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Detección de sensibilidad a fármacos esferoides en líneas de células madre de glioma

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DOI:

10.3791/65655

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2 de febrero de 2024

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1Division of Oncology, Children’s Hospital of Philadelphia, 2Department of Pediatrics, Perelman School of Medicine at the University of Pennsylvania, 3School of Medicine, University of Pennsylvania

En este artículo

Resumen

Los exámenes de detección de sensibilidad a los medicamentos in vitro son herramientas importantes para descubrir combinaciones de medicamentos contra el cáncer. Las células cultivadas en esferas activan diferentes vías de señalización y se consideran más representativas de los modelos in vivo que las líneas celulares monocapa. Este protocolo describe un método para el cribado in vitro de líneas de esferoides.

Resumen

Los exámenes de detección de sensibilidad a los fármacos in vitro son herramientas importantes en el descubrimiento de terapias combinadas de fármacos contra el cáncer. Por lo general, estos exámenes de detección de fármacos in vitro se realizan en células cultivadas en una monocapa. Sin embargo, estos modelos bidimensionales (2D) se consideran menos precisos en comparación con los modelos de células esferoides tridimensionales (3D); Esto es especialmente cierto para las líneas de células madre de glioma. Las células cultivadas en esferas activan diferentes vías de señalización y se consideran más representativas de los modelos in vivo que las líneas celulares monocapa. Este protocolo describe un método para el cribado in vitro de líneas de esferoides; Se utilizan como ejemplo las líneas de células madre de glioma humano y de ratón. Este protocolo describe un ensayo 3D de sensibilidad y sinergia de fármacos esferoides, que puede utilizarse para determinar si un fármaco o una combinación de fármacos induce la muerte celular y si dos fármacos sinergizan. Las líneas de células madre de glioma se modifican para expresar RFP. Las células se colocan en placas de fondo de pozo redondo de fijación baja 96, y se permite que se formen esferas durante la noche. Se añaden fármacos y se monitoriza el crecimiento midiendo la señal RFP a lo largo del tiempo utilizando el sistema de imágenes en vivo Incucyte, un microscopio de fluorescencia integrado en la incubadora de cultivo de tejidos. Posteriormente, se calculan la concentración inhibitoria máxima media (IC50), la dosis letal mediana (DL50) y la puntuación de sinergia para evaluar la sensibilidad a los fármacos solos o en combinación. La naturaleza tridimensional de este ensayo proporciona un reflejo más preciso del crecimiento tumoral, el comportamiento y las sensibilidades a los fármacos in vivo, lo que constituye la base para futuras investigaciones preclínicas.

Introducción

El glioblastoma es una neoplasia cerebral devastadora de alto grado con una supervivencia general a cinco años del 5 %1. Los gliomas de alto grado (HGG), como el glioblastoma, representan la principal causa de mortalidad relacionada con el cáncer en la población pediátrica2 y también son uno de los tumores más recalcitrantes para tratar en adultos3. A pesar de los avances significativos en nuestra comprensión de los impulsores moleculares de la HGG, las opciones de tratamiento siguen siendo limitadas3, lo que enfatiza la necesidad de métodos de detección de fármacos que predigan con mayor precisión las sensibilidades terapéuticas en la clínica.

Los cultivos celulares en 3D se han utilizado principalmente para el modelado del comportamiento celular fisiológicamente relevante4. Además, la arquitectura 3D del microambiente tumoral puede recapitularse in vitro mediante el establecimiento de ensayos de crecimiento 3D5. El crecimiento de esferoides también activa diferentes vías de señalización y, por lo tanto, se considera más representativo de los modelos in vivo 6,7 en comparación con el cultivo 2D. Las células madre HGG pediátricas y nuestras líneas de células madre de glioma NF1 de ratón crecen naturalmente como neuroesferas, y utilizaron estas líneas de células de glioma NF1 de ratón en un cribado de fármaco de rendimiento medio8. Las líneas pediátricas utilizadas aquí se derivaron de HGG pediátrico hemisférico, de línea media y cerebelosa y fueron adquiridas y caracterizadas completamente por la Children's Brain Tumor Network (perfiles de mutación y expresión génica)9. Estas líneas fueron modificadas para expresar una proteína fluorescente roja nuclear (RFP), que permite el monitoreo de la proliferación y la supervivencia utilizando el sistema de imágenes en vivo Incucyte. La intensidad de la señal RFP es representativa del número de células presentes. También se podrían utilizar otros fluoróforos, como la proteína fluorescente verde (GFP).

