Artículo de método

Modelo de roedores de pérdida muscular volumétrica de masetero para el estudio de materiales de bioingeniería

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DOI:

10.3791/66450

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31 de mayo de 2024

 ,  , 
1Division of Plastic and Reconstructive Surgery, University of California San Francisco (UCSF)

En este artículo

Resumen

En este trabajo describimos un protocolo para la creación quirúrgica de una lesión por pérdida muscular volumétrica (VML) en el masetero de ratas, proporcionando un modelo reproducible y accesible para el estudio de las lesiones musculares craneofaciales y su tratamiento utilizando biomateriales como el novedoso hidrogel.

Resumen

Las lesiones por pérdida de músculo volumétrico craneofacial (VML, por sus siglas en inglés) pueden ocurrir como resultado de un traumatismo grave, escisión quirúrgica, inflamación y afecciones congénitas u otras condiciones adquiridas. El tratamiento de la LMV craneofacial implica la transferencia quirúrgica y funcional de músculo. Sin embargo, estos procedimientos no pueden restaurar la función, la sensibilidad o la expresión normales y, lo que es más común, estas afecciones no se tratan. Se han realizado muy pocas investigaciones sobre la regeneración del músculo esquelético en modelos animales de VML craneofacial. Este manuscrito describe un modelo de rata para el estudio de la lesión craneofacial de la VML y un protocolo para la evaluación histológica de biomateriales en el tratamiento de estas lesiones. El hidrogel líquido y los andamios liofilizados se aplican en el momento de la creación quirúrgica de la VML, y los maseteros se extirpan en puntos terminales de hasta 12 semanas con altas tasas de retención y complicaciones insignificantes. La hematoxilina y la eosina (HE), el tricrómico de Masson y el análisis inmunohistoquímico se utilizan para evaluar los parámetros de regeneración del músculo esquelético, así como la biocompatibilidad y la inmunomodulación. Si bien demostramos el estudio de un hidrogel a base de ácido hialurónico, este modelo proporciona un medio para evaluar iteraciones posteriores de materiales en lesiones por VML.

Introducción

Los traumatismos graves, la escisión quirúrgica, la inflamación y otras afecciones adquiridas pueden dar lugar a un grado de pérdida de tejido que abruma los mecanismos de reparación del músculo esquelético endógeno. La pérdida de células residentes y de estructuras que promueven el proceso regenerativo primario puede dar lugar a una remodelación patológica y fibrosis tisular, lo que resulta en déficits a largo plazo de la función y la sensibilidad, y se conoce como pérdida muscular volumétrica (VML)1,2,3. La respuesta inflamatoria a las lesiones por VML implica un mecanismo complejo y bien documentado que involucra macrófagos, citocinas y células miogénicas que presenta muchos objetivos teóricos en medicina regenerativa4. Si bien muchos estudios in vitro han utilizado estos objetivos en modelos animales de tratamiento de VML en extremidades, existe una falta de investigación sobre la regeneración del músculo esquelético en modelos animales de VML craneofacial 5,6,7.

La pérdida de tejido craneofacial puede ser el resultado de condiciones como las descritas anteriormente, y la deficiencia de tejido craneofacial también puede ocurrir en condiciones congénitas como la hendidura, que en algunos casos implica una verdadera deficiencia volumétrica de tejido muscular 8,9. Debido a que los músculos de la región craneofacial son importantes para la función y la apariencia estética, los efectos a largo plazo de la VML pueden tener una aflicción psicológica significativa. Varios aspectos del músculo esquelético craneofacial son diferentes del músculo esquelético derivado de los somitas que se encuentra en las extremidades, incluidas las variaciones en la expresión génica, el origen embrionario, el fenotipo de las células satélite, la cantidad de células satélite, la composición de las fibras y la arquitectura 10,11,12,13. Estas variaciones pueden dar lugar a lesiones de la LMV que afectan al músculo craneofacial de forma diferente al músculo derivado del somita14,15. Hasta la fecha, los enfoques de ingeniería de tejidos que han demostrado aumentar la regeneración en modelos animales de VML de extremidades no se han traducido de manera equivalente a los modelos animales de VML craneofacial16. Esto subraya la necesidad de optimizar los enfoques in vivo para los modelos VML craneofaciales de animales.

