformación y la activación a la respuesta de la fuerza muscular.

Resumen

Los comportamientos de movimiento son características emergentes de los sistemas dinámicos que resultan de la producción de fuerza muscular y la producción de trabajo. La interacción entre los sistemas neurales y mecánicos ocurre en todos los niveles de la organización biológica al mismo tiempo, desde el ajuste de las propiedades de los músculos de las piernas mientras se corre hasta la dinámica de las extremidades que interactúan con el suelo. La comprensión de las condiciones en las que los animales cambian sus estrategias de control neural hacia la mecánica muscular intrínseca («prereflejos») en la jerarquía de control permitiría a los modelos musculares predecir la fuerza muscular in vivo y trabajar con mayor precisión. Para comprender la mecánica muscular in vivo, se requiere una investigación ex vivo de la fuerza muscular y el trabajo en condiciones de deformación y carga dinámicamente variables similares a la locomoción in vivo. Las trayectorias de deformación in vivo suelen presentar cambios bruscos (es decir, transitorios de deformación y velocidad) que surgen de las interacciones entre la activación neuronal, la cinemática musculoesquelética y las cargas aplicadas por el entorno. El objetivo principal de nuestra técnica "avatar" es investigar cómo funcionan los músculos durante cambios bruscos en la velocidad de deformación y la carga, cuando la contribución de las propiedades mecánicas intrínsecas a la producción de fuerza muscular puede ser mayor. En la técnica "avatar", el enfoque tradicional de bucle de trabajo se modifica utilizando trayectorias de deformación medidas in vivo y señales electromiográficas (EMG) de los animales durante los movimientos dinámicos para impulsar los músculos ex vivo a través de múltiples ciclos de estiramiento-acortamiento. Este enfoque es similar a la técnica de bucle de trabajo, excepto que las trayectorias de deformación in vivo se escalan adecuadamente y se imponen a los músculos de ratón ex vivo conectados a un servomotor. Esta técnica permite: (1) emular in vivo la tensión, la activación, la frecuencia de zancada y los patrones de bucle de trabajo; (2) variar estos patrones para que coincidan con las respuestas de fuerza in vivo con mayor precisión; y (3) variar las características específicas de la deformación y/o activación en combinaciones controladas para probar hipótesis mecanicistas.

Introducción

Los animales en movimiento logran impresionantes hazañas atléticas de resistencia, velocidad y agilidad en entornos complejos. La locomoción animal es particularmente impresionante en contraste con las máquinas diseñadas por humanos: la estabilidad y la agilidad de los robots, prótesis y exoesqueletos con patas actuales siguen siendo pobres en comparación con los animales. La locomoción con patas en terreno natural requiere un control preciso y ajustes rápidos para alterar la velocidad y maniobrar las características ambientales que actúan como perturbaciones inesperadas1,2,3,4. Sin embargo, comprender la locomoción no estacionaria es inherentemente desafiante porque la dinámica depende de interacciones complejas entre el entorno físico, la mecánica musculoesquelética y el control sensoriomotor1,2. La locomoción con patas requiere responder a perturbaciones inesperadas con un rápido procesamiento multimodal de la información sensorial y la actuación coordinada de las extremidades y las articulaciones1,5. En última instancia, el movimiento es posible gracias a que los músculos producen fuerza a través de las propiedades mecánicas intrínsecas del sistema musculoesquelético, así como del control neuronal1,5,6,7. Una cuestión pendiente de la neuromecánica es cómo interactúan estos factores para producir un movimiento coordinado en respuesta a perturbaciones inesperadas. La siguiente técnica utiliza la respuesta mecánica intrínseca del músculo a la deformación utilizando trayectorias de deformación in vivo durante experimentos ex vivo controlables con un músculo "avatar".

La técnica del bucle de trabajo muscular ha proporcionado un marco importante para comprender la mecánica muscular intrínseca durante los movimientos cíclicos8,9,10. La técnica tradicional de bucle de trabajo impulsa los músculos a través de trayectorias de deformación predefinidas, típicamente sinusoidales, utilizando frecuencias y patrones de activación medidos durante experimentos in vivo2,8,9,11. El uso de trayectorias de longitud sinusoidal puede estimar de manera realista el trabajo y la potencia de salida durante el vuelo12 y swimming2 en condiciones en las que los animales no experimentan cambios rápidos en las trayectorias de deformación debido a la interacción con el entorno y la cinemática musculoesquelética. Sin embargo, las trayectorias de la tensión muscular in vivo durante la locomoción con las piernas surgen dinámicamente de las interacciones entre la activación neuronal, la cinemática musculoesquelética y las cargas aplicadas por el entorno5,7,13,14. Se necesita una técnica de bucle de trabajo más realista para emular las cargas, las trayectorias de deformación y la producción de fuerza que corresponda a la dinámica músculo-tendón in vivo y proporcione información sobre cómo la mecánica muscular intrínseca y el control neuronal interactúan para producir un movimiento coordinado frente a perturbaciones.

