Se presenta un protocolo para la cirugía de osteotomía femoral con el uso de la fijación interna de la placa en ajolotes maduros. El procedimiento se puede utilizar para realizar estudios comparativos sobre la regeneración de extremidades y la curación de fracturas en anfibios acuáticos.
Artículo de método
Estabilización de una osteotomía de fémur con fijación en placa en Ambystoma mexicanum
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Resumen
Resumen
El ajolote (Ambystoma mexicanum) es un organismo modelo prometedor para la medicina regenerativa debido a su notable capacidad para regenerar órganos perdidos o dañados, incluidas extremidades, cerebro, corazón, cola y otros. Los estudios sobre el ajolote arrojan luz sobre las vías celulares y moleculares que gobiernan la activación de los progenitores y la restauración de tejidos después de una lesión. Este conocimiento se puede aplicar para facilitar la curación de lesiones incompetentes por regeneración, como la pseudoartrosis ósea. En el protocolo actual se describe la estabilización de la osteotomía fémur mediante un sistema de fijación interna de placa. El procedimiento fue adaptado para su uso en animales acuáticos (ajolote, Ambystoma mexicanum). ≥Se utilizaron ajolotes de 20 cm desde el hocico hasta la punta de la cola con fémures comparables del tamaño de un ratón totalmente osificados, y se prestó especial atención a la posición y fijación de la placa, así como a los cuidados postoperatorios. Esta técnica quirúrgica permite la fijación ósea estandarizada y estabilizada y podría ser útil para la comparación directa con la regeneración de extremidades de ajolotes y estudios análogos de la curación ósea en anfibios y mamíferos.
Introducción
El ajolote (Ambystoma mexicanum) es un modelo importante para la regeneración de órganos, incluyendo la cola, la médula espinal, el cerebro, el corazón, las branquias y las extremidades 1,2,3,4,5. Los estudios detallados de la regeneración de las extremidades de los ajolotes descubrieron mecanismos de desdiferenciación celular y la formación de un grupo de células madre, blastema, en el sitio de la amputación. Debido a la capacidad de las células del blastema para reconstruir todas las partes faltantes de las extremidades, incluido un esqueleto con patrón 6,7, el ajolote parece ser un organismo modelo atractivo para los estudios de curación ósea. Recientemente, varios estudios se centraron más en la biología ósea de los ajolotes, describiendo la morfología del esqueleto, la composición celular y la dinámica de osificación.
Se encontró en mamíferos que el proceso de curación ósea en huesos largos ocurre a través de la osificación endocondral y consta de varias etapas: hematoma, tejido de granulación y formación de callos blandos, osificación de callos en callo duro y hueso tejido, y remodelación ósea8. Un estudio reciente ha demostrado que se pueden observar etapas similares en la cicatrización del hueso del ajolote9.
Hasta ahora, las fracturas de ajolote se estudiaban en un sistema no estabilizado, en el que el hueso se corta simplemente con tijeras de iridectomía. Las grandes fracturas se crearon en el zeugópodo, donde la osteotomía se realiza en uno de los huesos, mientras que el otro sirve de soporte10,11. Por el contrario, las fracturas se estudian de forma rutinaria en mamíferos, incluidas ratas y ratones, utilizando sistemas de fijación confiables, como clavos intramedulares y placas de alineación ósea, para controlar el tamaño de la fractura y garantizar la alineación ósea.
Por lo tanto, el método tiene como objetivo asegurar una fijación estabilizada y uniforme del fémur del ajolote antes de la osteotomía. Con el fin de hacer los estudios de ajolotes más comparables con los de los mamíferos, incluidos los ratones y los humanos, se consideró la fijación del pinintramedular 12, el fijador de la placa externa13,14 y la fijación de la placa de alineación ósea interna 15,16,17. Se demostró que este último asegura la correcta fijación del hueso y permite crear un espacio de cierto tamaño mediante el uso de uno o dos cortes con una sierra Gigly de un diámetro específico. Como los ajolotes representan las larvas acuáticas de Ambystoma mexicanum, el fijador externo podría haber causado complicaciones postquirúrgicas debido a la herida abierta y al contacto con el agua. Dado que los ajolotes no desarrollan centros de osificación secundarios incluso hasta muy tarde en su desarrollo (20 años18) y, por lo tanto, no se podía evitar que el clavo intramedular estándar utilizado en ratones perforara las epífisis, se tomó la decisión de aplicar un método de fijación de placas internas a los ajolotes grandes. En los ajolotes grandes, el tamaño del fémur y el grado de osificación se asemejan a los de un ratón adulto, lo que permite una osteotomía diafisaria media con fijación de placa de titanio1.