La quimioterapia combinada para la leucemia linfoblástica aguda infantil, los linfomas, las neoplasias epiteliales malignas y muchos otros cánceres es una forma eficaz de erradicar los tumores y prevenir la resistencia a los fármacos individuales10,11. Sin embargo, hay información limitada sobre qué agentes combinar para lograr sensibilidades terapéuticas en el HGG, lo que fomenta el uso de modelos de esferoides más precisos en las pruebas de fármacos in vitro.

Protocolo

Todos los procedimientos de protocolo fueron aprobados por la Junta de Revisión Institucional (IRB) del Children's Hospital of Philadelphia.

1. 3D recubrimiento de células esferoides.

  1. Prepare el medio de células madre para el glioma: Para hacer el medio base, agregue 50 mL del suplemento de proliferación y 5 mL de una solución de penicilina-estreptomicina 100x (10,000 U/mL) al medio basal (500 mL). Para producir medios de células madre para glioma, agregue factor de crecimiento epidérmico (EGF) y factor de crecimiento básico de fibroblastos (bFGF) a una concentración final de 20 ng/mL y 10 ng/mL, respectivamente, según la descripción del fabricante.
    NOTA: Los medios de células madre para glioma se pueden usar durante 1 semana cuando se almacenan a 4 °C.
  2. Disociar las células que expresan RFP:
    NOTA: En este ejemplo, se utiliza la línea de células madre NF1 HGG de ratón 5746.
    1. Transfiera las esferas de glioma a un tubo cónico de 15 ml y centrifuga las esferas de glioma en una centrífuga (150 x g durante 5 minutos). Retirar el sobrenadante y añadir 300 μL de accutasa para disociar las esferas (incubar durante 5 min a 37 °C).
    2. Agregue 1 mL de medio de células madre para glioma y rompa las esferas mediante un pipeteo suave. Centrifugar las células disociadas durante 5 minutos a 150 x g, aspirar el sobrenadante y disolver el gránulo en 1 mL de medio de células madre de glioma.
  3. Mida la concentración de células con un contador de células o un hemocitómetro. Cuando utilice un contador de células de fluorescencia, añada 18 μL de la suspensión celular a 2 μL de tinción de naranja de acridina/yoduro de propidio. Cargue 12 μL de esta suspensión en un hemocitómetro para contar el número de células vivas/muertas presentes en la suspensión.
  4. Diluir las células hasta una concentración final de 2.000 células por cada 100 μL de medios de células madre de glioma.
    NOTA: Las modificaciones en la concentración celular pueden depender de la línea celular y se pueden ajustar en consecuencia.
  5. Con una pipeta multicanal, dispense 100 μL de la suspensión celular (2.000 celdas por 100 μL) en cada pocillo de una placa de fijación baja de fondo redondo de 96 pocillos mediante pipeteo inverso.
    NOTA: Utilice placas de fijación bajas de fondo redondo; Estas placas estimularán la formación de una sola esfera de glioma en cada pocillo. El pipeteo inverso evita la formación de burbujas, que interferirán con la captura de imágenes del sistema de análisis de células vivas.
  6. Centrifugar las placas a 150 x g durante 5 min.
    NOTA: La centrifugación es un paso crítico para iniciar la formación de la neurosfera en 3D.
  7. Incubar durante la noche para permitir que se forme una sola esfera en cada pocillo.

