Microscopía de dos fotones sensible a la polarización para una caracterización estructural amiloide sin marcadores

Resumen

Este artículo describe cómo se podría aplicar la microscopía de dos fotones sensible a la polarización para caracterizar la organización local dentro de las superestructuras de amiloide sin marcado-esferulitas. También describe cómo preparar y medir la muestra, ensamblar la configuración requerida y analizar los datos para obtener información sobre la organización local de las fibrillas amiloides.

Resumen

En comparación con su contraparte de un fotón, la excitación de dos fotones es beneficiosa para los experimentos de bioimagen debido a su menor fototoxicidad, penetración más profunda en los tejidos, operación eficiente en sistemas densamente empaquetados y fotoselección angular reducida de fluoróforos. Por lo tanto, la introducción del análisis de polarización en la microscopía de fluorescencia de dos fotones (2PFM) proporciona una determinación más precisa de la organización molecular en una muestra en comparación con los métodos de imagen estándar basados en procesos ópticos lineales. En este trabajo, nos centramos en el 2PFM sensible a la polarización (ps-2PFM) y su aplicación en la determinación del ordenamiento molecular dentro de bioestructuras complejas-esferulitas amiloides. Las enfermedades neurodegenerativas, como el Alzheimer o el Parkinson, a menudo se diagnostican a través de la detección de agregados de proteínas amiloides formados debido a un proceso alterado de plegamiento incorrecto de proteínas. Explorar su estructura conduce a una mejor comprensión de su vía de creación y, en consecuencia, al desarrollo de métodos de diagnóstico más sensibles. En este trabajo se presenta el ps-2PFM adaptado para la determinación del ordenamiento local de las fibrillas dentro de las esferulitas de insulina bovina y agregados proteicos amiloidogénicos esféricos. Además, comprobamos que la técnica propuesta puede resolver la organización tridimensional de las fibrillas dentro de la esferulita.

Introducción

En las últimas décadas, aunque ha habido un desarrollo significativo de numerosas técnicas de microscopía de fluorescencia para la bioimagen de proteínas y sus agregados¹, solo unas pocas se han utilizado para resolver su ordenamiento local dentro de la muestra ^2,3. Se utilizó la microscopía de fluorescencia⁴ para estudiar la heterogeneidad estructural intrínseca de las superestructuras amiloides-esferulitas. Además, la determinación cuantitativa del ordenamiento local dentro de bioestructuras complejas y densamente empaquetadas, como las esferulitas, podría resolverse utilizando métodos sensibles a la polarización³. Sin embargo, las técnicas de fluorescencia estándar con penetración superficial en el tejido son limitadas, ya que el uso de longitudes de onda UV-VIS para excitar fluoróforos in vivo conduce a una alta dispersión de la luz tisular⁵. Además, este tipo de imágenes a menudo requiere el diseño y la unión de sondas fluorescentes específicas a una biomolécula específica, lo que aumenta el costo y la cantidad de trabajo necesario para realizar las imágenes.

Recientemente, para abordar estos problemas, nuestro equipo ha adaptado la microscopía de fluorescencia excitada por dos fotones sensible a la polarización (ps-2PFM) para obtener imágenes sin marcadores de estructuras biológicas ^6,7. Ps-2PFM permite medir la dependencia de la intensidad de fluorescencia de dos fotones en la dirección de polarización lineal del haz de excitación y el análisis de la polarización de la fluorescencia emitida⁸. La implementación de esta técnica requiere la suplementación de la ruta de excitación estándar de configuración de microscopio multifotónico (Figura 1) con una placa de media onda para controlar el plano de polarización de la luz. A continuación, se crean gráficos polares, que representan la dependencia de la intensidad de la fluorescencia excitada por dos fotones en la polarización del rayo láser de excitación, a partir de las señales recogidas por dos fotodiodos de avalancha, recogiendo así los dos componentes mutuamente perpendiculares de la polarización de la fluorescencia.