Si bien se han realizado varios estudios in vivo de VML craneofacial, los estudios son pequeños y la creación de un defecto muscular craneofacial robusto en modelos animales es un desafío 8,13. Kim et al. informaron sobre el desarrollo de un modelo VML de masetero de ratón. Sin embargo, este estudio solo evaluó la histología hasta 28 días después de la lesión y tuvo un poder estadístico incierto para detectar diferencias en los resultados histológicos entre puntos temporales17. Rodríguez et al. reportaron el desarrollo de un modelo VML craneofacial de ovejas. Sin embargo, reportaron una alta variabilidad dentro de los grupos experimentales, sugiriendo heterogeneidad en la gravedad de la lesión quirúrgica inicial16. Aquí, reportamos el protocolo de nuestro modelo VML de masetero de ratas y demostramos su utilidad en la evaluación de enfoques de ingeniería de tejidos.

Protocolo

Este estudio se llevó a cabo de acuerdo con todas las regulaciones aplicables, incluido el cumplimiento de las recomendaciones descritas en la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio. El Programa Institucional de Cuidado y Uso de Animales de UCSF aprobó todos los procedimientos y cuidados postoperatorios con animales (protocolo #AN195944-01 de IACUC).

1. Cirugía VML

  1. Anestesiar ratas macho Sprague-Dawley a las 12 semanas de edad con un peso de 276-300 g en un recipiente sellado con anestesia general de isofluorano a una tasa de 1%-5% antes de ser transferidas a un campo quirúrgico estéril.
    1. Coloque a los roedores sobre su lado izquierdo de manera que el cuello se extienda en una posición neutral y la nariz se ajuste al cono nasal anestésico, permitiendo la exposición al lado derecho de la cara.
    2. Caudal de isofluorano cónico desde la inducción hasta el caudal de mantenimiento (aproximadamente 2%).
  2. Aplique ungüento oftálmico en los ojos de los roedores.
  3. Limpie el sitio operatorio, bordeado por una línea entre la esquina derecha de la boca, la base de la oreja derecha superiormente y el ángulo de la mandíbula inferior, de pelo con crema depilatoria.
    1. Desinfecte el sitio operatorio varias veces con movimientos circulares utilizando etanol y exfoliante de betadine.
      NOTA: El paño estéril no se utiliza en este protocolo, dado el tamaño y la ubicación del acceso. El procedimiento se lleva a cabo utilizando una técnica aséptica de acuerdo con las pautas de cuidado animal.
  4. Cree una incisión longitudinal de 3-4 cm de longitud que abarque desde la almohadilla inferior del bigote derecho hasta la oreja derecha.
    1. Elevar un colgajo de piel, permitiendo la visualización del masetero derecho, así como de las ramas bucal y mandibular del nervio facial (Figura 1A).
    2. Limpie la piel de la fascia subyacente mediante una separación roma y mantenga los bordes de la piel en una posición retraída mediante pinzas quirúrgicas para una visualización óptima del músculo subyacente.
  5. Realice una incisión transversal de 1-2 cm de longitud en la fascia que recubre la porción anterior del masetero. Use una separación roma para expandir el espacio entre la fascia y el masetero con cuidado para mantener la integridad general de la fascia restante.
  6. Utilizando la incisión fascial como ventana al masetero superficial, cree una lesión circular en el músculo de 5 mm de ancho y 5 mm de profundidad utilizando una biopsia con punción desechable esterilizada. Asegúrese de que el defecto esté centrado entre las ramas bucal y mandibular del nervio facial, con cuidado para evitar traumatismos en los nervios (Figura 1B).
  7. Agregue el biomaterial a la lesión circular del masetero (Figura 1C).
  8. Una vez que el agente esté adecuadamente colocado, sutura la ventana fascial que invierte el músculo con una sola sutura de monofilamento 5-0 para evitar la migración.
    NOTA: Los agentes de forma sólida se colocan directamente en la herida, y el tejido se puede perturbar para promover la saturación con sangre, mientras que los agentes líquidos se agregan y se dejan gelificar si es necesario o se cierran inmediatamente en su lugar usando fascia para evitar movimientos no deseados. En el experimento que se muestra aquí, se administra un criogue a base de ácido hialurónico acrilado.
  9. Cierre la piel con una técnica subcuticular simple, interrumpida o en ejecución con monofilamento 5-0.
    1. Aplique pegamento para la piel sobre las suturas para ayudar a prevenir la dehiscencia de la incisión postoperatoria.
  10. Permita que las ratas se recuperen en una jaula con una fuente de calor externa (almohadilla térmica debajo de la jaula o calentadores de manos estériles en la jaula) y observe durante 30 minutos después de la operación.
  11. Diluir el antibiótico trimetoprim-sulfametoxazol (200 mg de trimetoprima y 40 mg de sulfametoxazol en 5 ml) en agua de bebida (5 mL/200 ml de agua) y administrarlo en agua de bebida de roedores durante 7 días después de la operación. Asegurar que la analgesia perioperatoria se realice de acuerdo con los protocolos institucionales.
    NOTA: En este estudio, se administró bupivacaína SC al 0,25% antes de la incisión quirúrgica, se administraron 0,05 mg/kg de buprenorfina SC antes de la recuperación de la anestesia y se administraron 2 mg/kg de meloxicam IP antes de la recuperación de la anestesia y nuevamente a la mañana siguiente.

