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Artículo de método

Terapia fotodinámica antimicrobiana mediada por curcuminoides en un modelo murino de candidiasis oral

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DOI:

10.3791/65903

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27 de octubre de 2023

 ,  ,  ,  , 
1Department of Dental Materials and Prosthodontics, School of Dentistry, Araraquara, São Paulo State University (UNESP), 2Department of Social Dentistry, School of Dentistry, Araraquara, São Paulo State University (UNESP)

En este artículo

Resumen

Este protocolo describe la aplicación de la terapia fotodinámica antimicrobiana (aPDT) en un modelo murino de candidiasis oral. La aPDT se realizó utilizando una mezcla soluble en agua de curcuminoides y luz LED azul.

Resumen

La terapia fotodinámica antimicrobiana (aPDT) se ha investigado ampliamente in vitro, y los modelos animales preclínicos de infecciones son adecuados para evaluar tratamientos alternativos antes de los ensayos clínicos. Este estudio describe la eficacia de la aPDT en un modelo murino de candidiasis oral. Cuarenta ratones fueron inmunosuprimidos con inyecciones subcutáneas de prednisolona, y sus lenguas fueron inoculadas utilizando un hisopo oral previamente empapado en una suspensión celular de C. albicans . La tetraciclina se administró a través del agua potable durante el transcurso del experimento. Cinco días después de la inoculación fúngica, los ratones se distribuyeron aleatoriamente en ocho grupos; Un noveno grupo de ratones no infectados no tratados se incluyó como control negativo (n = 5). Se probaron tres concentraciones (20 μM, 40 μM y 80 μM) de una mezcla de curcuminoides con una luz LED azul (89,2 mW/cm2; ~455 nm) y sin luz (grupos C+L+ y C+L-, respectivamente). Se evaluaron como controles la luz sola (C-L+), ningún tratamiento (C-L-) y los animales sin infección. Los datos se analizaron mediante ANOVA de Welch y pruebas de Games-Howell (α = 0,05). La candidiasis oral se estableció en todos los animales infectados y se visualizó macroscópicamente a través de la presencia de manchas blancas características o pseudomembranas en el dorso de las lenguas. Los cortes histopatológicos confirmaron una gran presencia de levaduras y filamentos limitados a la capa queratinizada del epitelio en el grupo C-L-, y la presencia de células fúngicas disminuyó visualmente en las imágenes obtenidas de ratones sometidos a aPDT con curcuminoides de 40 μM u 80 μM. La aPDT mediada por 80 μM de curcuminoides promovió una reducción de 2,47 log10 en el recuento de colonias en comparación con las del grupo C-L- (p = 0,008). Todos los demás grupos no mostraron una reducción estadísticamente significativa en el número de colonias, incluidos los grupos fotosensibilizadores (C+L-) o los grupos de luz sola (C-L+). La aPDT mediada por curcuminoides redujo la carga fúngica de las lenguas de los ratones.

Introducción

La candidiasis oral (OC) es la principal infección fúngica de la cavidad oral; es causada por el crecimiento excesivo de Candida spp. Los factores predisponentes para el CO incluyen la disfunción endocrina, el uso de antibióticos de amplio espectro, la radioquimioterapia y la quimioterapia, las deficiencias nutricionales, la xerostomía (bajo flujo salival), el uso de dentaduras postizas, la mala higiene y, especialmente, la inmunosupresión1. Entre las especies de Candida, Candida albicans es la más prevalente y virulenta; Se encuentra como especie comensal en el cuerpo humano y como patógeno oportunista. C. albicans tiene la capacidad de cambiar su morfología de levaduras comensales (blastóforos) a filamentos patógenos (hifas y pseudohifas)2. Las formas filamentosas, especialmente las hifas, pueden invadir el epitelio del huésped por endocitosis o penetración activa, causando infección3. Otros factores de virulencia de C. albicans incluyen la adhesión, la formación de biopelículas y la secreción de enzimas y toxinas lipolíticas e hidrolíticas, como lipasas, fosfolipasas, proteinasas y candidalisina4.