Aquí, presentamos una forma novedosa de emular las fuerzas musculares in vivo durante la locomoción en cinta rodante mediante el uso de un músculo "avatar" de un roedor de laboratorio durante experimentos ex vivo controlados con trayectorias de deformación in vivo que representan cargas in vivo que varían en el tiempo. El uso de las trayectorias de deformación medidas in vivo de un músculo objetivo en músculos de un animal de laboratorio durante experimentos ex vivo controlados emulará las cargas experimentadas durante la locomoción. En los experimentos descritos aquí, el músculo extensor largo de los dedos (EDL) ex vivo de ratón se utiliza como un "avatar" para el músculo gastrocnemio medial (MG) en rata in vivo durante la marcha, el trote y el galope en una cinta de correr13. Este enfoque es similar a la técnica de bucle de trabajo, excepto que las trayectorias de deformación in vivo se escalan adecuadamente y se imponen a los músculos de ratón ex vivo conectados a un servomotor. Si bien los músculos EDL del ratón difieren en tamaño, tipo de fibra y arquitectura en comparación con la MG de rata, es posible controlar estas diferencias. La técnica del "avatar" permite: (1) emular in vivo la tensión, la activación, la frecuencia de zancada y los patrones de bucle de trabajo; (2) variar estos patrones para que coincidan con las respuestas de fuerza in vivo con mayor precisión; y (3) variar las características específicas de la deformación y/o activación en combinaciones controladas para probar hipótesis mecanicistas.

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Protocolo

Todos los estudios con animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad del Norte de Arizona. Se utilizaron músculos extensores digitales largos (EDL) de ratones de tipo silvestre machos y hembras (cepa B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J), con edades comprendidas entre 60 y 280 días, para el presente estudio. Los animales fueron obtenidos de una fuente comercial (ver Tabla de Materiales) y establecidos en una colonia en la Universidad del Norte de Arizona.

1. Selección de la trayectoria de la cepa in vivo y preparación para su uso durante experimentos ex vivo de ciclo de trabajo

NOTA: En este protocolo, mediciones previas de la locomoción dinámica in vivo, proporcionadas directamente a los autores (Nicolai Konow, UMass Lowell, comunicación personal), se utilizaron en experimentos ex vivo. Los datos originales fueron recolectados para Wakeling et al.15. Se requieren datos de tiempo, longitud o deformación, EMG/activación y fuerza para replicar el protocolo.