2. Cosecha, congelación y análisis con masetero

  1. En puntos de tiempo predeterminados, sacrifique las ratas induciendo una sobredosis de un agente químico (por ejemplo, CO2 o anestésico) en la cámara de inducción anestésica.
  2. Confirme el sacrificio de roedores mediante la realización de una toracotomía bilateral con una sola incisión de bisturí a través de la4ª costilla ventral para perforar los pulmones (toracotomía bilateral).
  3. Vuelva a abrir la incisión quirúrgica para permitir la visualización del masetero y retire la piel que recubre el masetero para facilitar el acceso.
  4. Diseccionar y retirar el masetero de la mandíbula, comenzando con la separación en el ángulo mandibular. Asegúrese de que la disección se realice a lo largo de la superficie ósea para capturar la totalidad del grosor del masetero.
    1. Diseccionar anteriormente a lo largo de la mandíbula, cortando el punto de unión del tendón. A continuación, diseccionar a lo largo del arco cigomático posteriormente (Figura 1D). Por último, diseccione la inserción posterior, ya que existe un mayor riesgo de sangrado.
  5. Enjuague el masetero extirpado en 1x PBS a temperatura ambiente (RT) y elimine el exceso de humedad secando bien la muestra con una toalla de papel.
  6. Coloque el músculo en un crimolde y sumérjalo en un medio de inclusión a temperatura óptima de corte (OCT), con el extremo anterior hacia abajo y el extremo posterior hacia arriba.
  7. Agregue isopentano a una taza de metal y enfríela sumergiéndola en nitrógeno líquido con cuidado para evitar que ingrese nitrógeno líquido.
    1. Una vez que el isopentano haya alcanzado la temperatura óptima (-140 a -149 °C) y se haya espesado ligeramente, mantenga el criomolde que contiene OCT y el masetero parcialmente sumergidos en el isopentano hasta que el OCT se haya congelado. Mantenga el criommould congelado en hielo seco hasta que se transfiera a un congelador a -80 °C.
  8. Criosección de muestras de masetero congelado con una orientación tal que el polo anterior se secciona primero, moviéndose posteriormente a través de la muestra. Ajuste la temperatura del bloque de tejido a -20 °C y la temperatura de la cuchilla de criosección a -15 °C. Por cada 200 μm, corte 4 portaobjetos (2 con secciones de 10 μm, 2 con secciones de 6 μm) antes de avanzar 200 μm más, corte 4 portaobjetos adicionales y repita a lo largo de la muestra.
  9. Utilice las secciones de 10 μm para el análisis histológico (tricrómico de Masson, hematoxilina y eosina, Picrosirius Red, etc.) y las secciones de 6 μm para inmunohistoquímica.
    NOTA: Para la histología, también se pueden utilizar secciones de 6 μm.
  10. Captura de imágenes mediante microscopía óptica o de fluorescencia.
  11. Mida las áreas de la sección transversal de ~ 200 fibras musculares del músculo masetero utilizando el software Image J.