Los tratamientos antifúngicos implican el uso de agentes antifúngicos, especialmente polienos y azoles tópicos (nistatina y miconazol)5. Sin embargo, solo muestran eficacia a corto plazo y la recurrencia es frecuente. Además, el uso excesivo de antifúngicos ha dado lugar al problema del desarrollo y la propagación de la resistencia a los antifúngicos6. Por lo tanto, se necesitan terapias alternativas, como la terapia fotodinámica antimicrobiana (aPDT), que combina un fotosensibilizador (PS) y luz a una longitud de onda adecuada (la misma que la de la absorción de PS) en presencia de oxígeno. Las PS se unen a las células o son absorbidas por ellas y, cuando son activadas por la luz, producen especies reactivas de oxígeno (ROS) que son tóxicas para las células sensibilizadas7.

En la aPDT, uno de los fotosensibilizadores (PS) empleados es la curcumina (CUR), un compuesto natural extraído de los rizomas de la planta de cúrcuma (Curcuma longa L.). La curcumina posee numerosos atributos terapéuticos, incluyendo capacidades antiinflamatorias, antioxidantes, anticancerígenas y antimicrobianas 8,9. Una investigación previa encontró que la aPDT que utiliza CUR disminuyó efectivamente C. albicans en un modelo murino de candidiasis oral sin causar ningún daño a los tejidos del huésped10. El CUR es el principal curcuminoide extraído de la cúrcuma, pero otros polifenoles, como la demetoxicurcumina y la bis-demetoxicurcumina, también se encuentran en esta planta. La aPDT mediada por curcuminoides demostró actividad antibacteriana contra biopelículas de Staphylococcus aureus cultivadas en catéteres11. Sin embargo, hasta donde sabemos, su actividad antifúngica contra C. albicans sigue sin estar clara. Por lo tanto, en este estudio, evaluamos la aPDT mediada por una sal curcuminoide contra C. albicans en un modelo murino de CO.

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Protocolo

El protocolo de investigación para el uso de ratones fue aprobado por el Comité de Ética para el Uso de Animales (casos números 05/2008 y 09/2020) de la Facultad de Odontología de Araraquara, UNESP. Se utilizó C. albicans (ATCC 90028) como cepa de referencia. Para el presente estudio se utilizaron ratones suizos hembra de seis semanas de edad (n = 45), con un rango de masa corporal de 20-30 g. Los animales fueron proporcionados por la Universidad Estadual Paulista, UNESP, Botucatu.

1. Preparación de PS y selección de la fuente de luz para aPDT

  1. Prepare el PS de acuerdo con las especificaciones de la sustancia que se va a probar.
    NOTA: En este estudio, se utilizó una mezcla soluble en agua de curcuminoides (mezcla de sales solubles en agua a base de CUR12) como PS (ver Tabla de Materiales y Figura 1). Las diluciones a 20 μM, 40 μM y 80 μM (15,6, 29,2 y 58,4 mg/L, respectivamente) se prepararon en agua ultrapura inmediatamente antes de su uso y se mantuvieron a 5 °C.
  2. Seleccione un equipo de luz con una longitud de onda adecuada (la misma que la de la absorción PS) capaz de iluminar todo el objetivo fotosensibilizado de manera uniforme y simultánea sin calentar el tejido.
    NOTA: En este estudio, se utilizó una pieza de mano que contenía un diodo emisor de luz (LED, ver Tabla de Materiales), que fue diseñada en el Instituto de Física de São Carlos (Universidad de São Paulo, São Carlos, SP, Brasil). La potencia de salida entregada por la luz fue de 89,2 mW/cm2 a una longitud de onda azul de aproximadamente 455 nm.