El último paso es el proceso de análisis de datos, teniendo en cuenta el impacto de los elementos ópticos, como espejos dicroicos o un objetivo de alta apertura numérica, sobre la polarización. Debido a la naturaleza del proceso de dos fotones, este método proporciona una fotoselección angular reducida y una resolución axial mejorada, ya que la excitación de dos fotones de los fluoróforos fuera del plano focal está probabilísticamente limitada. También se demostró que se podían implementar con éxito métodos similares para la obtención de imágenes in vivo de sondas de infrarrojo cercano (NIR) para la obtención de imágenes de tejidos profundos⁹. Ps-2PFM se ha aplicado previamente para obtener imágenes de fluoróforos en membranas celulares¹⁰ y ADN^11,12, así como marcadores fluorescentes no estándar de sistemas biológicos, como las nanopartículas de oro¹³. Sin embargo, en todos estos ejemplos, la información sobre la organización de las biomoléculas se obtenía de forma indirecta y requería una orientación mutua predefinida entre un fluoróforo y una biomolécula.

En uno de nuestros artículos recientes, hemos demostrado que ps-2PFM podría aplicarse con éxito para determinar la polarización local de la autofluorescencia de las superestructuras de amiloide y la fluorescencia de la tioflavina T, un colorante específico de amiloide, unido a las fibrillas de amiloide en las esferulitas⁶. Además, en otro, hemos demostrado que ps-2PFM podría utilizarse para detectar la orientación de las fibrillas amiloides dentro de las esferulitas amiloides en un régimen de tamaño submicrónico, lo que se confirmó al correlacionarlo con imágenes de microscopía electrónica de transmisión (TEM)⁷. El logro de este resultado fue posible gracias a i) la autofluorescencia intrínseca de esferulitas-amiloides, cuando se excitan con uno o dos fotones, exhiben autofluorescencia intrínseca con máximos de emisión ubicados en un rango de 450 a 500 nm y secciones transversales de absorción de dos fotones comparables con los colorantes fluorescentes estándar¹⁴, ii) modelos matemáticos introducidos anteriormente para describir cómo se podría aplicar el ps-2PEF de colorantes que marcan membranas biológicas y estructuras de ADN a fluorescencia exhibida por esferulitas y colorantes unidos a ellas ^8,11,15. Por lo tanto, antes de continuar con el análisis, recomendamos encarecidamente revisar la teoría requerida descrita tanto en el texto principal como en la información de apoyo de nuestro primer artículo sobre este tema⁶. Aquí, presentamos el protocolo de cómo aplicar la técnica ps-2PFM para una caracterización estructural amiloide libre de etiquetas de esferulitos de insulina bovina.

Protocolo

1. Preparación de los portaobjetos del microscopio con esferulitas adultas

NOTA: Consulte la Tabla de materiales para obtener detalles sobre todos los materiales, reactivos y equipos utilizados en este protocolo. Todas las soluciones se prepararon con agua desionizada (18,2 MΩ·cm a 25 °C) obtenida del sistema de purificación de agua.

