Este protocolo enfatiza la extracción, el cultivo y la preservación de células madre multipotentes de la pulpa dental a través de la digestión enzimática. Además, demuestra su potencial para diferenciarse en osteoblastos, adipocitos y condrocitos, lo que pone de manifiesto la importancia de la precisión y la consistencia en el proceso.
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Artículo de método
Aislamiento, cultivo y caracterización de células madre de pulpa dental a partir de dientes humanos deciduos y permanentes
En este artículo
Resumen
Resumen
En el ámbito de la medicina regenerativa y las aplicaciones terapéuticas, la investigación con células madre está ganando terreno rápidamente. Las células madre de la pulpa dental (DPSC), que están presentes tanto en los dientes deciduos como en los permanentes, se han convertido en una fuente vital de células madre debido a su accesibilidad, adaptabilidad y capacidades innatas de diferenciación. Las DPSC ofrecen un reservorio abundante y fácilmente disponible de células madre mesenquimales, que muestran una versatilidad y un potencial impresionantes, particularmente para fines regenerativos. A pesar de su promesa, el principal obstáculo radica en aislar y caracterizar eficazmente las DPSC, dada su representación como una fracción diminuta dentro de las células de la pulpa dental. Igualmente crucial es la preservación adecuada de este invaluable recurso celular. Los dos métodos predominantes para el aislamiento de DPSC son la digestión enzimática (DE) y el crecimiento a partir de explantes tisulares (OG), a menudo denominado crecimiento espontáneo. Este protocolo se concentra principalmente en el enfoque de digestión enzimática para el aislamiento de DPSC, detallando detalladamente los pasos que abarcan la extracción, el procesamiento en el laboratorio y la preservación de células. Más allá de la extracción y la preservación, el protocolo profundiza en la destreza de diferenciación de las DPSC, en concreto, describe los procedimientos empleados para inducir a estas células madre a diferenciarse en adipocitos, osteoblastos y condrocitos, mostrando sus atributos multipotentes. La utilización posterior de técnicas de tinción colorimétrica facilita la visualización precisa y la confirmación de la diferenciación exitosa, validando así el calibre y la funcionalidad de las DPSC aisladas. Este protocolo integral funciona como un modelo que abarca todo el espectro de extracción, cultivo, preservación y caracterización de células madre de pulpa dental. Subraya el potencial sustancial que albergan las DPSC, impulsando la exploración avanzada con células madre y siendo prometedor para futuros avances regenerativos y terapéuticos.
Introducción
La investigación con células madre ha florecido en la ciencia biomédica debido a sus prometedoras aplicaciones en la medicina regenerativa y la ingeniería de tejidos. Las células madre de la pulpa dental (CPDP), derivadas del tejido pulpar de los dientes deciduos y permanentes humanos, han atraído un interés significativo como fuente de células madre debido a su disponibilidad inmediata y capacidad multipotente 1,2. Estas células tienen el potencial de diferenciarse en varios tipos de células, incluidos los adipocitos, los osteoblastos y los condrocitos, como lo confirman numerosos estudios3.
En las últimas décadas, la investigación y las aplicaciones terapéuticas de las células madre han aumentado. El potencial expansivo de las células madre exige diversificar las fuentes de las que se obtienen. Varios factores influyen en la eficiencia, la viabilidad y la madre de las células elegidas. A pesar de la existencia de varios reservorios de células madre conocidos, como la médula ósea y los tejidos adiposos, los procedimientos invasivos, la morbilidad del sitio y las preocupaciones éticas relacionadas con estas fuentes a menudo limitan su exploración 4,5. Entre las diversas fuentes de células madre, las células madre dentales han ganado atención debido a su fácil accesibilidad, alta plasticidad y diversas aplicaciones potenciales. Las células madre de la pulpa dental humana, en particular, han sido ampliamente investigadas por sus perspectivas terapéuticas6. Los dientes, comúnmente desechados como desechos médicos, contienen una gran cantidad de células madre mesenquimales. Salvaguardar este valioso grupo de células madre requiere esfuerzos colectivos de pacientes, dentistas y médicos para garantizar que estos recursos no se desperdicien, haciendo que cada célula madre de la pulpa dental esté disponible para futuros requisitos regenerativos.