2. Preparación del inóculo de C. albicans

  1. Mantener la cepa de referencia C. albicans (ATCC 90028) en levadura-peptona-glucosa (YEPD, ver Tabla de Materiales) con glicerol al 50% a -80 °C hasta su uso.
  2. Descongelar la cepa congelada a temperatura ambiente, extender una alícuota de 100 μL en una placa de Petri con agar dextrosa Sabouraud (SDA) con cloranfenicol (ver Tabla de Materiales), e incubar a 37 °C durante 48 h.
  3. Transfiera cinco colonias a 10 mL de caldo de nitrógeno de levadura con medio de glucosa al 2% (YNBg) y crezca aeróbicamente a 37 °C durante 16 h.
  4. Diluir el cultivo de levadura en YNBg fresco (1:10) e incubar aeróbicamente a 37 °C hasta que la densidad óptica alcance la fase logarítmica media de crecimiento.
    NOTA: Estandarizar previamente la curva de crecimiento microbiano para cada laboratorio. En la presente investigación, los cultivos se dejaron incubar durante unas 8 h, hasta que alcanzaron la fase logarítmica media de crecimiento, como indica la densidad óptica a 540 nm (OD540), con un valor medio de 0,536 ± 0,062 unidades arbitrarias (media ± desviación estándar [DE]).
  5. Centrifugar el cultivo a 5.000 x g a temperatura ambiente durante 5 min, desechar el sobrenadante y lavar el gránulo dos veces con el mismo volumen de solución salina estéril tamponada con fosfato (PBS; 0,136 M NaCl, 2 mM KCl, 1 mM KH2PO4, 10 mM Na2HPO4, pH 7,4).
  6. Utilice alícuotas de 100 μL para realizar cuatro diluciones seriadas de 10 veces en PBS, extienda las diluciones en placas SDA e incube a 37 °C durante 48 h para el recuento de colonias. Como estándar, las suspensiones fúngicas se utilizan en concentraciones de aproximadamente 4,5 × 107 unidades formadoras de colonias por mililitro (UFC/mL)].

3. Inducción de CO en ratones

NOTA: La siguiente metodología fue descrita previamente por Takakura et al.13 y reproducida por nuestro grupo10,14, con algunas modificaciones.

  1. Distribuya aleatoriamente los ratones en nueve grupos (n = 5), correspondientes al mismo número de tratamientos (Ficha Suplementaria 1).
    NOTA: La cavidad oral de los ratones debe ser negativa para el crecimiento de Candida . Esto debe comprobarse frotando la cavidad bucal con un hisopo y colocando la muestra en SDA.
  2. Mantener a los animales en cajas de propileno10 (5 ratones por caja como máximo), con virutas de madera para cubrir el suelo, en un vivero a temperatura controlada a 23 ± 2 °C bajo un ciclo de luz/oscuridad de 12/12 h. No es necesario proporcionar ningún enriquecimiento específico.
  3. Mantenga a los ratones con dieta extruida para ratones y agua filtrada ad libitum.
  4. Inyectar por vía subcutánea el fármaco inmunosupresor prednisolona (100 mg/kg de peso corporal, ver Tabla de Materiales), por primera vez el primer día a todos los miembros de los grupos C+L+ 20, C+L+40, C+L+80, C+L- 20 μM, C+L- 40, C+L- 80, C-L+ y C-L- (Ficha complementaria 1).
    NOTA: Mantenga a los ratones del mismo grupo en la misma caja y vigílelos diariamente para detectar cualquier signo de estrés y pérdida de peso. Busque consejo veterinario para analgésicos o alimentos / agua alterados si se nota estrés o pérdida de peso.
  5. A partir del primer día y hasta el final del experimento, suministre clorhidrato de tetraciclina en el agua potable a 0,83 mg/mL13.
  6. Inocular lenguas de ratones en el segundo día, incluidos los grupos C+L+ 20, C+L+40, C+L+80, C+L-20, C+L-40, C+L-80, C-L+ y C-L- (Archivo suplementario 1), con el inóculo de C. albicans . No inocule a los ratones del grupo de control negativo (NCtrl).
    1. Sedar a los animales mediante inyección intramuscular de cloruro de clorpromazina (ver Tabla de materiales) en cada músculo del muslo antes de llevar a cabo la inoculación.
    2. Realizar la inoculación intraoral de los ratones sumergiendo un hisopo estéril (uno por animal) en una suspensión estandarizada de C. albicans recién preparada (es decir, preparada inmediatamente antes de la inoculación).
    3. Coloque a los ratones sedados en posición supina. Saca suavemente la lengua de la boca con una pinza estéril. Frote la lengua de cada ratón con un hisopo empapado durante 30 segundos. Vigile a los ratones hasta que se recuperen de la sedación.
  7. Al quinto día, administrar una inyección subcutánea complementaria de prednisolona (100 mg/kg de peso corporal) para mantener la inmunosupresión.
    NOTA: Este protocolo es adecuado para mantener la infección durante 7 días después de la inoculación intraoral. La escala de tiempo del protocolo se muestra en la Figura 2.