1. Incubar las esferulitas amiloides según el protocolo descrito por Krebs et al¹⁶. con algunas modificaciones, como se describe a continuación.
   1. Pesar 10 mg de insulina en polvo en un tubo de 1,5 ml.
   2. Disolver el polvo con una alícuota de 1 mL de la solución desionizada de_H2O/HCl (pH 1,5).
   3. Selle la muestra con la cinta y colóquela en un mezclador térmico para incubar durante 24 h a 70 °C (0 rpm).
      NOTA: Para realizar la obtención de imágenes de los amiloides en su entorno nativo (es decir, hidratado) y evitar la deformación de la muestra debido a la deshidratación, es necesario preparar los portaobjetos del microscopio de acuerdo con la siguiente descripción (esquema que se muestra en la Figura 2).
2. Lave bien el portaobjetos de vidrio del microscopio con agua.
3. Sumerja los portaobjetos en metanol y déjelos secar en condiciones ambientales con una toallita sin polvo.
4. Tome una alícuota de 100 μL de la solución de esferulita del tubo con una pipeta automática (paso 1.1.2) y agréguela al pocillo ubicado en el área central del portaobjetos del microscopio.
5. Cubra la solución con un cubreobjetos, evitando la formación de burbujas de aire.
6. Deposite el montante a lo largo de los bordes del cubreobjetos en el portaobjetos con una pipeta automática para sellar la solución nativa de las esferulitas.
   NOTA: Es de gran importancia depositar el soporte de portaobjetos tanto en el cubreobjetos como en las superficies de los portaobjetos. Haga esto bajo la campana humeante debido a la toxicidad del solvente volátil (xileno). Vea el recuadro en la Figura 2.
7. Deje la muestra del microscopio en condiciones ambientales para que el montante se endurezca.
   NOTA: El proceso de endurecimiento depende de la temperatura y la humedad, pero debe completarse dentro de las 12 horas.
8. Compruebe si las esferulitas de insulina se formaron correctamente utilizando un microscopio óptico polarizado (POM) con polarizadores cruzados. Escanee la muestra en busca de un patrón característico de áreas brillantes, llamado cruz de Malta, como se muestra en la Figura 3.
   NOTA: Las esferulitas amiloides se pueden definir como superestructuras esféricas caracterizadas por una morfología heterogénea con una estructura núcleo-caparazón. En detalle, están compuestos por un núcleo amorfo y fibrillas amiloides de crecimiento radial¹⁶. Debido al carácter anisotrópico de las estructuras de esferulita, pueden interactuar distintivamente con la luz polarizada (por ejemplo, por refracción) y alterar su fase, lo que se puede observar fácilmente bajo POM con polarizadores cruzados. Este método se utilizó para estudiar solo esferulitas completamente desarrolladas caracterizadas por un patrón cruzado de malta similar a un modelo. En consecuencia, los agregados o las esferulitas estructuralmente distorsionadas se excluyeron de las investigaciones posteriores.

2. Construcción y alineación del sistema

NOTA: En la Figura 1 se puede encontrar una representación esquemática de un microscopio de dos fotones sensible a la polarización.