3. Análisis inmunohistoquímico

  1. Para el análisis inmunohistoquímico de la cadena pesada de miosina embrionaria, fije los portaobjetos en PFA al 4% durante 1 h en RT.
  2. Lave los portaobjetos en PBS 3 veces en RT, dejando reposar cada lavado durante 10 minutos.
  3. Permeabilizar el tejido incubando los portaobjetos con Triton X-100 al 0,5% a RT durante 15 min.
  4. Lave los portaobjetos en PBS 3 veces en RT, dejando reposar cada lavado durante 10 minutos.
  5. Incubar con anticuerpo monoclonal primario de ratones huéspedes (1:200) en suero de cabra normal (NGS) al 2% a 4 °C durante la noche.
  6. Lave los portaobjetos en PBS-Tween 3 veces en RT, dejando reposar cada lavado durante 10 minutos.
  7. Incubar con anticuerpo secundario anti-ratón marcado con fluoróforos del huésped conejo (1:500) en NGS al 2% en RT durante 2 h.
  8. Lave los portaobjetos en PBS-Tween 3 veces en RT, dejando reposar cada lavado durante 10 minutos.
  9. Monte los portaobjetos con 3 gotas de soporte fluorescente DAPI antes de colocar un cubreobjetos.

Resultados

Los resultados de la evaluación de la LMV craneofacial y la regeneración tisular mediante biomateriales incluyen resultados cuantitativos y cualitativos.

La Figura 2 muestra un ejemplo de evaluación cualitativa utilizando el modelo descrito anteriormente. La observación del crecimiento de novo de la fibra muscular dentro de nuestro hidrogel es un resultado cualitativo positivo (Figura 2A) y sugiere que un biomaterial puede proporcionar suficiente soporte arquitectónico y factor de crecimiento o suministro de nutrientes. La retención de hidrogel dentro del lecho de la herida (Figura 2B) es visible en la tinción HE. Se puede realizar una evaluación cualitativa de otros tejidos dentro de un biomaterial, como la identificación de vasos sanguíneos mediante HE (Figura 2C) y tricrómico de Masson (Figura 2D). Las ramas mandibular y bucal del nervio facial son visibles en las esquinas superior izquierda y superior derecha de la imagen en la Figura 2B, lo que confirma la correcta colocación del hidrogel en el lecho de lesión VML y proporciona orientación. Se observa una capa de fascia sobre el hidrogel, lo que confirma que el cierre fascial fue exitoso y permaneció intacto durante el período postoperatorio. Un resultado negativo observado en esta etapa incluiría la pérdida total del hidrogel (Figura 2E) o la pérdida del cierre fascial y la extrusión del lecho de la herida (Figura 2F), con EH que muestra evidencia de un lecho de la herida o cicatriz fibrótica dependiendo del tiempo transcurrido después de la operación.