  1. Divida todo el ensayo in vivo en zancadas individuales utilizando cualquier plataforma de programación (código de MATLab proporcionado en el Archivo de Código Suplementario 1).
    1. Represente gráficamente los cambios de longitud frente a el tiempo durante todo el ensayo in vivo. Esto se utiliza para visualizar zancadas individuales (de apoyo a apoyo) y para evaluar la variabilidad entre zancadas (Figura 1).
    2. Calcule la deformación (strain) para todo el ensayo (Longitud (L) / Fuerza Isométrica Máxima a la Longitud Óptima L0).
    3. Seleccione una zancada representativa de todas las zancadas del ensayo, que comience y termine en longitudes similares. Esto puede hacerse visualmente superponiendo las gráficas de longitud para comparar cada zancada.
    4. Una vez seleccionada una zancada representativa, extraiga los datos de deformación, EMG/activación y fuerza del ensayo completo utilizando cualquier plataforma de programación (véase el Archivo de Código Suplementario 1 para los códigos utilizados en MATLab16).
    5. Si la frecuencia de muestreo difiere para la deformación, EMG/activación o fuerza, interpole los puntos de datos para que todos se muestreen a la misma frecuencia.
      NOTA: Los investigadores pueden determinar la frecuencia de captura basándose en los intervalos de tiempo entre cada punto muestreado en todo el ensayo. Si las variables se capturan a la misma frecuencia, los tiempos de muestreo serán idénticos.
  2. Calcule la frecuencia de las zancadas segmentadas.
    1. Calcule la frecuencia determinando la duración de una zancada segmentada en segundos y dividiendo 1 (segundo) por dicha duración (1/duración = número de zancadas por segundo).
    2. Determine manualmente cuántos puntos de datos deben obtenerse en experimentos ex vivo para igualar la frecuencia.
    3. Calcule el tiempo requerido para dos zancadas. Repita las zancadas al menos una vez para estimar el error de medición dentro del músculo, lo cual será necesario para el análisis estadístico posterior.
  3. Determine la fase de estimulación relativa a la entrada de deformación utilizando la actividad EMG medida para definir el inicio y la duración de la estimulación en los bucles de trabajo ex vivo. Puede utilizarse cualquier plataforma de programación (véase el Archivo de Código Suplementario 1 para el código usado en este estudio).
    1. Visualice la señal de EMG en el mismo rango del eje x (tiempo) que el cambio de deformación (Figura 1). Amplíe la señal de EMG para que sea visible; esto puede lograrse multiplicando la señal de EMG por un número arbitrario, reescalando la deformación y el EMG a la misma escala, y/o superponiendo la señal de EMG sobre la deformación.
      NOTA: Los autores reescalaron la deformación y el EMG a la misma escala utilizando la función "rescale" en MATLab (véase la Figura Suplementaria 1).
    2. Identifique dónde comienza y termina la actividad del EMG, indicado por un cambio en la intensidad de dos desviaciones estándar17,18.
      NOTA: Dependiendo del animal y del músculo, el inicio del EMG puede o no coincidir con el contacto del pie (Monica Daley, UC Irvine, comunicación personal) (véase la sección de Discusión).
    3. Calcule el porcentaje del ciclo de deformación (por ejemplo, 40 %) en el que ocurre el inicio de la activación del EMG y durante cuánto tiempo se producirá la estimulación (por ejemplo, 222 ms).
      NOTA: Los investigadores deberán considerar un retardo en el acoplamiento excitación-contracción (ECC) que varía entre el movimiento in vivo y los bucles de trabajo ex vivo, y que puede diferir para cada animal y músculo (por ejemplo, el ECC in vivo es de 24,5 ms para el músculo gastrocnemio de rata, mientras que el ECC ex vivo es de ~5 ms para el EDL de ratón).
  4. Prepare entradas de deformación representativas para el programa controlador del bucle de trabajo. Puede utilizarse cualquier programa capaz de registrar la salida de fuerza con entradas de deformación y estimulación para el programa controlador del bucle de trabajo (véase la sección de Discusión).
    1. Tome la zancada seleccionada e interpole al número adecuado de puntos necesario para capturar el paso a la frecuencia in vivo durante dos ciclos (véase el paso 1.2).
    2. Reescale la zancada para que comience y termine en "deformación cero" (por ejemplo, L0 o 95 % de L0) tras estirarla una amplitud de longitud predeterminada (véase el paso 3.3).
    3. "Escale" la zancada seleccionada, si es necesario, para usarla como entrada de cambios de deformación en el EDL de ratón (véase la sección de Discusión). Para escalar, seleccione una amplitud de estiramiento a la que el EDL de ratón pueda estirarse sin daño (por ejemplo, normalmente estiramos el EDL de ratón en un 10 % de L0, independientemente de la especie in vivo). Esto podría necesitar ajustarse según los resultados preliminares (véase el paso 3.3).

Datos de contracción del músculo cardíaco; gráfico de longitud frente a tiempo que muestra patrones de movimiento cíclicos.
Figura 1: Longitud a lo largo del tiempo durante todo el ensayo in vivo. Longitud (mm) representada frente al tiempo del músculo gastrocnemio de rata. Las zancadas se delimitan mediante círculos, desde la longitud más corta hasta la siguiente longitud más corta, considerándose una sola zancada. Haga clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