1. Instale un láser de femtosegundo con la capacidad de sintonización de la longitud de onda de salida en el rango de 690-1.080 nm, por ejemplo, operando en un láser Ti: Zafiro de modo bloqueado con pulsos de ~100 fs de tasa de repetición de 80 MHz.
2. Agregue una placa de media onda montada en una etapa de rotación a la ruta de excitación de la configuración para controlar la polarización de la luz incidente en el plano de muestra del microscopio XY.
3. Instale el espejo dicroico para cortar el haz de excitación de la óptica de detección.
   NOTA: Las características ópticas de un espejo dicroico deben permitir reflejar el haz de excitación (a la muestra) en el rango de longitudes de onda NIR y ser simultáneamente transparentes para el rango de longitud de onda correspondiente a la emisión de las muestras.
4. Instale una etapa de escaneo piezoeléctrico para escaneos ráster dentro del plano XY para un Z elegido.
5. Monte el objetivo de inmersión de alta NA, por ejemplo, un objetivo de inmersión de aceite apocromático 100x/1.4 NA.
   NOTA: Como toda la configuración funciona en modo de epifluorescencia, las señales incidentes y emitidas pasan por el mismo objetivo.
6. En la ruta de emisión, agregue un divisor de haz polarizador que divida la emisión excitada por dos fotones en dos componentes polarizados ortogonalmente (I_X e I_Y)
7. Instale dos fotodiodos de avalancha (APD) de conteo de fotones en una configuración que les permita recolectar la luz transferida y reflejada usando el divisor de haz, respectivamente (Figura 1).
8. Monte filtros de corte correctos dependientes de la longitud de onda en la ruta de excitación y emisión del sistema, por ejemplo, un filtro de paso largo de 800 nm directamente en la ruta óptica de excitación y un filtro de paso corto de 700 en la ruta de emisión.
   NOTA: Analice los espectros de emisión de la esferulita de modo que se pueda excluir cualquier contribución potencial de la generación de segundos armónicos (SHG) o de la luz láser utilizando los filtros de emisión correctos. También vale la pena señalar que este sistema también debería permitir mediciones de SHG sensibles a la polarización, que podrían usarse para resolver el orden de las biomoléculas dentro de las muestras. Sin embargo, el análisis de los datos de la señal SHG difiere de la fluorescencia, que, con más detalle, fue descrita por Aït-Belkacem et ^al.17.
9. Alinee todo el sistema (utilizando el modo de alineación integrado en muchos láseres) hasta que se recojan intensidades de señal similares utilizando ambos fotodiodos.
10. Compruebe si el haz de excitación enfocado por el objetivo de NA alto y fotografiado en una cámara tiene una forma circular concéntrica como se presenta en la Figura 4A.
11. Ajuste el tiempo de escaneo y la potencia correspondiente para minimizar el daño inducido por el láser incidente en la muestra. En la Figura 4B se presenta un ejemplo de quema puntual. Mida la potencia nominal utilizando un medidor de potencia portátil digital conectado a un sensor de potencia de fotodiodo ubicado en la entrada del cuerpo del microscopio.
    NOTA: Las muestras biológicas se pueden quemar fácilmente debido a la iluminación láser. En este caso, se encontró que el rango de potencia de 100 -900 μW (en el punto focal de la lente del objetivo) era un excelente equilibrio entre la estabilidad de la muestra y la emisión intensa.
12. Antes de la medición de la muestra, pruebe la calidad de la alineación de la óptica con una muestra de referencia isotrópica (por ejemplo, fluoresceína incorporada en el polímero amorfo). Para realizar la comprobación de calibración, siga el procedimiento descrito en la sección 3 utilizando una referencia isotrópica en lugar de una muestra de amiloide.
    NOTA: Suponiendo que la configuración de la microscopía se ajusta idealmente para la muestra con propiedades isotrópicas, los dos componentes de emisión 2P (I_X e I_Y) detectados con dos APD deben caracterizarse con la misma intensidad (Figura 4C).

3. Medición de las esferulitas de insulina bovina

NOTA: Para realizar todas las mediciones de ps-2PF descritas, se utilizó un software escrito a mano, que controla las posiciones de la platina piezoeléctrica y la placa de media onda y recoge la señal de ambos fotodiodos, lo que permite trazar los escaneos XY (escaneos de trama) de áreas seleccionadas en portaobjetos de microscopio, así como gráficos polares de coordenadas de muestra específicas. También se han añadido notas adicionales al protocolo, que permitirán a los usuarios realizar la medición sin él, ya que tanto la etapa piezoeléctrica como la etapa de rotación utilizadas para girar la placa de media onda podrían controlarse utilizando sus propios controladores o el software correspondiente. Aún así, se recomienda encarecidamente escribir un algoritmo que combine el ángulo de rotación de una placa de media onda con la intensidad de 2PEF recopilada con ambos fotodiodos, ya que esta correlación (gráficos polares) es crucial para un análisis adecuado de los datos que da como resultado información estructural.