2. Adición de fármacos para el ensayo de sinergia (Figura 1)

  1. Asegúrese de que cada pocillo de la placa de 96 pocillos reciba una concentración específica de los fármacos 1 y 2. Cree una cuadrícula en la que cada concentración de fármaco 1 se combine con cada concentración de fármaco 2 por duplicado.
  2. Realizar una dilución seriada de los dos fármacos para los que se determinará la sinergia (5 diluciones del fármaco 1 y 7 diluciones del fármaco 2) utilizando los medios de células madre del glioma (Figura 1A).
    NOTA: En este estudio, se utiliza una serie de dilución en serie al 50%; sin embargo, se puede utilizar cualquier serie de dilución.
    1. La serie de dilución debe ser 7 veces más concentrada que la concentración final deseada en cada pocillo. Por ejemplo, si la concentración final más alta para el fármaco 1 es de 1 μM, haga que la primera concentración de la serie de dilución para el fármaco 1 sea de 7 μM (1 mL, tubo B o I en la figura 1A).
    2. Agregue 500 μL de medios de células madre de glioma a cada tubo adicional de la serie de dilución (tubos C-H y J-M, como se muestra en la Figura 1).
    3. Para crear la serie de dilución, aspire 500 μL de la mezcla de fármaco del tubo B o del tubo I y añádalo al siguiente tubo de la serie de dilución del tubo C o del tubo J, respectivamente (que contiene 500 μL de medios de células madre de glioma). Mezclar bien y repetir hasta el siguiente tubo de la serie de dilución. Realice un control de DMSO (tubo A) y asegúrese de que la concentración de DMSO sea la misma en todas las condiciones.
      NOTA: Se pueden realizar modificaciones en las concentraciones del fármaco y en las series de dilución. Asegúrese de enumerar las concentraciones correctas del medicamento en el Archivo Suplementario 1 si se cambia la serie de dilución.
  3. A cada pocillo de las placas de 96 pocillos, agregue 20 μL del fármaco 1 y 20 μL del fármaco 2 mediante pipeteo inverso, como se muestra en la Figura 1B, para un volumen final de 140 μL por pocillo; Las combinaciones de medicamentos se evalúan por duplicado. Si utiliza el análisis posterior proporcionado para IC50 y LD50, utilice el diseño del fármaco como se muestra en la Figura 1B.
    1. En este ensayo, también se mide el efecto de cada fármaco por sí solo (sin que el otro fármaco esté presente). Asegúrese de agregar 20 μL de medio de control DMSO (Tubo A en la Figura 1B) a esos pocillos de un solo medicamento para llevar el volumen final de cada pocillo a 140 μL.
    2. Asegúrese de que los pocillos no contengan burbujas, ya que esto afectará las imágenes.
      NOTA: Se pueden realizar modificaciones en el volumen final; No obstante, asegúrese de ajustar las concentraciones del punto 2.2.
  4. Coloque las placas en el generador de imágenes en vivo y monitoree el crecimiento de cada esfera en cada pozo utilizando el módulo esferoide, configuración de esfera única, imágenes de campo claro y RFP con un aumento de 4x.
  5. Monitoree las placas durante 72 h, tomando imágenes de cada pocillo de la placa en un intervalo de tiempo regular, generalmente 2 h.
    NOTA: Cargue un mapa de placas correcto; esto asegurará un análisis posterior adecuado (Figura 1C).