2. Evaluación de la fuerza isométrica máxima del músculo de ratón ex vivo

  1. Preparar el equipo y la cirugía.
    NOTA: Véase la sección de Discusión para una explicación del equipo necesario para el bucle de trabajo ex vivo.
    1. Preparar un baño de tejidos-órganos insertando la válvula de aguja oxytube en el baño de tejidos con camisa de agua (véase Tabla de Materiales). Conectar el oxytube a un cilindro de gas con 95% O2-5% CO2. Permitir que 20 psi llenen el baño de tejidos con camisa de agua.
    2. Preparar el área quirúrgica conectando un oxytube adicional desde la línea de gas a un vaso de cristalización lleno con solución de Krebs-Henseleit (paso 2.1.3) cerca del área quirúrgica. Esto se utilizará para mantener los músculos aerados e hidratados durante y después de las cirugías.
      NOTA: Los músculos también pueden almacenarse en esta solución aerada hasta por 4 h, si se extrae más de un músculo del ratón al mismo tiempo.
    3. Preparar 1 L de solución de Krebs-Henseleit que contenga (en mmol l-1): NaCl (118); KCl (4,75); MgSO4 (1,18); KH2PO4 (1,18); CaCl2 (2,54); y glucosa (10,0) a temperatura ambiente y ajustar el pH a 7,4 usando HCl y NaOH (véase Tabla de Materiales). Al manipular HCl y NaOH, usar el EPP adecuado, incluyendo gafas y guantes.
    4. Llenar el baño con solución de Krebs-Henseleit a temperatura ambiente y pH 7,4. Sumergir completamente el músculo y el gancho en la solución.
    5. Encender todo el equipo: sistema de palanca muscular de doble modo, estimulador e interfaz de señal (placa DAQ) (véase Tabla de Materiales).
  2. Diseción del músculo EDL.
    1. Anestesiar profundamente al ratón y luego realizar la eutanasia mediante dislocación cervical. Colocar al ratón en posición decúbito lateral derecho o izquierdo, con la pata trasera superior extendida y las puntas de los dedos tocando la tabla de disección. Retirar el vello desde el tobillo hasta por encima de la articulación de la rodilla.
    2. Levantar la piel con pinzas y cortar desde la articulación del tobillo hasta la zona de la cadera. Una vez expuesto el músculo, realizar un corte alrededor del tobillo como un "dobladillo" de pantalón. Tirar de la piel hacia arriba para exponer con mayor claridad los músculos de la pata.
    3. Localizar la línea de fascia que separa el tibial anterior (TA) y el gastrocnemio, y separarla con tijeras de disección para exponer los tendones de la rodilla. Colocar las tijeras de disección entre los dos tendones de la rodilla expuestos. Las tijeras "engancharán" en un bolsillo justo debajo de los tendones de la rodilla expuestos. Realizar una disección roma del "bolsillo" mientras se alejan las tijeras de la pata hasta alcanzar el tobillo y exponer así el EDL.
    4. Utilizando un nudo en forma de lazo previamente anudado en sutura quirúrgica de seda tamaño 4-0 (véase Tabla de Materiales), pasar un extremo de la sutura por debajo del tendón más cercano a la rodilla. Hacer un nudo cuadrado doble por encima de la unión músculo-tendón proximal sin colocarlo sobre el músculo ni incluir el tendón. Cortar por encima del nudo. Tirar suavemente del lazo atado al tendón, y el EDL saldrá del "bolsillo".
    5. Afianzar el lazo al área de disección para crear tensión en el EDL. Hacer un nudo cuadrado doble usando otro lazo previamente anudado en la unión músculo-tendón distal sin colocarlo sobre el músculo ni incluir el tendón. Cortar el nudo por el lado más cercano a la pata para extraer todo el EDL del ratón. Cortar el exceso de sutura en los nudos cuadrados dobles en los lados proximal y distal del músculo y colocar el músculo en el baño aerado junto al área quirúrgica.