Las células madre derivadas de la pulpa dental, como las células madre de la pulpa dental adulta humana (DPSC) y las células madre de los dientes deciduos humanos exfoliados (SHED), se encuentran en el nicho perivascular de la pulpa dental. Se cree que estas células se originan a partir de células de la cresta neural craneal y exhiben marcadores tempranos tanto para las células madre mesenquimales (MSC) como para las células madre neuroectodérmicas. Las DPSC y las SHEDs han demostrado multipotencia y la capacidad de regenerar diversos tipos de tejidos8.
Las fuentes potenciales de células madre dentales abarcan dientes deciduos y permanentes sanos. Las células madre constituyen solo alrededor del 1% de la población total de células en la pulpa, lo que pone de relieve la importancia de técnicas efectivas de aislamiento y expansión9. En consecuencia, la extracción y expansión de estas células madre son pasos fundamentales en el aislamiento de DPSC10. Los dientes extraídos o exfoliados deben almacenarse en un medio de transporte rico en nutrientes, como solución salina tamponada con fosfato (PBS) o solución salina tamponada con Hanks (HBSS).
La obtención de pulpa dental se puede lograr a través de varios métodos, dependiendo del tipo de diente 7,11. En el caso de los dientes deciduos con raíces reabsorbidas, la extracción se puede realizar a través del ápice de la raíz. Del mismo modo, las brochas de púas estériles se pueden utilizar para obtener pulpa de dientes permanentes con un ápice abierto inmaduro. En los casos de dientes permanentes con raíces completamente desarrolladas, el acceso a la cámara pulpar implica separar la corona dental de la raíz. Esto se logra cortando el diente con un disco de diamante en la unión del esmalte cementado. Esta incisión expone la cámara pulpar, permitiendo la recuperación del tejido pulpar 12,13,14.
Las células madre de la pulpa dental (DPSC) se pueden aislar a través de la digestión enzimática (ED) o el crecimiento de explantes de tejido (OG), también conocido como crecimiento espontáneo. El método ED emplea enzimas, principalmente colagenasa I y dispasa, para descomponer el tejido en suspensiones unicelulares15,16. El método OG, más simple y rápido, consiste en picar los fragmentos de pulpa y colocarlos directamente en una placa de cultivo, permitiendo que las células crezcan a partir de los explantes de tejido17. Los investigadores han utilizado y comparado ambas técnicas para evaluar las tasas de proliferación celular, la preservación de las propiedades de las células madre aisladas, la diferenciación y la expresión de marcadores de superficie18. El establecimiento y la normalización de protocolos para la adquisición de CPDP con alta eficiencia y eficacia pueden allanar el camino para terapias eficaces y seguras19. Este protocolo abarca la extracción de DPSC mediante digestión enzimática, procesamiento de laboratorio, preservación y diferenciación celular con tinción colorimétrica para adipogénesis, osteogénesis y condrogénesis.
El protocolo descrito en este artículo presenta un procedimiento paso a paso, que comienza con el aislamiento inicial de la pulpa dental del diente, seguido por el cultivo y mantenimiento de las CPDP en el laboratorio, y concluye con su caracterización utilizando marcadores específicos de células madre (Figura 1). También se describen las técnicas para inducir estas células madre en diferentes linajes celulares, destacando su multipotencia.
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Protocolo
El protocolo descrito en este documento se ajusta a las directrices del comité institucional de ética de la investigación en seres humanos (IRB, Centro de Investigación Pushpagiri, Kerala). El uso de los dientes extraídos se llevó a cabo siguiendo normas éticas para garantizar la integridad, la dignidad y los derechos de los participantes. Los participantes seleccionados para este estudio fueron individuos sanos menores de 30 años que requirieron extracción dental para tratamiento ortodóncico. Se excluyeron del estudio aquellos con caries dental extensa o periodontitis severa. Se recolectaron dientes deciduos de niños que requirieron la extracción de dientes retenidos. También se obtuvo el consentimiento informado por escrito de los sujetos involucrados en este estudio.
1. Extracción y transporte de los dientes
- Colección de dientes deciduos y permanentes
- Explique a los participantes el propósito del procedimiento y el uso potencial de los dientes extraídos con fines de investigación.
- Realizar la extracción dental bajo anestesia local mediante la administración de un agente anestésico en las proximidades del diente a extraer. En concreto, se inyectaron 1,75 mL de lidocaína mezclada con epinefrina (ver Tabla de Materiales) en una proporción de 1:200.000 para este estudio. Es preferible seleccionar dientes que no presenten caries dental severa o periodontitis20,21.