4. Terapia fotodinámica antimicrobiana y recuperación de C. albicans de lesiones orales

  1. En el séptimo día, antes del tratamiento, anestesiar a los animales mediante una inyección intraperitoneal de clorhidrato de ketamina (100 mg/kg de peso corporal) combinada con xilacina (10 mg/kg de peso corporal) (ver Tabla de Materiales).
  2. Coloque a cada animal en posición supina sobre un dispositivo de almohadilla14,15 equipado con alambres de acero inoxidable que se pueden enrollar alrededor de los incisivos para mantener la boca abierta.
    NOTA: Se recomiendan almohadillas isotérmicas para calentar a los ratones mientras están sedados, previniendo la hipotermia a temperatura ambiente y evitando la mortalidad relacionada con la anestesia15. Cada animal anestesiado debe ser monitoreado por la falta de un reflejo de retirada cuando se pellizcan los dedos de los pies para confirmar la profundidad de la anestesia. Se puede administrar una dosis de mantenimiento de ketamina a 1/3 de la dosis original (sin xilacina) si es necesario.
  3. Con la mandíbula y las mejillas retraídas, coloque suavemente la lengua fuera de la boca.
  4. Para ratones de los grupos C+L+, pipetear 70 μL de PS en el dorso de la lengua (a una de las concentraciones probadas). Mantenga a los ratones en un ambiente oscuro durante un período de 20 minutos como período previo a la irradiación. Asegúrese de que durante este tiempo, la lengua de cada animal permanezca posicionada dentro de la cavidad bucal para evitar que el fotosensibilizador (PS) sea ingerido.
  5. Después del período de fotosensibilización, saque la lengua de la boca para iluminarla. Coloque el dispositivo LED en el dorso de la lengua e ilumine a 37,5 J/cm2 (7 min con el dispositivo actual) (Figura 3).
  6. Para los animales de los grupos C+L-, pipetear 70 μL de PS a una de las concentraciones probadas en el dorso de la lengua, y mantener a estos ratones en la oscuridad durante 27 min.
  7. Para los animales del grupo C-L+ (tratados con luz sin fotosensibilización previa), pipetear 70 μL de suero fisiológico estéril en el dorso de la lengua. Mantenga a los ratones en la oscuridad durante 20 minutos y luego ilumine sus lenguas a 37,5 J/cm2 (7 min con el dispositivo actual).
  8. Para ratones del grupo C-L- (no tratados con PS ni con luz), pipetear 70 μL de solución salina estéril en el dorso de la lengua y mantenerlos en la oscuridad durante 27 min.
  9. Recuperar C . albicans de las lenguas de todos los ratones inmediatamente después del tratamiento. Frote el dorso de la lengua durante 1 minuto con un hisopo de algodón estéril.
  10. Coloque cada hisopo de muestra en un tubo que contenga 1 ml de solución salina estéril y vórtice durante 1 minuto para resuspender las células microbianas.
  11. Realice inmediatamente diluciones seriadas de 10 veces en PBS y alícuotas de placa de 25 μL sobre placas SDA por duplicado. Incubar las placas aeróbicamente a 37 °C durante 48 h.
  12. Después de 48 h, use un contador de colonias digital (consulte la Tabla de materiales) para determinar los recuentos de colonias de levaduras. Calcule la carga de C. albicans (UFC/mL) para cada animal.
  13. Transforme los valores de UFC/ml en log10 y analice adecuadamente de acuerdo con el diseño del experimento y los supuestos de datos.
    NOTA: En la presente investigación se utilizó el ANOVA de una vía de Welch y la prueba post-hoc de Games-Howell (α = 0,05)16 .