      NOTA: Asegurarse de anotar cuál lado es proximal y/o distal si se coloca el músculo en un baño aerado.
    6. Para colocarlo en el sistema de palanca del servomotor, sujetar el EDL verticalmente entre electrodos de platino suspendidos. Conectar el lazo distal al gancho fijo y conectar el lazo proximal al gancho unido al brazo del servomotor. Elevar el baño de tejidos para sumergir el músculo en la solución de Krebs-Henseleit aerada.
      NOTA: La aireación no debe perturbar al músculo cuando esté sumergido. Si ocurre, reducir la presión del gas. Dejar que el músculo se equilibre durante 10 minutos antes de comenzar la estimulación.
  3. Medir la fuerza isométrica máxima del músculo EDL.
    NOTA: Consultar la Tabla 1 para el protocolo sobre cómo medir la fuerza isométrica máxima mediante respuesta tética y tetánica. Véase la Figura Suplementaria 1 para una ilustración del programa utilizado por los autores.
    1. Estimular el músculo con una respuesta tética supramáxima para asegurarse de que el músculo no se haya dañado durante la cirugía (80 V, 1 pps, 1 ms; Tabla 1; véase Figura Suplementaria 2). Si no ha ocurrido daño, usar el botón de longitud del sistema de palanca muscular para encontrar una longitud muscular mediante estimulación tética en la que la tensión activa sea ~1 V / 0,1271 N con una tensión pasiva inferior a ~0,1 V / 0,01271 N.
    2. Registrar la longitud inicial del músculo desde nudo de sutura a nudo de sutura en voltios y milímetros. Introducir las mediciones en la sección de calibración del programa para la longitud inicial (véase Figura Suplementaria 1).
    3. Encontrar la fuerza isométrica máxima tética supramáxima en la longitud óptima (L0) del EDL (Tabla 1). Técnicamente no se necesita un periodo de reposo, pero esperar 1 minuto entre estimulaciones estabilizará la tensión pasiva. Registrar la longitud (en voltios) en la que la respuesta tética supramáxima es máxima. Esta es la longitud óptima del músculo (L0) para la respuesta tética.
    4. Medir el músculo con un calibrador en esta longitud. Medir el músculo desde nudo de sutura a nudo de sutura. Una vez encontrada la L0, acortar nuevamente el músculo a la longitud inicial (tensión activa ~1 V / 0,1271 N).
    5. Encontrar la fuerza isométrica máxima tetánica supramáxima del EDL (80 V, 180 pps, 500 ms; Tabla 1). Registrar la longitud (en voltios y milímetros) de la fuerza tetánica supramáxima en L0 y volver a medir las fibras desde nudo de sutura a nudo de sutura con el calibrador.
      ​NOTA: Aumentar la longitud del músculo en pasos de 0,5 V/0,65 mm dará como resultado una L0 más precisa tanto para la respuesta tética como para la tetánica.
    6. Encontrar la fuerza isométrica submáxima del EDL (45 V, 110 pps, 500 ms; Tabla 1) en L0 antes y después del experimento para asegurarse de que no haya ocurrido fatiga debido al protocolo de estimulación. Una disminución del 10% en la fuerza se considera un músculo "fatigado".
ExperimentoIntensidad de la simulación (V)Frecuencia del pulso (pps / Hz)Duración de la estimulación (ms)Comentarios
1. "Calentamiento"8011Aumentar o disminuir la longitud en 0,50 V para encontrar una tensión pasiva de 1 V
2. Longitud óptima del músculo para el espasmo (L0)8011Aumentar o disminuir la longitud en 0,50 V para encontrar una tensión pasiva de ~1 V
3. Longitud óptima del músculo para la tetania (L0)80180500Descansar 3 min entre cada cambio de longitud de 0,50 V
4. L0 submáxima previa al experimento45110500A la longitud de L0
6. Experimentos con avatar45110Usar cíclicamente cambios de longitud representativos para el EDL del ratón
7. L0 submáxima posterior al experimento45110500Regresar a L0 después del experimento y medir L0