- Transporte de los dientes extraídos
NOTA: Se recomienda trabajar en condiciones asépticas para evitar la contaminación. Esto incluye usar equipo de protección personal, como guantes y una bata de laboratorio, y trabajar en un entorno estéril, como una capucha de flujo laminar de riesgo biológico.- Después de extraer el diente, enjuáguelo con una solución salina estéril tamponada con fosfato (PBS) para eliminar la sangre y otros desechos. Con pinzas estériles y bisturí, retire con cuidado cualquier resto de tejido blando adherido a la superficie del diente (Figura 2A).
- Sumerja el diente en una solución desinfectante, como etanol al 70%, durante 10 s. Después de la desinfección, enjuague el diente con PBS estéril para eliminar cualquier residuo de desinfectante.
- Coloque el diente en un recipiente estéril que contenga el medio de transporte.
NOTA: El medio de transporte consistió en Alpha-MEM, un medio de cultivo comercial suplementado con antibióticos: 100 U/mL de penicilina/estreptomicina (ver Tabla de Materiales). Este medio suministraba nutrientes esenciales a las células dentro del diente extraído, asegurando su supervivencia hasta el procesamiento en el laboratorio. Los antibióticos servían para inhibir el crecimiento bacteriano. - Mantener una temperatura de 4 °C durante el transporte para ralentizar las actividades metabólicas celulares y retrasar la muerte celular. Transportar el diente al laboratorio para los siguientes pasos, incluido el procesamiento y el aislamiento de las células madre de la pulpa dental.
2. Recolección de tejido pulpar
- Asegure el diente con pinzas dentales para asegurarse de que permanezca en su lugar durante el procedimiento. Use un disco de diamante para cortar el diente en una pieza de mano dental (consulte la Tabla de materiales) conectada a un refrigerante de agua (Figura 2B).
NOTA: El objetivo es exponer la cámara pulpar sin causar daños innecesarios al tejido pulpar en su interior. - Utilice una excavadora dental (consulte la tabla de materiales) para eliminar el tejido pulpar. Este instrumento permite la extracción de la pulpa sin causar daños, preservando así la viabilidad de las células madre de la pulpa dental (Figura 2C).
- Coloque el tejido obtenido en una placa de Petri de vidrio. Lave el tejido pulpar con solución salina tamponada con fosfato.
3. Digestión del tejido pulpar y aislamiento celular
- Picado y digestión de tejidos
- Con una cuchilla quirúrgica estéril, picar cuidadosamente el tejido pulpar en pequeños fragmentos (Figura 2D) y colocarlo en un mini triturador de pañuelos con PBS para obtener una mezcla finamente homogeneizada. Este proceso aumenta la superficie del tejido, facilitando una acción enzimática más eficiente durante la digestión.
- Transfiera los fragmentos de tejido homogéneo picados a un tubo de 15 mL y digiera enzimáticamente utilizando una mezcla de 3 mg/mL de colagenasa tipo I y 4 mg/ml de dispasa (ver Tabla de Materiales). Estas enzimas se disolvieron en la solución salina equilibrada de Hank (HBSS) para lograr las concentraciones deseadas.
- Incubar el tejido de la pulpa en la mezcla de enzimas (paso 3.1.2) durante unas 2 h a 37 °C. Después de la incubación, neutralice las enzimas y recoja las células por centrifugación (paso 3.2.1) para su posterior cultivo.
- Centrifugación y resuspensión
- Después de la incubación, transfiera el tejido digerido a un tubo de centrífuga de 15 ml y gire a 300 x g durante 5 minutos a temperatura ambiente para granular las células. Este paso separa las células de los fragmentos de tejido y enzimas restantes no digeridos. Deseche con cuidado el medio sobrenadante, asegurándose de no alterar la pastilla celular en la parte inferior del tubo.
- Vuelva a suspender el pellet celular en un medio de cultivo fresco. Este medio proporciona los nutrientes y el entorno necesarios para que las células aisladas sobrevivan y proliferen.
4. Cultivo celular
- Siembra e incubación de células
- Transfiera con cuidado las células resuspendidas a un matraz de cultivo de 25 cm².