1. Monte la muestra con las esferulitas en la platina piezoeléctrica (inmovilice el portaobjetos de vidrio con cinta adhesiva). Asegúrese de montarlo de manera que un lado delgado de vidrio (cubreobjetos) esté orientado hacia el objetivo, ya que los objetivos numéricos altos se caracterizan por distancias de trabajo relativamente cortas.
   NOTA: Como se utiliza la inmersión en aceite, se debe aplicar una pequeña gota de aceite mineral al objetivo antes de montar y enfocar la muestra.
2. Al cambiar las posiciones XY y Z usando perillas de microscopio, enfoque el objetivo en una de las esferulitas que se encuentran en la solución, pero tenga en cuenta que debido a que los diámetros de las esferulitas suelen estar en el rango de decenas de μm, concéntrese dentro del área central de toda la estructura. Busque halos blancos y negros alrededor de la esferulita específica como signos de enfoque inferior y superior, respectivamente. Ajuste el eje "Z" para que esté entre estos extremos.
   NOTA: Es importante encontrar una muestra aislada sin defectos estructurales. Las esferulitas extremadamente pequeñas pueden desviarse debido a la tensión material introducida por el objetivo, mientras que las estructuras más grandes probablemente estén agregadas o altamente distorsionadas.
3. Centre la esferulita en el campo de visión del plano microscópico observado y determine el tamaño del escaneo XY observando cuántos pasos de piezoetapa en las direcciones X e Y (que se muestran en el controlador de piezoetapa o en su software) se necesitan para cubrir el área de toda la estructura.
   NOTA: Se recomienda configurar el sistema de tal manera que el inicio del escaneo XY se ubique cerca de una de las esquinas de la esferulita y coincida con la posición cero de la platina (X e Y = 0)
4. Ajuste los siguientes parámetros de escaneo:
   1. Ajuste la polarización del haz de excitación y gire la placa de media onda para obtener la polarización correspondiente a los ejes "X" e "Y" del plano de muestra del microscopio.
      NOTA: Esto se puede hacer midiendo los gráficos polares de un medio fluorescente isótropo como la fluoresceína. Para tales materiales, la intensidad máxima de fluorescencia es paralela a la polarización del haz de excitación; por lo tanto, al girar la placa de media onda se ajusta la polarización con los ejes X e Y en el plano de observación, también denotado como eje X e Y en los gráficos polares como en la Figura 4C. Los gráficos polares completos se pueden medir recopilando la intensidad medida de 2PEF en ambos fotodiodos para una rotación de 180° de la placa de media onda (rotación de 360° de la polarización de la luz de excitación) y correlacionando la intensidad con el ángulo de polarización de la luz de excitación. Podría hacerse manualmente, midiendo la intensidad de emisión para cada ángulo de media onda de la placa por separado y luego ensamblándolo en un gráfico polar en un software de análisis de datos o automáticamente, utilizando un software dedicado o autoescrito.
   2. Ajuste los parámetros de la piezoetapa: velocidad de escaneo, paso y rango para cubrir el área de toda la esferulita.
      NOTA: El rango de escaneo debe ser mayor que el diámetro de la esferulita para enmarcar completamente toda la superestructura dentro del escaneo ráster. La baja velocidad de escaneo y el paso permiten a los usuarios obtener imágenes de alta calidad; sin embargo, esto puede provocar la quema de la muestra. Por lo tanto, es necesario un compromiso que depende del tamaño de la esferulita. Estos parámetros no se pueden aplicar universalmente. Parámetros ejemplares utilizados en la Figura 5A: rango de escaneo 45 x 45 μm, paso de escaneo 1 μm y velocidad de escaneo 2 μm/s.
5. Abra el obturador, encienda los fotodiodos y recoja los componentes de emisión 2P para cada paso del área de escaneo seleccionada, para el haz de excitación polarizado correspondientemente a los ejes X y luego a los ejes Y. En la Figura 5A se presentan ejemplos de escaneos ráster de autofluorescencia excitada por dos fotones (2PAF) de esferulitas de insulina.
   NOTA: La medición de escaneos ráster requiere correlacionar las coordenadas de la etapa piezoeléctrica con los componentes de emisión recopilados, lo que podría hacerse manualmente, midiendo la intensidad en cada punto del área seleccionada y luego ensamblándola en una matriz 2D, o automáticamente, a través de un software escrito por uno mismo. Los escaneos ráster se pueden presentar como una suma de la intensidad de los componentes de emisión o de forma distintiva para un componente de emisión específico. Como dependen en gran medida de la estructura, las distorsiones estructurales dentro de las esferulitas son fácilmente visibles. Sin embargo, debido al movimiento de la platina del microscopio, algunas muestras pueden desviarse del campo de visión. Por lo tanto, las imágenes deben examinarse en busca de artefactos. Es necesario verificar la posición de la esferulita antes y después de la exploración.
6. Para realizar un análisis de polarización completo desde el punto específico de la muestra, apague el haz de excitación.
7. Posteriormente, elija las coordenadas específicas de la piezoetapa correspondientes a la ubicación elegida en la esferulita donde se requiere la información sobre la orientación de las moléculas con la resolución inferior a μm.
8. Ajuste la platina piezoeléctrica para centrar el campo de visión en el indicado (X, Y).
9. Encienda el haz de excitación y realice un análisis completo (360°) de polarización y emisión encendiendo la rotación de la placa de media onda (rotación de 180°). Presente las componentes 2PF Ix e Iy en forma de gráfico polar (como se muestra en la Figura 5B).
   NOTA: Este paso se puede repetir en diferentes ubicaciones de la muestra para recopilar una cantidad suficiente de datos.