Tabla 1: Protocolo de estimulación. Protocolo de estimulación para determinar la longitud óptima de contracción y tétanos supramáximos y submáximos. El protocolo varía según la intensidad de estimulación, el tiempo y el número de impulsos por segundo.

3. Realización de la técnica de lazo de trabajo "avatar" utilizando trayectorias de deformación seleccionadas in vivo

  1. Configure el software necesario para completar las técnicas de bucle de trabajo de "avatar" (consulte Tabla de materiales).
    NOTA: Se necesita un archivo de entrada (.csv o similar) que especifique la longitud del músculo en cada paso de tiempo (ver paso 1.4). Son necesarios los valores de entrada para el porcentaje del ciclo en el que comienza la estimulación y para la duración de la estimulación (ver Figura suplementaria 3 por ejemplo).
  2. Técnica completa del bucle de trabajo de "avatar".
    NOTA: Aunque utilizamos un programa personalizado de LabView, los investigadores pueden emplear cualquier programa que permita controlar los cambios de longitud en el EDL de ratón mediante una palanca de servomotor, controlar el inicio (% del ciclo) y la duración (ms) de la estimulación en momentos específicos, y medir la fuerza muscular. Véase Figura suplementaria 3 para una ilustración del programa que utilizan los autores.
    1. Cargue los cambios de deformación escalados junto con la excursión de longitud escalada en el programa del paso 1.4. Consulte los pasos 1.4, 3.3 y la sección de Discusión para obtener más información sobre los "cambios de deformación escalados".
    2. Ajuste la longitud inicial del músculo si es necesario (ver sección 3.3). Introduzca la longitud inicial en V y mm para calibrar los resultados (ver Figura suplementaria 3).
    3. Utilice el inicio y la duración de la estimulación calculados en el paso 1.3.
    4. Haga pasar el músculo por los cambios de longitud escalonados con una amplitud de desplazamiento determinada durante dos ciclos.
    5. Guarde los datos. Si se recopilan varios protocolos de estimulación en el mismo músculo, espere 3 min entre cada estimulación.
    6. Estimular en la longitud óptima (L0) utilizando una activación submáxima para determinar si se ha producido fatiga. Si la fuerza disminuye más del 10%, se considera que los músculos están fatigados. Véase Tabla 1 para protocolos de estimulación.
    7. Retire el músculo del baño. Retire los nudos de lazo del músculo y seque con cuidado el exceso de solución. Pese el músculo. Determine el área fisiológica de la sección transversal utilizando la fórmula estándar: masa del músculo/(L0*1.06)19.
  3. Ajuste los parámetros para la técnica de bucle de trabajo de "avatar" (véase la sección de Discusión).
    1. Determinar la longitud inicial y la excursión de longitud mediante la coincidencia de la ex vivo aumento de la tensión pasiva al aumento de la tensión pasiva observado in vivo (Figura 2).
      NOTA: Este estudio utilizó porcentaje de L0 a escala de la longitud inicial (mm) y la excursión (% L0; ver paso 1.4 y sección de Discusión). Para igualar el aumento de tensión en ex vivo mouse EDL a la del in vivo rat MG, los autores encontraron que la longitud inicial en L0 produjo el mejor ajuste (Figura 2).
    2. Elija tres longitudes iniciales (por ejemplo, -5 % L0, L0, y +5% L0). Realice el ciclo de trabajo "avatar" en cada una de estas longitudes iniciales con una excursión de longitud especificada (por ejemplo, 10 % L0).
      NOTA: En los experimentos actuales con "avatar" utilizando el músculo EDL de ratón, una excursión de longitud del 10% de L0 se utilizó.
    3. Repita con nuevas longitudes iniciales y/o excursiones hasta que la tasa de ex vivo el aumento de la tensión pasiva es similar a la tasa de in vivo aumento de la tensión pasiva (ver Figura 2B).
    4. Dependiendo de los tipos de fibras y de la dinámica de activación de los músculos utilizados, aumente o disminuya la duración de la estimulación para optimizar la coincidencia entre ex vivo y in vivo fuerza. Por lo tanto, puede ser necesario cambiar el inicio y/o la duración de la estimulación para ajustarla adecuadamente in vivo producción de fuerza durante experimentos con "avatar"
    5. Para decidir si esto es necesario (véase la sección de Discusión), grafique la fuerza frente al tiempo del "avatar" y in vivo músculo (Figura 3) y calcule el coeficiente de determinación R2 al elevar al cuadrado la correlación escalada entre la fuerza muscular objetivo y la de un músculo "avatar" (véase Resultados representativos).

Gráfico de equilibrio estático, ΣFx=0, que muestra el análisis del ciclo de trabajo; diagrama de tensión vs. deformación a escala.
Figura 2: Aumento de la tensión pasiva coincidente. Ciclos de trabajo que muestran el in vivo y ex vivo aumento de la tensión pasiva (flechas). in vivo bucle de trabajo escalado del músculo gastrocnemio de rata (negro) durante la marcha a 2,9 Hz (datos de Wakeling et al.)15). Ex vivo bucles de trabajo escalados del EDL de ratón (verde) a 2,9 Hz. (ALa longitud inicial del músculo EDL del ratón es +5 % L0. (B) La longitud inicial del músculo EDL del ratón es L0. Tenga en cuenta que el aumento de la tensión pasiva ex vivo coincide con el in vivo aumento de tensión en A pero no en B. Las líneas más gruesas indican estimulación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Gráfico de estrés vs. tiempo que muestra curvas de respuesta dinámica en el análisis de pruebas de materiales.
Figura 3: Optimización de la duración de la estimulación del EDL de ratón para ajustarse a la fuerza in vivo del GM de rata (línea negra). La fuerza generada por el EDL de ratón mediante la estimulación basada en EMG (línea verde punteada) disminuye antes que la fuerza in vivo, probablemente debido a una desactivación más rápida del EDL de ratón en comparación con el GM de rata. Para optimizar el ajuste entre las fuerzas in vivo y ex vivo, el EDL de ratón fue estimulado durante un período más prolongado (línea verde continua). R2 de la estimulación basada en EMG = 0,55, R2 de la estimulación optimizada = 0,91. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Resultados

El objetivo de los experimentos con "avatar" es replicar in vivo producción de fuerza y rendimiento de trabajo tan cercanamente como sea posible durante ex vivo experimentos de bucle de trabajo. En este estudio se eligió utilizar el EDL de ratón como "avatar" del MG de rata porque el EDL de ratón y el MG de rata están compuestos principalmente por músculos de contracción rápida20,21. Ambos músculos son movimientos primarios de la articulación de...