NOTA: Todo el material de una sola pulpa se transfiere a un solo matraz de cultivo celular de25 cm2. Un volumen de medio de 5-7 ml garantiza una cobertura suficiente y disponibilidad de nutrientes para las células. Asegúrese de que el medio de cultivo para las DPSC sea el Medio de Águila Modificado (DMEM) de Dulbecco, complementado con un 10%-20% de suero fetal bovino (FBS) (ver Tabla de Materiales) para proporcionar los factores de crecimiento necesarios. Además, complemente el medio con penicilina/estreptomicina al 1% para prevenir la contaminación bacteriana. Asegúrese de que las células estén distribuidas uniformemente por todo el matraz para promover un crecimiento homogéneo. - Incubar el matraz a 37 °C en una atmósfera que contenga 5% de CO2.
- Transfiera con cuidado las células resuspendidas a un matraz de cultivo de 25 cm².
- Cambio de medio y confluencia de seguimiento
- Cambie el medio de cultivo cada 2-3 días para proporcionar nutrientes frescos y eliminar los desechos metabólicos. Para ello, aspire cuidadosamente el medio antiguo con una pipeta serológica estéril y sustitúyalo por un medio nuevo.
- Monitoree regularmente el cultivo celular bajo un microscopio para rastrear el crecimiento de las células y verificar si hay signos de contaminación.
- Continúe este proceso hasta que las celdas alcancen el 80%-90% de confluencia, el punto en el que las celdas cubren la mayor parte de la superficie del matraz pero no están demasiado abarrotadas.
- Tripsinización celular y passaging o congelación
- Una vez que las células alcancen el 80%-90% de confluencia, retire el medio de cultivo y lave las células con solución salina tamponada con fosfato (PBS) para eliminar el medio residual y las células no adherentes.
- Añadir una solución de tripsina-EDTA al 0,25% al matraz para separar las células de la superficie del matraz. Incubar durante 2-5 min a 37 °C hasta que las células despeguen.
- Neutralice la tripsina agregando un volumen igual de medio de cultivo, luego pipetee suavemente la suspensión celular hacia arriba y hacia abajo para asegurar el desprendimiento completo de la célula.
- Centrifugar la suspensión celular a 300 x g durante 5 min a temperatura ambiente para granular las celdas.
- Vuelva a suspender las células en un medio de cultivo fresco y vuelva a colocarlas (paso) para un mayor crecimiento o congélelas para su uso futuro. Al congelar, use un medio de congelación que contenga un crioprotector, como DMSO, para proteger las células del daño durante la congelación.
5. Caracterización de las CPDP
- Análisis de citometría de flujo
- Para confirmar la naturaleza de las células madre mesenquimales de las células aisladas, se realizó un análisis de citometría de flujo22,23. Inicialmente, tripsinice y recoja células como se describe en el paso 4.3.
- Determinar la viabilidad celular mediante la técnica de exclusión de colorante tripán. Realice el análisis utilizando un analizador de viabilidad celular (ver Tabla de Materiales) durante el2º y8º pasaje. Realizar análisis fenotípicos a través de un citómetro de flujo durante el3º y7º paso.
- Después de la incubación, lave las células en un tampón de citometría de flujo para eliminar el exceso de anticuerpos y analice las células con un citómetro de flujo.
NOTA: El tampón de citometría de flujo está compuesto por solución salina tamponada con fosfato (1x PBS), 1%-2% de suero fetal bovino (FBS) y 0,1% de azida de sodio (NaN3). El FBS o BSA bloquea la unión inespecífica de los anticuerpos, mientras que la azida de sodio actúa como conservante. Un alto porcentaje de células deben expresar los marcadores de células madre mesenquimales y carecer de los marcadores hematopoyéticos, lo que confirma su identidad como DPSCs24. - Separe las DPSC y tíñalas con anticuerpos de inmunofluorescencia para el análisis de citometría de flujo.
NOTA: La selección de marcadores para el análisis por citometría de flujo de células madre mesenquimales (MSC) se basa en el consenso establecido por la Sociedad Internacional de Terapia Celular (ISCT), que establece que las MSC deben expresar CD105, CD73 y CD90, y carecer de la expresión de CD45, CD34, CD14 o CD11b, CD79a o CD19, y HLA clase II25. Estos marcadores se utilizan comúnmente en estudios que investigan las células madre de la pulpa dental26. Las concentraciones de anticuerpos para la tinción pueden variar dependiendo del anticuerpo específico utilizado, y se recomienda seguir las instrucciones del fabricante (ver Tabla de Materiales) para diluciones de anticuerpos y condiciones de incubación25. - Establecer los criterios de clasificación 27,28 para la expresión de los marcadores CD mencionados: menos del 10%, ninguna expresión; entre el 11% y el 40%, baja expresión; un rango de 41% a 70%, expresión moderada; por encima del 71%, alta expresión.