4. Determinación del ordenamiento local de las fibrillas en el interior de las esferulitas de insulina bovinas

NOTA: Todos los cálculos numéricos relacionados con el análisis de datos se realizaron utilizando el lenguaje de programación Python y se basaron en las funciones disponibles en las bibliotecas NumPy y SciPy. El trazado de los datos requiere la biblioteca Matplotlib. Todos los cálculos se basan en fórmulas presentadas en la información de apoyo en uno de los artículos de Obstarczyk et ^al.6.

1. Simulando la intensidad de la fluorescencia de dos fotones excitada para la distribución especificada de moléculas con una dirección seleccionada de la polarización de la luz incidente (denotada por α)
   NOTA: Las fórmulas presentadas se basan en la suposición de momentos dipolares de absorción y emisión paralelos de un fluoróforo. Para una discusión de otros casos (por ejemplo, diferentes direcciones de los momentos dipolares de absorción y emisión, transferencia de energía entre los fluoróforos), véase el artículo de Le Floc'h et al⁸.
   1. Encuentre los parámetros que explican la variación del campo eléctrico por los efectos de mezcla de polarización y despolarización causados por el espejo dicroico montado en una configuración:
      1. γ representa el factor de amplitud entre la reflectividad y la luz polarizada de un espejo dicroico.
      2. δ representa el cambio de fase (elipticidad) entre la luz polarizada y la polarizada.
         NOTA: La definición correcta de estos dos parámetros es crucial para una caracterización estructural exitosa debido a su fuerte influencia en la forma de los gráficos polares medidos^11,18. En el caso del sistema presentado, ambos parámetros se determinaron durante las mediciones elipsométricas de un espejo dicroico aplicado en un sistema.
   2. Calcule los vectores de campo eléctrico incidente que se propagan en los ejes X e Y de cada ángulo medido durante la medición ps-TPFM utilizando las ecuaciones (1-5).
      (1)
      (2)
      (3)
      (4)
      (5)
      NOTA Si la intensidad se mide en todo el 360° con el paso 1°, calcule los vectores de campo eléctrico para todos los 360°. Todos los ángulos deben estar en radianes. ρ está conectado a la frecuencia óptica ω del campo eléctrico simulado (ρ=ω·t) y se utiliza integrado de 0 a 2π durante los cálculos de los vectores de campo eléctrico incidente que se propagan en los ejes X e Y para cada ángulo α medido durante la medición ps-TPFM.
   3. Defina las funciones para los momentos dipolares de transición en direcciones de tres ejes de un sistema cartesiano de acuerdo con las ecuaciones (6-8):
      (6)
      (7)
      (8)
      NOTA: φ es el ángulo de orientación del eje largo de la fibrilla amiloide en el marco de muestra XY. Los ángulos θ y φ son los ángulos polares y acimutales utilizados para definir la orientación del momento dipolar de transición de un fluoróforo.
   4. Utilice las funciones definidas en el paso 4.1.3. definir funciones para J_x (Φ,θ,φ) y J_Y(Φ,θ,φ), que tienen en cuenta la contribución del enfoque de luz ajustada con un objetivo de apertura numérica alta a la detección de polarización de fluorescencia en las direcciones X e Y utilizando las ecuaciones (9, 10).
      (9)
      (10)
      NOTA: Los factores K₁, K₂, K₃ están relacionados con el objetivo del microscopio utilizado durante la medición de ps-TPFM. En estos experimentos, se utilizó un objetivo de inmersión en aceite apocromático 100x/1.4 NA y los factores K₁, K₂, K₃ fueron 2.945, 0.069 y 1.016, respectivamente.