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Discusión

Si bien los organismos se mueven sin problemas a través de los paisajes, las cargas y tensiones subyacentes que experimentan los músculos varían drásticamente 1,6,23. Tanto durante la locomoción in vivo 1,24 como en los experimentos de "avatar", los músculos se estimulan submáximamente en condiciones cíclicas y no estables. Las relaciones isométricas fuerza-long...

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Divulgaciones

Todos los autores reconocen que no hay conflicto de intereses.

Agradecimientos

Agradecemos al Dr. Nicolai Konow por proporcionar los datos utilizados en este estudio. Financiado por NSF IOS-2016049 y NSF DBI-2021832.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Sutura de seda trenzada no absorbible 4-0 Mersilk 734H
Cloruro de calcio dihidratado (CaCl2)Sigma-Aldrich1086436Krebs-Henseleit  solución
Dextrosa Sigma-AldrichD9434Krebs-Henseleit  solución
HEPESSigma-AldrichPHR1428Krebs-Henseleit  solución
de ácido hidrothídrico (HCl) Sigma-Aldrich1.37055Krebs-Henseleit  solución
LabView Data Collection de
magnesio (MgSO4)Sigma-AldrichM7506Krebs-Henseleit  solución
de cloruro de potasio (KCl) Sigma-AldrichP3911Krebs-Henseleit  solución
Fosfato de Potasio Monobásico (KH2PO4)Sigma-Aldrich5.43841Krebs-Henseleit  solución
S88 Estimuladorde céspedM643H05Disponible para su compra en Ebay
El sistema de palanca de la serie 300BAurora1200Aincluye baño de papel tisú con camisa de agua
Bicarbonato de sodio (NaHCO3)Sigma-AldrichS5761Krebs-Henseleit  solución
de cloruro de sodio (NaCl) Sigma-AldrichS9888Krebs-Henseleit  solución
de hidróxido de sodio (NaOH)Sigma-AldrichS5881Krebs-Henseleit  solución
Ratones de tipo salvajeJackson LaboratoryB6C3Fe a/a Ttn mdm/J
Sulfato