El análisis inmunohistoquímico es fundamental en la evaluación de biomateriales para el tratamiento de la VML craneofacial con el fin de identificar los tipos de células y las interacciones moleculares a nivel celular. Debido a que la VML resulta en la pérdida de células residentes y arquitectura capaz de regenerar el músculo esquelético, la regeneración muscular de novo en el sitio lesionado es un resultado importante en el tratamiento4 y la evaluación de la eficacia en terapias basadas en biomateriales para VML. Las isoformas de miosina en desarrollo, incluidas la miosina embrionaria (MYH3) y neonatal (MYH8), se reexpresan en las fibras musculares esqueléticas en regeneración y proporcionan un marcador específico para la regeneración de fibras18,19. En la Figura 3 se muestra un ejemplo de cómo se puede utilizar la inmunohistoquímica para identificar tipos celulares de interés, en este caso, la cadena pesada de miosina embrionaria.

Por último, ImageJ se puede utilizar para cuantificar las características de los portaobjetos de histología, incluida la inmunohistoquímica y las tinciones especializadas como el tricrómico de Masson, para medir la respuesta fibrótica (Figura 4). La extirpación de una porción de músculo en las lesiones de VML cambia la arquitectura y la composición muscular, lo que conduce a un aumento de la deposición de colágeno I y fibrosis macroscópica del tejido compartimental 2,3. Muchos estudios que evalúan tratamientos basados en biomateriales para la VML comparan la fibrosis entre su grupo de intervención y los grupos control4. Utilizando el método descrito aquí, los lechos de las heridas en los animales que sufrieron una lesión VML se pueden identificar en el tricrómico de Masson como cicatrices fibróticas (Figura 4A). La deconvolución del color a través de ImageJ puede aislar y cuantificar el canal azul correspondiente al tejido conectivo (Figura 4B), y luego ajustarlo a escala de grises para la medición (Figura 4C). El área de la cicatriz se puede aislar y medir usando la Imagen J (Figura 4D) y calibrar a una barra de escala en la imagen para obtener un tamaño preciso y un área reproducible. Con este enfoque, se puede medir la deposición de tejido conectivo (Figura 4E).

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Figura 1: Esquema quirúrgico que muestra los pasos. (A,B) Lesión VML del masetero quirúrgico. (C) Aplicación de biomateriales. (D) Recolección de masas. E) Morfología muscular después de la recolección. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 2: Tinción tricrómica de HE y Masson. (A) Secciones de masetero de rata teñidas con HE de la interfaz hidrogel-músculo con flechas que indican estructuras identificadas morfológicamente como fibras musculares esqueléticas. (B) Sección de masetero de rata teñida con HE que demuestra la abundancia de fibras de músculo esquelético en todo el hidrogel. (C) tejido teñido con HE y (D) tejido teñido con tricrómico de Masson con flechas que indican estructuras identificadas morfológicamente como vasos sanguíneos. (E,F) Los resultados negativos mostraron pérdida completa del hidrogel con gel adherido a la cara superficial del masetero en lugar del lecho de la herida y pérdida incompleta del hidrogel con pérdida del cierre fascial, respectivamente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 3: Tinción inmunohistológica para la cadena pesada de miosina embrionaria (eMHC) y laminina en cortes transversales de masetero de rata. (A) 2 semanas después de la cirugía. (B) 12 semanas después de la cirugía. Se observa un aumento de la concentración de eMHC en la muestra de 12 semanas en relación con la muestra de 2 semanas. Imágenes capturadas con un aumento de 20x. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 4: Análisis cuantitativo de la fibrosis. (A) Sección de masetero de rata teñido con tricrómico de Masson para la cuantificación de la deposición de tejido conectivo como indicador de la fibrosis de la herida después de la lesión de VML a las 12 semanas. (B) Se utilizó la imagen J para deconvoluciar el canal azul correspondiente al tejido conectivo. (C) La imagen se convirtió a escala de grises para su análisis. (D) Se aisló el área correspondiente a la cicatriz fibrótica, y (E) se calculó el área de la sección transversal y los porcentajes del campo correspondientes al blanco (fondo) y al negro (tejido conectivo). Imágenes capturadas con microscopía óptica con un aumento de 10x. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