3. Cálculo de IC50, DL50 y puntuación de sinergia (Figura 2 y Figura 3)

  1. Analice la intensidad de la RFP para cada pozo y cada punto de tiempo utilizando el software de imágenes en vivo. Los parámetros de análisis utilizados se enumeran en los archivos complementarios (Archivo complementario 2).
    NOTA: Se pueden utilizar diferentes parámetros de análisis según se prefiera.
  2. Exporte los datos de RFP como Intensidad de RFP integrada de rojo total para cada pozo, asegurándose de exportar los datos brutos no agrupados (Figura 2A).
    NOTA: Si se utiliza la plantilla proporcionada (Archivo Complementario 1) para calcular IC50 y DL50, es esencial cumplir con el punto 3.2
  3. Determine el promedio y la desviación estándar para cada combinación de medicamentos de (1) el cambio de pliegue en comparación con DMSO solo (para este cálculo, no se necesitan los valores de 0 h) y (2) el Log2 de cambio de pliegue en comparación con 0 h pegando los datos sin procesar en la hoja de Excel proporcionada (Figura 2B y vea el ejemplo en el Archivo complementario 1).
  4. Ajuste la concentración máxima de los medicamentos 1 y 2 en la hoja de cálculo (Figura 2B).
    NOTA: Asegúrese de ajustar las concentraciones de los medicamentos 1 y 2; de lo contrario, se calcularán valores incorrectos de LD50 e IC50.
  5. Calcule los valores de IC50 utilizando una aplicación de software de análisis de datos adecuada (en este caso, se utiliza GraphPad). Para el cálculo del valor de IC50, utilice el cambio de pliegue promedio y el cambio de pliegue de la desviación estándar en comparación con DMSO solo determinado en el paso 3.4, y copie las tablas de IC50 de medicamentos 1 y 2 en el software de análisis de datos (Log(inhibidor) vs. respuesta normalizada, pendiente variable) (Figura 3A).
    1. Utilice únicamente los datos de los pozos a los que se ha añadido un único compuesto para los cálculos de IC50. Utilice el registro de los valores de concentración de fármaco en el software de análisis de datos, que se calculan automáticamente en la hoja de cálculo proporcionada.
  6. Calcular la puntuación de sinergia:
    1. Utilice el cambio de plegado promedio en comparación con DMSO solo de cada combinación para calcular la puntuación de sinergia utilizando un paquete de software o un sitio web. Por ejemplo, https://synergyfinder.fimm.fi/ 12 (parámetros: ajuste de la curva LL4, método ZIP para el cálculo de la puntuación de sinergia). El archivo complementario 1 calcula automáticamente los valores necesarios para crear la tabla de entrada de sinergia que se puede cargar en SynergyFinder (Figura 3B). Un ejemplo de la tabla de entrada de sinergia se proporciona en el Archivo Complementario 3.
      NOTA: Una puntuación superior a 10 denota sinergia, una inferior a -10 denota antagonismo y un valor entre -10 y 10 muestra efectos aditivos.
  7. Calcule la puntuación LD50:
    1. Para cada concentración del fármaco 1, calcule la DL50 del fármaco 2. El archivo complementario calcula automáticamente el valor Log2 y la desviación estándar para cada concentración (Figura 3C).
    2. Introduzca el promedio y la desviación estándar del cambio de pliegue Log2 en comparación con 0 h, así como el número de réplicas en el software de análisis de datos (en este estudio, 2,) y calcule el valor de DL50 y la desviación estándar de DL50 determinando la concentración en -1 (Log2 = -1 representa el valor de log2 para el cual se pierde el 50% de la señal en comparación con 0 h). En estos cálculos, utilice el modelo de parámetros Log(inhibidor) vs. respuesta, pendiente variable 4.
      NOTA: El software de análisis de datos no calcula automáticamente la concentración del fármaco correspondiente a un valor log2 = -1; sin embargo, este valor se puede agregar a los cálculos reportados del software de análisis de datos como una ecuación definida por el usuario (Figura 3C). Asegúrese de utilizar los valores de concentración logarítmica en el software de análisis de datos, que se calculan automáticamente en la hoja de cálculo proporcionada. El archivo complementario 4 muestra los paneles IC50 y LD50 en el software GraphPad.