Referencias

  1. Dickinson, M. H. How Animals move: an integrative view. Science. 288 (5463), 100-106 (2000).
  2. Sponberg, S., Abbott, E., Sawicki, G. S. Perturbing the muscle work loop paradigm to unravel the neuromechanics of unsteady locomotion. Journal of Experimental Biology. 226 (7), 243561(2023).
  3. Daley, M. A., Biewener, A. A. Running over rough terrain reveals limb control for intrinsic stability. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (42), 15681-15686 (2006).
  4. Daley, M. A., Usherwood, J. R., Felix, G., Biewener, A. A. Running over rough terrain: guinea fowl maintain dynamic stability despite a large unexpected change in substrate height. Journal of Experimental Biology. 209 (1), 171-187 (2006).
  5. Daley, M. A. Understanding the agility of running birds: Sensorimotor and mechanical factors in avian bipedal locomotion. Integrative and Comparative Biology. 58 (5), 884-893 (2018).
  6. Biewener, A. A. Animal locomotion. , Oxford University Press. Oxford New York. (2003).
  7. Robertson, B. D., Sawicki, G. S. Unconstrained muscle-tendon workloops indicate resonance tuning as a mechanism for elastic limb behavior during terrestrial locomotion. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (43), E5891-E5898 (2015).
  8. Josephson, R. K. Mechanical power output from striated muscle during cyclic contraction. The Journal of Experimental Biology. 114, 493-512 (1985).
  9. Ahn, A. N. How muscles function - the work loop technique. Journal of Experimental Biology. 215 (7), 1051-1052 (2012).
  10. Sawicki, G. S., Robertson, B. D., Azizi, E., Roberts, T. J. Timing matters: tuning the mechanics of a muscle-tendon unit by adjusting stimulation phase during cyclic contractions. Journal of Experimental Biology. 218 (19), 3150-3159 (2015).
  11. Libby, T., Chukwueke, C., Sponberg, S. History-dependent perturbation response in limb muscle. Journal of Experimental Biology. 223 (1), (2020).
  12. Askew, G. N., Marsh, R. L., Ellington, C. P. The mechanical power output of the flight muscles of blue-breasted quail ( Coturnix chinensis ) during take-off. Journal of Experimental Biology. 204 (21), 3601-3619 (2001).
  13. Sponberg, S., Libby, T., Mullens, C. H., Full, R. J. Shifts in a single muscle's control potential of body dynamics are determined by mechanical feedback. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1570), 1606-1620 (2011).
  14. Loeb, G. E., Brown, I. E., Cheng, E. J. A hierarchical foundation for models of sensorimotor control. Experimental Brain Research. 126 (1), 1-18 (1999).
  15. Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. Journal of Biomechanics. 117, 110242(2021).
  16. The Mathworks. MATLAB:R2021a. The Mathworks. , (2021).
  17. Tenan, M. S., Tweedell, A. J., Haynes, C. A. Analysis of statistical and standard algorithms for detecting muscle onset with surface electromyography. PLOS ONE. 12 (5), 0177312(2017).
  18. Roberts, T. J., Gabaldón, A. M. Interpreting muscle function from EMG: lessons learned from direct measurements of muscle force. Integrative and Comparative Biology. 48 (2), 312-320 (2008).
  19. Rice, N., Bemis, C. M., Daley, M. A., Nishikawa, K. Understanding muscle function during perturbed in vivo locomotion using a muscle avatar approach. Journal of Experimental Biology. 226 (13), 244721(2023).
  20. Silva Cornachione, A., CaçãoOliveiraBenedini-Elias, P., Cristina Polizello , P., César Carvalho, L., CláudiaMattiello-Sverzut, A. Characterization of Fiber types in different muscles of the hindlimb in female weanling and adult wistar rats. Acta Histochemica Et Cytochemica. 44 (2), 43-50 (2011).
  21. Hämäläinen, N., Pette, D. The histochemical profiles of fast fiber types IIB, IID, and IIA in skeletal muscles of mouse, rat, and rabbit. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 41 (5), 733-743 (1993).
  22. Charles, J. P., Cappellari, O., Spence, A. J., Hutchinson, J. R., Wells, D. J. Musculoskeletal geometry, muscle architecture and functional specialisations of the mouse hindlimb. PLOS ONE. 11 (4), 0147669(2016).
  23. Nishikawa, K. Titin: A Tunable spring in active muscle. Physiology (Bethesda, Md). 35 (3), 209-217 (2020).
  24. Dick, T. J. M., Biewener, A. A., Wakeling, J. M. Comparison of human gastrocnemius forces predicted by Hill-type muscle models and estimated from ultrasound images). The Journal of Experimental Biology. 220, 1643-1653 (2017).
  25. Daley, M. A., Biewener, A. A. Leg muscles that mediate stability: mechanics and control of two distal extensor muscles during obstacle negotiation in the guinea fowl. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 366 (1570), 1580-1591 (2011).
  26. Seth, A., Sherman, M., Reinbolt, J. A., Delp, S. L. OpenSim: a musculoskeletal modeling and simulation framework for in silico investigations and exchange. Procedia IUTAM. 2, 212-232 (2011).
  27. Sandercock, T. G., Heckman, C. J. Doublet potentiation during eccentric and concentric contractions of cat soleus muscle. Journal of Applied Physiology. 82 (4), Bethesda, Md. 1219-1228 (1997).
  28. Marsh, R. L. How muscles deal with real-world loads: the influence of length trajectory on muscle performance. The Journal of Experimental Biology. 202, 3377-3385 (1999).
  29. Hessel, A. L., Monroy, J. A., Nishikawa, K. C. Non-cross bridge viscoelastic elements contribute to muscle force and work during stretch-shortening cycles: evidence from whole muscles and permeabilized fibers. Frontiers in Physiology. 12, 648019(2021).
  30. Lindstedt, S., Nishikawa, K. Huxleys' missing filament: form and function of titin in vertebrate striated muscle. Annual Review of Physiology. 79, 145-166 (2017).
  31. Abbate, F., De Ruiter, C. J., Offringa, C., Sargeant, A. J., De Haan, A. In situ rat fast skeletal muscle is more efficient at submaximal than at maximal activation levels. Journal of Applied Physiology. 92 (5), 2089-2096 (2002).
  32. Eng, C. M., Smallwood, L. H., Rainiero, M. P., Lahey, M., Ward, S. R., Lieber, R. L. Scaling of muscle architecture and fiber types in the rat hindlimb. Journal of Experimental Biology. 211 (14), 2336-2345 (2008).
  33. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology (Bethesda, Md). 34 (1), 5-13 (2019).
  34. Zajac, F. E. Muscle and tendon: properties, models, scaling, and application to biomechanics and motor control. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 17 (4), 359-411 (1989).
  35. Rice, N. Understanding muscle function during in vivo locomotion using a novel muscle avatar approach. ProQuest Dissertations and Theses. , https://libproxy.nau.edu/login?url=https://www.proquest.com/dissertationstheses/understanding-muscle-function-during-em-vivo/docview/2444890224/se-2?accountid=12706 (2020).

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