Hay varios pasos críticos en el protocolo en los que se necesita especial atención para lograr un resultado óptimo. El paso 1.4 describe la incisión inicial y la separación roma de la piel de la fascia masetera superficial. La disección roma debe realizarse directamente a lo largo de la piel con tijeras apuntando en dirección opuesta al músculo subyacente y la fascia para evitar cortes y crear involuntariamente una ventana a través de la fascia. Debe evitarse el aspecto caudal del masetero superficial para evitar lesiones involuntarias en la vena submandibular o en la arteria carótida externa. Los pasos 1.5 y 1.6 describen la creación de la ventana fascial y el defecto VML, respectivamente. Se debe tener cuidado para asegurarse de que la incisión fascial tenga el tamaño mínimo requerido para que la biopsia con sacabocados quepa quepa, ya que la fascia tiende a contraerse lejos de la incisión y puede ser difícil ubicar los bordes en el paso 1.8 si se realiza una incisión demasiado grande. Una vez más, la disección roma debajo de la fascia debe realizarse solo lo suficiente para permitir que la biopsia con sacabocados quepa dentro de la ventana y tenga un ángulo adecuado para que quede perpendicular a la mandíbula. Al crear la lesión VML, es importante identificar el área más grande entre las ramas mandibular y bucal del nervio facial. El nervio mandibular distal se divide en una división superior e inferior, y hay variación en la ubicación donde la división superior se ramifica desde la división inferior hacia la rama bucal del nervio facial. Debido a que esta división discurre superiormente, algunos animales pueden tener la división superior del nervio mandibular directamente en el vientre del masetero donde debería crearse el defecto. En estos casos, el animal no debe utilizarse para el análisis, ya que es probable que haya una lesión del nervio periférico que confunda los datos. Al crear la biopsia por punción, es posible que se requiera una torsión suave para penetrar en la profundidad total de 5 mm. El paso 2.4 describe el secado de la muestra de tejido después de lavarla para eliminar el exceso de humedad. Esto se hace para evitar que se formen cristales de hielo durante la congelación del tejido y la posterior reducción de los artefactos de congelación en histología20.

Una de las ventajas de este método es la facilidad de acceso al músculo masetero superficial y la relativa ausencia de estructuras de alto riesgo que se pueden encontrar durante la cirugía. Debido a que la vasculatura ingresa al extremo caudal del músculo, se puede evitar un sangrado significativo en la mayoría de los casos. Esto es importante, ya que no solo disminuye el riesgo de morbilidad, sino que también aumenta la estandarización y disminuye la posibilidad de que la isquemia tenga un efecto confuso en la regeneración muscular. Debido a la disponibilidad de un recinto fascial, este protocolo se puede utilizar para evaluar biomateriales en factores de forma líquidos o sólidos. Si bien se utilizó un hidrogel acelular como ejemplo para este protocolo, este método se puede replicar para probar biomateriales con incorporación de células madre humanas utilizando ratas inmunodeficientes, como se ha hecho en estudios previos de la extremidad VML21.

Este estudio no define formalmente la lesión de tamaño crítico en la VML, el punto preciso donde los mecanismos de reparación endógenos ya no pueden regenerar el músculo sigue sin estar claro. Si bien es lógico que la definición pueda implicar la eliminación de un cierto porcentaje del volumen del músculo, y de hecho a menudo se cita el 20%, existen pruebas contradictorias y los datos sugieren que otros factores, como la ubicación y la geometría de la lesión, la edad del animal, entre otros, también pueden contribuir 16,21,22,23. A pesar de ello, la observación de la cicatriz fibrosa y la contracción visible del borde muscular observada a las 12 semanas después de la lesión (Figura 4A) demuestra que se ha producido una remodelación patológica, lo que sugiere fuertemente que las lesiones utilizadas aquí son de tamaño crítico con respecto a la definición estándar.