- Además, confirmar la ausencia de marcadores hematopoyéticos mediante la incubación de una alícuota celular separada con anticuerpos contra CD34 y CD45.
6. Diferenciación multilinaje
NOTA: Los siguientes pasos describen los protocolos para la diferenciación osteogénica, adipogénica y condrogénica de las células madre dentales. Comience sembrando cultivos a una densidad de 1 x 105 células por pocillo en una placa de cultivo de tejido recubierta de fibronectina con medio completo (CM). Monitorizar el crecimiento celular hasta alcanzar un 80%-90% de confluencia antes de iniciar el protocolo de diferenciación deseado. Para evaluar el potencial de diferenciación multilinaje de las DPSC, inicie el proceso de diferenciación hacia osteoblastos, adipocitos y condrocitos mediante la siembra de células en placas de 24 pocillos y su cultivo en medios de diferenciación adecuados.
- Diferenciación osteogénica
- Comience cultivando DPSC en un medio de crecimiento regular en condiciones estándar hasta que alcancen un 70%-80% de confluencia.
- Retire el medio de crecimiento de las células, luego lávelas una vez con 1x PBS. Agregue el medio de diferenciación osteogénica (ODM) a las células.
NOTA: El ODM consiste en Medio Esencial Mínimo Alfa (α-MEM) suplementado con 10% de FBS, 100 unidades/mL de penicilina, 100 μg/mL de estreptomicina, 0,25 μg/mL de anfotericina B, 50 μg/mL de ácido ascórbico, 10 mM de beta-glicerofosfato y 100 nM de dexametasona (ver Tabla de Materiales). - Incubar las células en el medio osteogénico a 37 °C con 5% de CO2. Cambie el medio osteogénico cada 2-3 días.
NOTA: Después de 14 a 21 días, las DPSC deberían haberse diferenciado en células similares a los osteoblastos. Esto puede confirmarse mediante la comprobación de un aumento en la expresión de marcadores específicos de osteoblastos, como la fosfatasa alcalina, o mediante el uso de técnicas de tinción para detectar la matriz mineralizada, como la tinción con Alizarin Red S. - Fije las células incubándolas con etanol helado al 70% durante 1 h a -20 °C.
- Teñir las células fijas con 40 nM de solución de tinción de Alizarin Red S (pH 4,2) a temperatura ambiente en la oscuridad durante 10-15 min. Visualice la tinción bajo un microscopio para confirmar la diferenciación osteogénica (Figura 3). Confirmar la diferenciación tiñendo las células con Alizarina Roja S, que identifica depósitos de calcio indicativos de mineralización29,30.
- Diferenciación adipogénica
- Como se detalló en la sección anterior, cultive DPSC en condiciones estándar en una atmósfera humidificada con 5% de CO2 a 37 °C. Pasa las células cuando alcanzan alrededor del 70%-80% de confluencia.
- Aspire el medio y lave las células una vez con 1x PBS. Reemplace el medio lavado con medio de diferenciación adipogénico. Este medio generalmente consta de DMEM, 10% de FBS, 10 μg/mL de insulina, 1 μM de dexametasona, 200 μM de indometacina y 0,5 mM de IBMX (ver Tabla de Materiales).
- Cambie el medio de diferenciación cada 3-4 días. Después de aproximadamente 3 semanas, lave las DPSC adipogénicas diferenciadas con PBS y fíjelas con paraformaldehído (PFA) al 4% durante 20 minutos a temperatura ambiente.
- Teñir las células fijas con Oil Red O (ver Tabla de Materiales) para visualizar la acumulación de gotas de lípidos (Figura 4). Para confirmar aún más la diferenciación adipogénica, se realiza un análisis de expresión génica de marcadores adipogénicos como el receptor gamma activado por el proliferador de peroxisomas (PPARγ) y la adiponectina31,32.