Resultados

A modo de ejemplo, se evaluó la sinergia de Trametinib (inhibidor de MEK) y GDC-0941 (inhibidor de PI3K), que inhiben dos vías efectoras posteriores de RAS en la línea de células madre de glioma de ratón 5746 (que expresa RFP) (Figura 4). La figura 4A muestra la misma esfera a las 0 h y a las 72 h tratada con una combinación de Trametinib y GDC-0941. Estas imágenes se exportaron directamente desde el software de creación de imágenes en vivo. IC50 y LD50 se calcularon como se describe en GraphPad (Figura 4B, D), la sinergia se calculó utilizando SynergyFinder (Figura 4C). La Figura 4B muestra el resultado de los cálculos IC50; Se muestran los valores de LogIC50, Hillslope e IC50 para ambos fármacos, así como el intervalo de confianza del 95% y la bondad de ajuste. La figura 4C muestra la curva dosis-respuesta para cada fármaco solo (concentración del fármaco frente al porcentaje de inhibición), una matriz codificada por colores que muestra el porcentaje de inhibición del crecimiento para cada combinación de fármacos, y un gráfico 3D de la puntuación de sinergia entre ambos fármacos, en este caso, la puntuación de sinergia es de 22,356. La Figura 4D muestra la salida de los valores de DL50 de los fármacos solos o en combinación. De importancia son los valores de LogLD50 y DL50 y sus respectivos intervalos de confianza del 95%. Como se esperaba, las DL50 para Trametinib son más bajas con concentraciones más bajas de GDC-0941. Es importante recordar que la DL50 es un marcador de muerte celular y denota un 50% de muerte celular en comparación con el punto de inicio del ensayo.

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Figura 1: Configuración de una placa de 96 pocillos de sinergia de 2 fármacos. (A) Representación esquemática de la serie de dilución 1/2 de los fármacos 1 y 2. Las concentraciones del fármaco deben ser 7 veces más altas que la concentración final en cada pocillo. (B) Imagen del punto 0 h de una placa de 96 pocillos con 5746 esferas RFP. La serie de dilución del fármaco 1 se añade a cada fila según lo indicado para un total de 7 diluciones y un control de DMSO. La serie de diluciones del fármaco 2 se añade cada vez a 2 columnas, según se indique, para un total de 5 diluciones y un control de DMSO. (C) Ejemplo del mapa de placas cargado en el software de imágenes en vivo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 2: Exportación de los datos adquiridos. (A) Después de 72 h de mediciones, se exporta la Intensidad Integrada del Objeto Rojo Total para cada pozo y cada punto de tiempo. La agrupación se establece en Ninguno. Para las opciones de exportación (derecha), elija Organizar por réplicas y Destino al portapapeles. (B) Pegar los datos exportados en la celda indicada de la hoja de cálculo (Archivo Complementario 1). Actualice la concentración más alta para cada medicamento según se indique. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 3: Procesamiento de los datos adquiridos. (A) Tablas de entrada IC50 que se pueden copiar en el softwar de análisis de datos para su análisis (Archivo Suplementario 4, panel IC50). Estas tablas se generan automáticamente en el Fichero Complementario 1. (B) Se puede generar una tabla de entrada de sinergia para el programa SynergyFinder copiando la tabla de viabilidad en el Archivo Suplementario 3. Este archivo se carga en https://synergyfinder.fimm.fi/ con las selecciones indicadas. La puntuación de sinergia y la matriz se calculan automáticamente. (C) Tablas de entrada LD50 que se pueden copiar en el software de análisis de datos (Archivo complementario 4, panel LD50) para su análisis. Estas tablas se generan automáticamente en el Fichero Complementario 1. La parte inferior muestra cómo se agregó el DL50 a los valores informados en el software de análisis de datos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 4: Ejemplo de resultados de un estudio de sinergia de Trametinib y GDC-0941 en 5746 esferas de células madre de glioma. (A) Imagen a las 0 h y 72 h post-tratamiento de una esfera RFP 5746 tratada con 10 nM de Trametinib y 1000 nM GDC-0941. (B) Salida de los cálculos de IC50 que muestra el valor de IC50 y la desviación estándar de IC50. (C) Resultado del programa SynergyFinder. Izquierda: curvas de inhibición, centro: tabla de porcentaje de inhibición, derecha: mapa de sinergia que muestra que Trametinib y GDC-0941 tienen una puntuación de sinergia de 22,3. (D) Salida de los cálculos de DL50, que muestra los valores de DL50 y la desviación estándar calculada en el DL50. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Archivo Suplementario 1: Parámetros utilizados para analizar la señal RFP en el Incucyte. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Archivo complementario 2: Hoja de cálculo donde se procesan los datos generados y se generan tablas de entrada para GraphPad y SynergyFinder. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Archivo complementario 3: Hoja de cálculo de la tabla de entrada de SynergyFinder. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Archivo complementario 4: Archivo GraphPad para calcular los valores de IC50 y LD50 Haga clic aquí para descargar este archivo.