Debido a que los músculos craneofaciales en los seres humanos, al igual que los músculos intrínsecos de la mano, son pequeños en comparación con los músculos proximales de las extremidades y realizan movimientos más precisos, son más propensos a que su función se vea afectada por la VML. El masetero se seleccionó en este protocolo debido a su volumen adecuado para las pruebas y la facilidad de acceso. Sin embargo, la geometría y la localización de la lesión son factores importantes en la evaluación de la VML, y las conclusiones generadas con este modelo pueden no traducirse directamente a otros músculos craneofaciales. El masetero es un músculo de la masticación, y si bien contribuye a la expresión facial en los niños24, su papel en la expresión facial disminuye en la edad adulta24. Las lesiones de otros músculos de la cara, como el cigomático mayor, pueden dar lugar a una mayor afectación psicológica después de la LMV debido a su papel más directo en la expresión facial a lo largo de la vida en relación con el masetero2 5,26. Además, este estudio no evaluó la producción de fuerza in vivo, una limitación que es un área de necesidad en el campo. Hasta la fecha, no se ha informado de ningún método reproducible para las pruebas funcionales del músculo craneofacial con suficiente sensibilidad para comparar grupos de tratamiento, y esto se complica por los extensos músculos compensatorios dentro de la cara. Los desarrollos futuros de este protocolo tendrán como objetivo introducir enfoques para medir directamente la fuerza en los músculos faciales individuales.

Los métodos alternativos de análisis histológico de la VML de masetero en un modelo de roedores son muy limitados. Kim et al. crearon un sistema EMG portátil para evaluar la funcionalidad de los músculos maseteros lesionados por VML en ratones. Sin embargo, su punto de tiempo terminal fue de 4 semanas, no demostraron la visualización del biomaterial en imágenes histológicas, no describieron un cierre fascial y se centraron principalmente en la validación de su sistema EMG frente al análisis de la regeneración muscular y la biocompatibilidad de los tratamientos basados en biomateriales17. Se necesitan nuevos tratamientos para la pérdida de masa muscular volumétrica craneofacial, y este modelo de VML masetero es suficientemente reproducible para evaluar la respuesta muscular a la lesión VML y para evaluar los efectos de los tratamientos sobre la regeneración, la fibrosis y la contractura, especialmente en los primeros 3 meses después de la lesión.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Esta investigación cuenta con el apoyo del Programa de Becas de Investigación de un Año de la UCSF y el Programa de Proyectos Traslacionales Interdisciplinarios C-Doctor. Gracias a los miembros del Laboratorio de Pomerantz y del Programa de Biología Craneofacial de la Universidad de California en San Francisco por sus contribuciones.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
F1.652 Anticuerpo monoclonal de miosina de cadena pesada (embrionario)DSHBF1.652
Anticuerpo secundario de adsorción cruzada IgG2b anti-ratón de cabra, Alexa Fluor 647InvitrogenA-21242
Anticuerpo secundario de adsorción cruzada IgG (H+L) anti-conejo de cabra, Alexa Fluor 488InvitrogenA-11034
Punzones de biopsia estándar Integra, punzón de biopsia estándar desechable; 5 mm, Diámetro: 0,19 pulg., 0,5 cmIntegra12460411
Medio de montaje con DAPI - Acuoso, FluoroshieldAbcamab104139
Conejo Anti-Ratón IgG H& L (Alexa Fluor 647) preadsorbidoAbcamab150127
Sulfametoxazol/Trimetoprim Suspensión Oral, Sabor a Cereza, 473 mLMed-Vet InternationalSKU: RXBAC-SUSP

Referencias

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