- Diferenciación condrogénica
- Los cultivos de DPSCs mantenidos en una atmósfera humidificada con 5% de CO2 a 37 °C se utilizan para la diferenciación condrogénica. Pasa las células cuando alcanzan alrededor del 70%-80% de confluencia.
- Aspire el medio y lave las células una vez con 1x PBS. Reemplace el medio lavado con un medio de diferenciación condrogénico, que generalmente contiene medio Eagle modificado de Dulbecco (DMEM) con alto contenido de glucosa, 1% de ITS, 100 nM de dexametasona, 50 μg/mL de ascorbato-2-fosfato, 40 μg/mL de prolina y 10 ng/mL de factor de crecimiento transformante-beta 3 (TGF-β3) (ver Tabla de materiales).
- Mantener las células en el medio de diferenciación condrogénica, cambiando el medio cada 2-3 días. Después de unas tres semanas, las DPSC deberían haberse diferenciado en células similares a los condrocitos.
- Fije las células incubándolas con paraformaldehído (PFA) al 4% durante 20 minutos a temperatura ambiente. Después de la fijación, tiñir las células con azul alcián (ver Tabla de Materiales) y visualizarlas bajo un microscopio para confirmar la diferenciación condrogénica (Figura 5).
- Confirmar la diferenciación de las DPSCs en condrocitos utilizando técnicas como la tinción con azul alcián para proteoglicanos o el análisis de expresión génica de marcadores condrogénicos como el agrecano, el SOX9 y el colágeno tipo II33,34.
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Resultados
La ejecución exitosa del protocolo descrito produjo células madre de pulpa dental (DPSC) capaces de diferenciarse multilinaje, demostrando su multipotencia.
Ensayos de viabilidad
La viabilidad de las DPSC se evaluó mediante un ensayo de exclusión de azul de tripano en varios momentos. Los resultados muestran una alta viabilidad (superior al 95%) durante todo el período de cultivo, lo que demuestra la solidez de nuestro protocolo de aislamiento y cultivo.
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Discusión
El protocolo describe el aislamiento, cultivo y caracterización de células madre de pulpa dental (DPSC) a partir de dientes deciduos y permanentes humanos. Incluye una descripción del almacenamiento y proliferación de estas células, así como la evaluación de su potencial de diferenciación in vitro en osteoblastos, adipocitos y condrocitos35.
Chen et al.36 demostraron que las células madre de la pulpa dental (DPSC)...
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Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
Los autores agradecen al Dr. Mathew Mazhavancheril, Director y Jefe del Centro de Investigación Pushpagiri en Thiruvalla, por su apoyo en la documentación de los procedimientos en el Centro de Investigación.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| 3-isobuty-l-metil-xantina | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | I5879 | |
| Ácido acético | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | AS001 | |
| Alcian Blue | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | RM471 | |
| Solución de tinción Alizarin Red S | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | GRM894 | |
| Fosfatasa alcalina -Kit de tinción | Thermo Fisher Scientific ,MA 02451,USA | ||
| Alpha Minimum Essential Medium (α-MEM) | Thermo Fisher Scientific, MA 02451, EE. UU. | Gibco | |
| Alpha Medio esencial mínimo (α-MEM) | Thermo Fisher Scientific, MA 02451, EE. UU. | Gibco | |
| Alpha-MEM, o Medio esencial mínimo alfa | Thermo Fisher Scientific, MA 02451, EE. UU | Gibco | |
| Alpha-MEM, o Medio esencial mínimo alfa | Thermo Fisher Scientific, MA 02451, EE. UU | Gibco | |
| Antibiótico/Antimicótico | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.EE. UU | P4333 | |