Discusión

Este protocolo describe los ensayos de cribado de fármacos en 3D que se han utilizado eficazmente para evaluar las vulnerabilidades de los fármacos en modelos esferoides de glioma8. Este sistema de ensayo de esferoides 3D se diseñó específicamente para permitir una investigación preclínica más precisa de las quimioterapias combinatorias para líneas celulares de glioma cultivadas en esferas. Para HGG, este método proporciona un marco para identificar posibles vulnerabilidades de los medicamentos para esta enfermedad devastadora. Sin embargo, las aplicaciones potenciales de este sistema no se limitan al glioma y este protocolo se puede utilizar para evaluar nuevas terapias en modelos 3D de otras afecciones.

El objetivo de este estudio es mejorar la predictibilidad de los cribados de fármacos in vitro para priorizar aquellas combinaciones de fármacos que tienen la mayor probabilidad de éxito en los estudios preclínicos y, finalmente, en la clínica. Especialmente en el glioma, la identificación de combinaciones potentes de fármacos mediante pruebas de detección de fármacos in vitro que se traducen bien en la clínica ha seguido siendo limitada. Esto se debe, en parte, al uso de líneas celulares de glioma cultivadas en sueromenos ideales 13, el uso de ensayos monocapa 2D4 y un enfoque en los valores de IC50 (50% de crecimiento reducido) en lugar de DL50 (50% menos de células en comparación con el comienzo del ensayo)14. Los ensayos de crecimiento esferoide in vitro de células madre de glioma se utilizan para priorizar las combinaciones de fármacos a evaluar en nuestros modelos preclínicos. En nuestra priorización de combinaciones de fármacos, se tienen en cuenta algunas medidas: 1) Valores bajos de DL50, un enfoque en la muerte celular en lugar de reducir la proliferación eleva el éxito potencial; 2) Idealmente, estos valores de DL50 están por debajo del valor Cmax, la concentración sérica máxima que se puede alcanzar de manera segura durante los estudios farmacocinéticos de medicamentos para ensayos clínicos, si está disponible; 3) Una alta puntuación de sinergia, si ambos fármacos funcionan de forma sinérgica, esto apunta a una cooperación mecanicista entre ambos fármacos. Aunque este último punto no es necesario para identificar combinaciones potentes de fármacos, la sinergia puede mejorar la eficacia de los fármacos sin aumentar las toxicidades de los fármacos.

Es importante destacar que las evaluaciones in vitro de las sensibilidades a los medicamentos siguen siendo una herramienta importante para descubrir nuevas terapias o combinaciones de medicamentos que puedan reducir los tumores. El protocolo aquí presentado nos permite determinar la sensibilidad y sinergia de los fármacos con un sistema de ensayo de crecimiento de esferoides en 3D que se puede utilizar para priorizar las combinaciones de fármacos a evaluar en modelos preclínicos.

El protocolo implica varios pasos críticos. Estamos midiendo el crecimiento de colonias individuales en cada pocillo de una placa de 96 pocillos. El uso de placas de pocillo de fondo redondo de baja adherencia es fundamental para garantizar que las células no se adhieran al pocillo y que se estimule la formación de esferas. El pozo de fondo redondo asegura que la esfera única siempre esté ubicada en el mismo lugar de la placa de 96 pocillos.