5. Análisis histopatológicos

  1. En el octavo día, anestesiar a los ratones con ketamina a 100 mg/kg combinada con xilacina a 10 mg/kg mediante inyección intraperitonial y sacrificarlos con una sobredosis de ketamina (200 mg/kg administrada por vía intraperiotonial). Confirme la muerte comprobando la ausencia de movimientos respiratorios (apnea) y la ausencia de latidos cardíacos (asistolia).
  2. Pellizca con cuidado la lengua y sácala de la boca del animal. Con un bisturí manual, realice una incisión antes de las papilas circunvaladas para extirpar quirúrgicamente toda la lengua sin causar lesiones en las regiones anterior y central.
  3. Fijar la lengua en formol tamponado al 10% (pH 7,2-7,4) durante 24 h y lavarla con agua corriente durante 2 h.
  4. Proceder a la inclusión en el proceso de parafina: deshidratación, clarificación e impregnación10,14.
  5. Corte secciones seriadas (5 μm de grosor) con un micrótomo y, a continuación, fije las secciones en portaobjetos de vidrio. Se procede a teñir estas secciones utilizando ácido peryódico-Schiff y hematoxilina (PAS-H) para el examen histopatológico y la identificación de hongos mediante la observación bajo un microscopio óptico.
  6. Pida a un patólogo, preferiblemente ciego a los grupos estudiados, que examine la reacción tisular debida a la infección por C. albicans .
  7. Describir las características histológicas del tejido (epitelio y tejido conectivo), especialmente las respuestas inflamatorias locales de intensidades variables.

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Resultados

El modelo murino de OC mostró manchas blancas típicas y pseudomembranas en la lengua de todos los ratones infectados (Figura 4A). C. albicans recuperada de animales C-L- confirmó la colonización tisular por este microorganismo (los valores variaron de 1,62 x 104 a 4,80 x 105 UFC/mL). Como era de esperar, los animales del grupo NCtr no mostraron ninguna alteración tisular ni crecimiento de colonias después del muestreo (Figura 4B).<...

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Discusión

C. albicans se ha asociado con infecciones orales y esofágicas en individuos con estado inmunocomprometido, diabetes mellitus, uso prolongado de antibióticos y mala higiene bucal 1,3. El estudio de las enfermedades infecciosas humanas requiere investigaciones in vitro e in vivo antes de que los ensayos clínicos puedan diseñarse de forma segura y precisa. El presente estudio describe un método para establecer un modelo murino de CO, el c...