   5. Defina una función para f(Ω), que es una distribución angular molecular, que depende de la mitad de la apertura de un cono de fluoróforo Ψ, con un espesor variable ΔΨ; Utilice la ecuación (11). La representación gráfica de los tres ángulos relativos a la fibrilla amiloide se presenta en la Figura 6.
      (11)
      NOTA: Tenga cuidado al escribir el exponente: la potencia de 2 funciona en el argumento de la función, ¡no en toda la función!
   6. Defina todos los factores _{f WWIJKL} como se muestra en las ecuaciones (12-21).
      (12)
      (13)
      (14)
      (15)
      (16)
      (17)
      (18)
      (19)
      (20)
      (21)
   7. Calcular las intensidades de fluorescencia excitada de dos fotones y para cada ángulo medido (de forma similar a como en el punto 4.1.2) utilizando las ecuaciones (22, 23).
      = (22)
      = (23)
   8. Compruebe si la simulación funciona correctamente utilizando los siguientes valores de variables (colocados en la leyenda de la Figura 7) y compare los resultados obtenidos con la Figura 7A-C.
      NOTA: Todos los grados deben escribirse en radianes.
2. Ajuste las intensidades simuladas en la intensidad de la autofluorescencia excitada por dos fotones de las esferulitas de insulina bovinas recogidas durante las mediciones de ps-2PFM.
   NOTA: La resolución de la estructura de la esferulita basada en las mediciones de ps-2PFM requiere el uso de las ecuaciones escritas en el protocolo para simular la intensidad teórica de la fluorescencia excitada por dos fotones y el ajuste de todos los parámetros relacionados con el ordenamiento del fluoróforo molecular. Requiere múltiples iteraciones sobre los diversos valores de Φ, un ángulo que describe la rotación de la fibrilla en la muestra de microscopio XY, y ΔΨ, aberraciones de la distribución cónica del dipolo de emisión Ψ debido a las rotaciones moleculares en filamentos para Ψ fijo hasta alcanzar el coeficiente R² más alto posible entre la intensidad de la señal de fluorescencia excitada de dos fotones normalizada recogida durante la medición y las intensidades normalizadas simuladas de acuerdo con Paso 4.1 del protocolo.
   1. Determina el semiángulo Ψ .
      NOTA: Para las esferulitas de insulina bovina, debe ser igual a Ψ = 29^°6.
   2. Flujo de trabajo de ajuste:
      1. Elija el valor de Φ de 0° a 180° (en la Figura 8A y 8B Φ = 16° y 127°, respectivamente).
      2. Elija el valor de ΔΨ de 0° a 90° (en la Figura 8A, B, ΔΨ = 24° y 1°, respectivamente).
      3. Calcular (ecuación 22) y (ecuación 23) para todo el rango medido de ángulos θ utilizando los valores elegidos de Φ y ΔΨ.
      4. Compare las intensidades calculadas durante las simulaciones (ambas normalizadas al valor máximo de
      5. Calcular ) con intensidades normalizadas de
      6. Calcule y (ambos normalizados al valor máximo de ) medido durante la medición de ps-2PFM.
         NOTA: En los experimentos presentados, los coeficientes de correlación producto-momento de Pearson se calcularon utilizando la función "corrcoef" de la biblioteca NumPy Python.
   3. Al final, elija los valores de Φ y ΔΨ que conduzcan a los coeficientes de correlación más altos y a la convergencia entre las intensidades simuladas y la señal medida, similar a lo que se muestra en la Figura 8.