Después de enchapar las celdas, las placas deben centrifugarse para garantizar que todas las celdas enchapadas se unan en el punto más bajo del pocillo de fondo redondo y que se forme una sola esfera 3D. El volumen total de cada pocillo debe ser de 140 μL. Esto asegurará las concentraciones finales correctas de los fármacos respectivos en cada pocillo.

Al pipetear en la placa de 96 pocillos, utilice la técnica de pipeteo inverso, esto reduce el riesgo de generar burbujas de aire en los pocillos. Las burbujas de aire impiden que el generador de imágenes en vivo obtenga imágenes correctas de cada pocillo, y la intensidad de la fluorescencia será incorrecta, lo que afectará el análisis posterior de los resultados.

El diseño de la placa y las hojas de cálculo proporcionadas son específicos del protocolo descrito. Si uno se desvía del recubrimiento, se calcularán valores incorrectos de IC50 y LD50. La hoja de cálculo calcula automáticamente las diluciones cuando se proporciona la concentración más alta. Para cada experimento, actualice la concentración más alta, de lo contrario, se calcularán valores incorrectos de IC50 y LD50.

Graphpad utiliza concentraciones logarítmicas para calcular los valores IC50 y LD50. Estas concentraciones logarítmicas se calculan automáticamente en la hoja de cálculo proporcionada y se pueden copiar directamente al software. Si no se utilizan concentraciones logarítmicas, se obtendrán valores incorrectos de IC50 y DL50.

Estamos utilizando líneas celulares que crecen naturalmente como esferas. Se puede forzar a las células adherentes a entrar en una esfera utilizando este protocolo; Sin embargo, no está garantizado que puedan proliferar. El número de células sembradas en cada pocillo puede depender de la línea celular y depender de las características de crecimiento únicas de las líneas celulares individuales, que se pueden ajustar fácilmente. Las curvas de dilución propuestas son solo sugerencias. Se pueden realizar modificaciones en las concentraciones del fármaco y en las series de dilución. Sin embargo, es importante enumerar las concentraciones correctas del fármaco en el Archivo Suplementario 1 si se cambia la serie de dilución; de lo contrario, los valores calculados de IC50 y DL50 serán incorrectos. Uno puede optar por usar un diseño de placa diferente; Por ejemplo, use solo una réplica en lugar de dos. Para ello, el usuario debe actualizar la hoja de cálculo para reflejar este cambio.

Después del enchapado, se forman múltiples esferas 3D en un solo pozo en raras ocasiones. En tal caso, repetir el paso de centrifugación (150 x g) hace que estas esferas se fusionen en una sola esfera. Si se comete un error de enchapado, que da como resultado un diseño de placa diferente, la hoja de cálculo proporcionada se puede modificar para reflejar el nuevo mapa de placas. Si un punto de datos es un valor atípico y debe eliminarse del análisis, se puede actualizar la hoja de cálculo proporcionada.