| Ascorbato-2-fosfato | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | 012-04802 | |
| Beta-glicerofosfato | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | G9422-10G | |
| Gabinete de bioseguridad-Campana de flujo laminar | Labconco Corporation, MO 64132-2696, EE. UU | ||
| CD90, CD105, CD73, CD34, CD45 y HLA-DR | BioLegend, Inc.CA 92121, EE. UU | ||
| Filtro de células (70 y micro; m ) | Laboratorios HiMedia Ltd.Mumbai, India | TCP025 | Centrífuga de filtro de celdas |
| REMI Elektrotechnik Limited (REMI) | |||
| Centrífuga | HiMedia Laboratories Ltd.Mumbai, India | 1101 | 1102 | |
| CO2 Incubadora | Thermo Fisher Scientific, MA 02451, EE. UU | ||
| Colagenasa tipo I | Worthington Biochem. Corp. NJ 08701, EE. UU | ||
| Colagenasa tipo I | Worthington Biochem. Corp. NJ 08701, EE. UU | ||
| Medio de crecimiento completo | HiMedia Laboratories Ltd.Mumbai, India | AT006 | DMEM |
| Tubos cónicos (15 o 50 | Thermo Fisher Scientific, MA, EE. UU. | 546021P / 546041P | 15 mL y 50 mL |
| Contenedor de congelación criogénica | Thermo Fisher Scientific, MA 02451, EE. UU | 15-350-50 | |
| Etiquetas criogénicas | Etiqueta India: | ||
| Cajas de almacenamiento criovial | de almacenamiento Cryostore | ||
| Cryovials Thermo | Fisher Scientific ,MA 02451,USA | ||
| Cryovials (1.8 mL) | Thermo Fisher Scientific ,MA 02451,USA | PW1282 | Matraz de cultivo autoportante |
| (25 cm²) | Corning Inc.NY 14831,EE. UU. | ||
| Matraces de cultivo | HiMedia Laboratories Ltd.Mumbai, India | TCG4 / TCG6 | T25 / T75 |
| Placas de cultivo HiMedia | Laboratories Ltd.Mumbai, India | TCP129/TCP008 | 60 mm/100 mm |
| Discos de diamante dental Komet | SC 29730, EE. UU | . Komet | |
| Excavadora de cuchara dental | Brasseler, GA 31419, EE. UU | 5023591U0 | |
| Dexametasona | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | D4902-25MG | |
| Dexamethosone | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | D4902-25MG | |
| Dexamethosone | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | D4902-25MG | |
| Dimethyl Sulfóxido (DMSO) | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | TC185 | |
| Dispase | Roche Diagnostics,Mannheim,Alemania. | ||
| Dispasa | Roche Diagnostics GmbH, Mannheim,Alemania | ||
| Medio de águila modificado de Dulbecco (DMEM) | Thermo Fisher Scientific, MA, EE. UU. | ||
| Medio de águila modificado de Dulbecco (DMEM) | Thermo Fisher Scientific ,MA 02451,EE. UU. | ||
| Medio de águila modificado de Dulbecco (DMEM) | Thermo Fisher Scientific ,MA 02451,EE. UU. | ||
| Medio Eagle modificado de Dulbecco (DMEM) | Thermo Fisher Scientific,MA 02451,EE. UU | ||
| . Etanol (70%) | HiMedia Laboratories Ltd.Mumbai, India | MB106 | |
| Etanol -70% | Thermo Fisher Scientific, MA 02451, EE. UU | Pinzas de extracción Fisher Scientific | |
| Dentsply Sirona, EE. UU | |||
| . Suero fetal bovino (FBS) | Thermo Fisher Scientific Inc.,MA,EE. UU | F2442-500ML | |
| Suero fetal bovino (FBS) | Thermo Fisher Scientific Inc.,MA,EE. UU | F2442-500ML | |
| Suero fetal bovino (FBS) | HiMedia Laboratories Ltd.Mumbai,India | RM9954 | |
| Suero fetal bovino (FBS) | Thermo Fisher Scientific Inc.,MA,USA | F2442-500ML | |
| Suero fetal bovino (FBS) | Thermo Fisher Scientific Inc.,MA,USA | F2442-500ML | |
| Placa de cultivo de tejidos recubierta de fibronectina | Corning Inc.Corning, NY 14831,USA | ||
| Citómetro de flujo | BD Biosciences,CA 95131,USA | ||
| Tampón de citometría de flujo | BD Biosciences,CA 95131,USA | ||
| Cubreobjetos de vidrio 22 x 22 mm | HiMedia Laboratories Ltd.Mumbai, India | TCP017 | |
| Hank's Balanced Salt Solution (HBSS) | Lonza Group Ltd,4002 Basilea, Suiza | ||
| Pieza de mano dental de alta velocidad | NSK Ltd, Tokio 8216, Japón | Ti-Max Z series | |