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Agradecimientos

Los autores agradecen el apoyo financiero de la FAPESP (Fundación de Apoyo a la Investigación Científica del Estado de São Paulo, número de proceso FAPESP #2013/07276-1 (CePID CePOF) y 2008/00601-6. También agradecemos a la Dra. Ana Paula Silva por brindar la información sobre la sal soluble en agua a base de CUR.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
C. albicansATCC (Rockville, Md, EE. UU.)90028Utilizado para preparar la centrífuga de inóculo de Candida
 Eppendorf  Centrífuga 5804/5804R,B. Braun, Melsungen, Hesse, Alemania022628146 (NA)Se utiliza para preparar el inóculo de Candida
Cloruro de clorpromazina 2 mg/mLFarmacia de compuestos, Araraquara, SP, Brasil -   Se utiliza para sedar a los animales durante la inoculación de cándida
Sal soluble en agua a base de curcuminaPDTPharma, Cravinhos, Brasil - Compuesto por un 53,4% de curcumina natural y un 46,6% de otros curcuminoides (demetoxicurcumina y bis-demetoxicurcumina). Preparado en agua y N-MetilD-Glucamina (peso molecular promedio final de 730.32 g.mol&menos; 1)
Contador de colonias digitalCP 600 Plus, Phoenix Ind Com Equipamentos Cientí ficos Ltda, Araraquara, SP, Brasil - Se utiliza para contar colonias en placas de agar
Comida de ratón extruidaBenelab food, Industry Qualy Animal Nutrition and Commerce Ltda., Lindó ia, Sã o Estado de Paulo, Brasil. -Utilizado para la alimentación de los ratones
Clorhidrato de ketamina 10%Ketamina Agener, Uniã o Quí mica Farmacê utica Nacional S/A, Embu-Guaç u, SP, Brasil - Se utiliza para anestesiar animales antes de los tratamientos y para la eutanasia
Pieza de mano de diodo emisor de luz (prototipo)Instituto de Fí sica de Sã o Carlos, Universidad de Sã o Paulo, Sã o Carlos, SP, Brasil - Fabricado con LXHL-PR09, emisor Luxeon III, Lumileds Lighting, San José, California, EE. UU.
Acetato de metilprednisolona 40 mgDEPO-MEDROL, Pfizer, Nueva York - Se utiliza como inmunosupresor
MicrotomoLeica  Microsystems, Bannockburn, IL, EE.UUSM2500Se utiliza para cortar las secciones en serie de las lengüetas
Cajas de propileno (jaulas, carcasas) H13 x L20 x D30 cmBonther Equipaments, Ribeirã o Preto, SP, Brasil - Se utiliza para mantener a los animales durante todo el período experimental
Sabouraud Agar Dextrosa con CloranfenicolHiMedia, Mumbai, IndiaMM1067-500G Medio decultivo para el crecimiento de levaduras (agar)
EspectrofotómetroEspectrofotómetro Kasvi K37-VIS , Sã o José dos Pinhais, PR, BrasilK37-VIS Se utiliza para estandarizar la concentración de inóculo
Clorhidrato de tetraciclina Farmacia de compuestos, Araraquara, SP, Brasil - Antibiótico administrado para inducir la disbiosis oral
Virutas de maderaJ.R. Virutas de madera, Comercio de Aserrín Ltda., Conchal, Sã o Estado de Paulo, Brasil -Utilizado para el revestimiento de pisos dentro de las cajas de vivienda
Xilacina 2%Calmiun, Uniã o Quí mica Farmacê utica Nacional S/A, Embu-Guaç u, SP, Brasil - Se utiliza en combinación con ketamina para la anestesia
Caldo de nitrógeno de levadura  Difco, InterLab, Detroit, MI, EE. UU. DF0919-07-3 Medio de cultivo para el crecimiento de levaduras (caldo)
Caldo de Levadura Peptona DextrosaNutriSelect Basic, Sigma AldrichY1375Medio de cultivo para mantener las cepas a -80° C y crecer
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Referencias