Resultados

El protocolo presentado proporciona una guía paso a paso a través de la preparación de superestructuras amiloides para pruebas con ps-2PFM, la construcción del sistema microscópico y las mediciones de la muestra adecuada. Sin embargo, antes del conjunto final de mediciones, es vital alinear correctamente los APD con una referencia isotrópica, lo que debería dar como resultado la recopilación de una señal simétrica de forma e intensidad similares en ambos detectores (Figura 4C). Incluso las d...

Discusión

La microscopía de dos fotones sensible a la polarización es una herramienta valiosa para estudiar el orden local de las fibrillas dentro de las superestructuras amiloides, requiriendo solo pequeñas modificaciones de la configuración multifotónica estándar. Dado que opera en fenómenos ópticos no lineales, se puede lograr una fotoselección angular reducida y una resolución axial mejorada en comparación con los métodos de microscopía de fluorescencia excitada por un fotón. Además, conduce a una menor dispersión de la luz, m...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Preparación de muestras
Cubreobjetos, 24 x 24 mm	Chemland	04-298.202.04
Montaje DPX para histología	Sigma-Aldrich	6522	Montaje de portaobjetos
Eppendorf Tubos Safe-Lock, 1,5 mL, polipropileno	Chemland	02-63102
Eppendorf ThermoMixer  C	Eppendorf		Se utiliza para la incubación de esferulita
HLP 5UV Sistema de purificación de agua	Hydrolab		Fuente de agua dionizada utilizada en la preparación de muestras
Ácido clorhídrico (≥ 37%, APHA ≤ 10),	Sigma-Aldrich	30721-M
Insulina en polvo del páncreas bovino (≥ 25 unidades/mg (HPLC)	Sigma-Aldrich	I5500
Metanol (grado HPLC)	Sigma-Aldrich	270474
portaobjetos de microscopio cóncavo, 76 x 26 x 1 mm	Chemland	04-296.202.09
Olympus BX60	Microscopio óptico polarizado	Olympus
Cinta de sellado de rosca de PTFE, 12 mm x 12 mm x 0,1 mm, 60 gm2	Chemland	VIT131097
Microscopio ps-2PFM configuración
Chameleon Ultra II	Coherent
FELH0800 - Ø Filtro de paso largo de 25,0 mm	Thorlabs
FESH0700 - Ø Filtro de paso corto de 25,0 mm	Thorlabs
IDQ100 fotodiodos de avalancha con recuento de fotones	ID Quantique
Filtro de emisión multifotónico de paso corto 720 nm	Semrock
, 690-1200 nm	Thorlabs
Nikon Plan Apo Inmersión en aceite 100x/1.4 NA	Nikon
piezoeléctrico 3D stage	Piezosystem Jena
Polarizing Beamsplitter	Thorlabs
S130C - Sensor de potencia de fotodiodo delgado, Si, 400 - 1100 nm, 500 mW	Thorlabs
Software
LabView 2018	National Instruments		Versión 18.0.1f2
Biblioteca			Versión 3.3.2
Biblioteca			Versión 1.19.2
Biblioteca			Versión 1.5.2
Spyder Python 3 IDE			Versión 4.1.5