| Horse Serum | Thermo Fisher Scientific, MA 02451, EE. UU | ||
| IBMX, o 3-isobutil-1-metilxantina | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.EE. UU | ||
| Indometacina | Pfizer Inc. NY 10017, EE. UU | ||
| Insulina-transferrina-selenio (ITS) | Thermo Fisher Scientific, MA 02451, EE. UU | I5523 | |
| Insulina-Transferrina-Selenio (ITS) | Thermo Fisher Scientific,MA 02451,USA | I5523 | |
| Premezcla de Insulina-Transferrina-Selenio (ITS) | Corning Incorporated,MA 01876,USA | ||
| Microscopio invertido | Olympus Corp.,Tokio 163-0914,Japón | ||
| Isopropanol (60%) | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | I9516 | |
| Alcohol isopropílico | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | MB063 | |
| Campana de flujo laminar | Thermo Fisher Scientific,MA 02451,USA | ||
| Lidocaína mezclada con epinefrina | DENTSPLY,NC 28277,USA | Citanest | |
| Liquid Nitrogen | Air Liquide,75007 París,Francia | ||
| Tanque de almacenamiento de nitrógeno líquido | Cryo Scientific Systems Pvt. Ltd. | ||
| Micropipetas | Eppendorf AG,22339 Hamburgo,Alemania | 30020 | Accupipet-2-20 µ L |
| Mini molinillo de papel tisú | Bio-Rad Lab, Inc. CA 94547,EE. UU | Mini molinillos ReadyPrep | |
| Menos 80 congelador | Blue Star Limited | ||
| Cámara de conteo Neubauer | Marienfeld Superior,arktheidenfeld,Alemania | ||
| Aceite rojo O tinte | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.EE. UU | 1024190250 | |
| Medio de diferenciación osteogénico (ODM) | STEMCELL Technologies Inc.Vancouver, BC, V5Z 1B3,Canadá | ||
| Paraformaldehído (PFA) | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.EE. UU | TCL119 | |
| Penicilina-Estreptomicina | Gibco-Thermo Fisher Scientific Inc.,MA 02451,EE. UU | ||
| . Solución tamponada de fosfato (PBS) sin Ca++ y Mg++ | HiMedia Laboratories Ltd.Mumbai,India | TS1101 | |
| Solución salina tamponada con fosfato (PBS) | Thermo Fisher Scientific | Gibco | |
| Solución salina tamponada con fosfato (PBS) | Thermo Fisher Scientific,MA, EE. UU | Gibco | |
| Solución salina tamponada con fosfato (PBS) | Thermo Fisher Scientific, MA, EE. UU | ||
| Solución salina tamponada con fosfato (PBS) | Thermo Fisher Scientific, MA, EE. UU. | P3813-1PAK | 1x PBS, pH 7.4 |
| Proline | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | ||
| Hoja de bisturí tamaño 15 | Swann-Morton Ltd, Sheffield, S6 2BJ, REINO UNIDO | BDF-6955C | |
| Hipoclorito de sodio | HiMedia Laboratories Ltd.Mumbai, India | AS102 | 4% w/v solución |
| Tubos de centrífuga estériles | Tarsons Products Pvt. Ltd. | ||
| Contenedor estéril -20 mL | 3M Center, MN 55144-1000,EE. UU | 3 M | |
| Solución salina estéril tamponada con fosfato (PBS) | Sigma Aldrich, EE. UU | P3813-1PAK | 1x PBS, pH 7.4 |
| Pipetas estériles (2, 5 y 10 mL) | Eppendorf AG,22339 Hamburgo,Alemania | ||
| Pipetas y puntas estériles | Eppendorf India | ||
| Surgical Blade Mango | Becton, Dickinson and Co.,NJ,USA | 371030 | BP Mango 3 |
| Factor de crecimiento transformante-beta 3 (TGF-β 3) | R& D Systems, Inc.MN 55413, EE. UU. | ||
| Factor de crecimiento transformante-beta 3 (TGF-β 3) | R& D Systems, Inc.MN 55413, EE. UU. | ||
| Azul Trypan 0.4% | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | ||
| Trypan Blue 0.4% | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | TCL046 | |
| Azul Trypan 0.4% | Sigma-Aldrich Co. St. Louis, MO 63103.USA | TCL046 | |
| Trypsin-EDTA | Gibco-Thermo Fisher Scientific Inc.,MA 02451,EE. UU. | ||
| Tripsina-EDTA 0.25% | Gibco-Thermo Fisher Scientific Inc.,MA 02451,EE. UU. | ||
| Baño de agua | Thermo Fisher Scientific,MA 02451,EE. UU. | BSW-01D |
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