  1. Vila, T., Sultan, A. S., Montelongo-Jauregui, D., Jabra-Rizk, M. A. Oral candidiasis: a disease of opportunity. Journal of fungi (Basel, Switzerland). 6 (1), 15(2020).
  2. Sudbery, P. E. Growth of Candida albicans hyphae. Nature Reviews Microbiology. 9 (10), 737-748 (2011).
  3. Moyes, D. L., Richardson, J. P., Naglik, J. R. Candida albicans-epithelial interactions and pathogenicity mechanisms: scratching the surface. Virulence. 6 (4), 338-346 (2015).
  4. Lopes, J. P., Lionakis, M. S. Pathogenesis and virulence of Candida albicans. Virulence. 13 (1), 89-121 (2022).
  5. Quindós, G., et al. Therapeutic tools for oral candidiasis: Current and new antifungal drugs. Medicina oral, patologia oral y cirugia buccal. 24 (2), e172-e180 (2019).
  6. Nishimoto, A. T., Sharma, C., Rogers, P. D. Molecular and genetic basis of azole antifungal resistance in the opportunistic pathogenic fungus Candida albicans. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 75 (2), 257-270 (2020).
  7. Gholami, L., Shahabi, S., Jazaeri, M., Hadilou, M., Fekrazad, R. Clinical applications of antimicrobial photodynamic therapy in dentistry. Frontiers in Microbiology. 13, 1020995(2013).
  8. Trigo-Gutierrez, J. K., Vega-Chacón, Y., Soares, A. B., Mima, E. G. O. Antimicrobial activity of curcumin in nanoformulations: a comprehensive review. International Journal of Molecular Sciences. 22 (13), 7130(2021).
  9. Santezi, C., Reina, B. D., Dovigo, L. N. Curcumin-mediated Photodynamic Therapy for the treatment of oral infections-A review. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 21, 409-415 (2018).
  10. Dovigo, L. N., et al. Curcumin-mediated photodynamic inactivation of Candida albicans in a murine model of oral candidiasis. Medical Mycology. 51 (3), 243-251 (2013).
  11. Zangirolami, A. C., Carbinatto, F., Filho, J. D. V., Bagnato, V. S., Blanco, K. C. Impact of light-activated curcumin and curcuminoids films for catheters decontamination. Colloids and SurfacesB: Biointerfaces. 213, 112386(2022).
  12. Santezi, C., Tanomaru, J. M., Bagnato, V. S., Júnior, O. B., Dovigo, L. N. Potential of curcumin-mediated photodynamic inactivation to reduce oral colonization. Photodiagnosis Photodynamic Therapy. 15, 46-52 (2016).
  13. Takakura, N., et al. A novel murine model of oral candidiasis with local symptoms characteristic of oral thrush. Microbiology and immunology. 47 (5), 321-326 (2003).
  14. Mima, E. G., et al. Susceptibility of Candida albicans to photodynamic therapy in a murine model of oral candidosis. OralSurgery, Oral Medicine, Oral Pathology, Oral Radiology and Endodontology. 109, 392-401 (2010).
  15. Solis, N. V., Filler, S. G. Mouse model of oropharyngeal candidiasis. Nature Protocol. 7 (4), 637-642 (2012).
  16. Marôco, J. Análise Estatística com o SPSS Statistics 25. , ReportNumber 7th ed, Lisboa, Portugal. (2018).
  17. Naglik, J. R., Fidel, P. L. Jr, Odds, F. C. Animal models of mucosal Candida infection. FEMS Microbiology Letters. 283 (2), 129-139 (2008).
  18. Samaranayake, Y. H., Samaranayake, L. P. Experimental oral candidiasis in animal models. Clinical Microbiology Reviews. 14, 398-429 (2001).
  19. Chamilos, G., Lionakis, M. S., Lewis, R. E., Kontoyiannis, D. P. Role of mini-host models in the study of medically important fungi. The Lancet Infectious Diseases. 7, 42-55 (2007).
  20. Carmello, J. C., et al. Treatment of oral candidiasis using Photodithazine- mediated photodynamic therapy in vivo. PLoS One. 11 (6), e0156947(2016).
  21. Sakima, V. T., et al. Antimicrobial photodynamic therapy mediated by curcumin-loaded polymeric nanoparticles in a murine model of oral candidiasis. Molecules. 23 (8), 2075(2018).
  22. Abe, S., et al. A glucocorticoid antagonist, mifepristone affects anti-Candida activity of murine neutrophils in the presence of prednisolone in vitro and experimental candidiasis of prednisolone-treated mice in vivo. FEMS Immunology and Medical Microbiology. 13 (4), 311-316 (1996).
  23. Jones, J. H., Russell, C., Young, C., Owen, D. Tetracycline and the colonization and infection of the mouths of germ-free and conventionalized rats with Candida albicans. Journal Antimicrobial Chemotherapy. 2 (3), 247-253 (1976).
  24. Russell, C., Jones, J. H. Effects of oral inoculation of Candida albicans in tetracycline-treated rats. Journal of Medical Microbiology. 6 (3), 275-279 (1973).
  25. Teichert, M. C., Jones, J. W., Usacheva, M. N., Biel, M. A. Treatment of oral candidiasis with methylene blue- mediated photodynamic therapy in an immunodeficient murine model. OralSurgery, Medicine, Pathology, Radiology and Endodontology. 93, 155-160 (2002).
  26. Totti, M. G. A., Santos, E. B., Almeida, O. P., Koga-Ito, C. Y., Jorge, A. O. C. Oral candidosis by Candida albicans in normal and xerostomic mice. Brazilian Oral Research. 18, 202-207 (2004).
  27. Hidalgo, K. J. R., et al. Antimicrobial photodynamic therapy in combination with nystatin in the treatment of experimental oral candidiasis induced by Candida albicans resistant to fluconazole. Pharmaceuticals (Basel). 12 (3), E140(2019).

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