La principal limitación de este sistema es que utiliza líneas celulares cultivadas naturalmente como esferas y no líneas adherentes cultivadas en monocapas. Si las líneas celulares no pueden formar esferas, se deben utilizar los ensayos de proliferación 2D tradicionales. La ventaja de utilizar ensayos de crecimiento similares a organoides en 3D, como este, en comparación con las monocapas 2D convencionales, es que la arquitectura y las vías de señalización activadas reflejan con mayor precisión las observadas en modelos in vivo de enfermedades humanas, lo que enfatiza el potencial de traducción y la aplicabilidad de estos métodos.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Tubos de centrifugación de 15 mL CELLTREAT229411Tubos de centrífuga de polipropileno de 15 mL, estériles
Placa de 96 pocillosS-bioMS9096UZplaca de fijación ultrabaja de fondo redondo de 96 pocillos
AccutaseSTEMCELL Technologies7922Solución de desprendimiento de células
Naranja de acridina/yoduro de propidio Tinción LogosBiosystemsF23001Vivo/muerto tinción para el recuento de células
bFGFSTEMCELL Technologies78003.2Recombinante humano bFGF
Cell CounterLogos BiosystemsL20001LUNA-FL Contracentrífuga de células de fluorescencia dual
Eppendorf5810RCeldas y placas de centrífuga
DMSOPierce20688disolvente para compuestos
EGFSTEMCELL Tecnologías78006.2de EGF recombinante humano
Costar07-200-534Tubos de microcentrífuga
ExcelMicrosoftMicrosoft excel
GDC-0941SelleckchemS1065Drug 1
GraphPadGraphPadPrisma 9IC50 y LD50
BiosystemsLGBD10008Luna PhotonSlide
IncucyteSartoriusS3Microscopio de fluorescencia integrado en la incubadora de cultivo de tejidos que toma imágenes de cada pocillo a intervalos de tiempo específicos.
Software IncucyteSartoriusIncucyte 2022BAnálisis de datos de proliferación
MediaSTEMCELL Technologies5702NeuroCult (Ratón y Rata) kit de proliferación que contiene Medio basal y suplemento de crecimiento
Penicilina-Estreptomicina Gibco15140122Antibióticos para añadir a los medios
TrametinibSelleckchemS2673Drug 2
Tubos Eppendorf Cálculo de los logotipos de los hemocitómetros

Referencias

  1. Ostrom, Q. T., et al. CBTRUS statistical report: Primary brain and other central nervous system tumors diagnosed in the United States in 2013-2017. Neuro-Oncology. 22 (22 Suppl 2), v1-v95 (2020).
  2. Jones, C., et al. Paediatric and adult malignant glioma: close relatives or distant cousins. Nature Reviews. Clinical Oncology. 9 (7), 400-413 (2012).
  3. Wu, W., et al. Glioblastoma multiforme (GBM): An overview of current therapies and mechanisms of resistance. Pharmacological Research. 171, 105780(2021).
  4. Kenny, P. A., et al. The morphologies of breast cancer cell lines in three-dimensional assays correlate with their profiles of gene expression. Molecular Oncology. 1 (1), 84-96 (2007).
  5. Lv, D., et al. Three-dimensional cell culture: A powerful tool in tumor research and drug discovery. Oncology Letters. 14 (6), 6999-7010 (2017).
  6. Ghosh, S., et al. Three-dimensional culture of melanoma cells profoundly affects gene expression profile: a high density oligonucleotide array study. Journal of Cellular Physiology. 204 (2), 522-531 (2005).
  7. Kim, H., et al. Changes in global gene expression associated with 3D structure of tumors: an ex vivo matrix-free mesothelioma spheroid model. PLoS One. 7 (6), e39556(2012).
  8. Dougherty, J., et al. Identification of therapeutic sensitivities in a spheroid drug combination screen of Neurofibromatosis Type I associated high grade gliomas. Plos One. 18 (2), e0277305(2023).
  9. Ijaz, H., et al. Pediatric high-grade glioma resources from the Children's Brain Tumor Tissue Consortium. Neuro Oncology. 22 (1), 163-165 (2020).
  10. Chabner, B. A., Roberts, T. G. Jr Timeline: Chemotherapy and the war on cancer. Nature Reviews. Cancer. 5 (1), 65-72 (2005).
  11. Al-Lazikani, B., et al. Combinatorial drug therapy for cancer in the post-genomic era. Nature Biotechnology. 30 (7), 679-692 (2012).
  12. Ianevski, A., et al. SynergyFinder 3.0: an interactive analysis and consensus interpretation of multi-drug synergies across multiple samples. Nucleic Acids Research. 50 (W1), W739-W743 (2022).
  13. Ledur, P. F., et al. Culture conditions defining glioblastoma cells behavior: What is the impact for novel discoveries. Oncotarget. 8 (40), 69185-69197 (2017).
  14. Sazonova, E. V., et al. Drug toxicity assessment: cell proliferation versus cell death. Cell Death Discovery. 8 (1), 417(2022).

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