El tamaño del espacio de fractura determina en gran medida la dinámica de curación y el resultado. Por ejemplo, en un ratón, las fracturas estabilizadas de 0,25 mm se curan principalmente a través de la osificación intramembranosa debido a su pequeño tamaño y estabilización rígida; una fractura de 0,7 mm cicatriza por osificación endocondral, con la formación de un callo cartilaginoso alrededor de la fractura; Los defectos grandes, como los defectos de tamaño crítico de 3,5 mm, no se curan completamente y, por lo tanto, se utilizan para modelar la falta de consolidación de la fractura ósea16. En este estudio, se estableció el protocolo de fijación en placa del fémur del ajolote antes de la osteotomía utilizando el ejemplo de un espacio de fractura de 0,7 mm con el objetivo final de comparar la cicatrización del hueso del ajolote con la del ratón9.
Después de la osteotomía, las fracturas se sometieron al proceso de osificación endocondral, aunque más lento que en los ratones, posiblemente debido al estilo de vida acuático de los ajolotes y a tasas de división celular más lentas. En el método que aquí se presenta, se muestra la osteotomía de espacio de 0,7 mm con fijación de placa rígida; Sin embargo, otros tamaños de espacio y fijadores semiflexibles, así como placas de diferentes materiales, son potencialmente posibles. En general, el método presentado aquí se puede utilizar para la fijación ósea estandarizada y será útil para los estudios que comparan la regeneración de las extremidades de los ajolotes con la cicatrización ósea o para estudiar la cicatrización ósea en ajolotes en diferentes condiciones para garantizar la fijación estandarizada de las fracturas.
Protocolo
El siguiente procedimiento se realizó con la aprobación del Magistrado de Viena (GZ: MA 58-65248-2021-26). De 5 a 8 años de edad, ≥se utilizaron ajolotes de 20 cm de largo (hocico a la punta de la cola) de 20 cm para la cirugía de fracturas y amputaciones. Para las cirugías se utilizaron tanto hombres como mujeres. Los ajolotes se criaron en las instalaciones del Instituto de Investigación de Patología Molecular. El dolor y el riesgo de infecciones se trataron con analgésicos y antibióticos adecuados para garantizar un resultado exitoso. Los reactivos y equipos utilizados para el estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Preparación animal
- Bañe al animal en una solución de benzocaína al 0,03% durante unos 15-20 minutos hasta que se alcance la sedación completa y no haya movimiento reflejo al tocar las extremidades con pinzas.
- Coloque al animal con el lado ventral hacia abajo sobre toallas de papel húmedas empapadas en una solución de benzocaína al 0,03% y cúbralo con toallas de papel empapadas en benzocaína. La piel de los animales acuáticos, como los ajolotes, es sensible a la sequedad y, por lo tanto, es esencial cubrir la superficie corporal para evitar la deshidratación y asegurar la respiración cutánea (piel).
- Estire la extremidad trasera que se va a operar con pinzas de anillo. No aplique reactivos desinfectantes, como etanol, ya que la piel del ajolote es sensible a los productos químicos y se irrita fácilmente. En su lugar, use 0.7x PBS (A-PBS) con 50 U/mL de penicilina y 20 μg/mL de estreptomicina para limpiar la extremidad y luego para la irrigación ósea al aserrar.
NOTA: La infección generalmente no es una preocupación para las cirugías realizadas en ajolotes. Sin embargo, debido a la naturaleza acuática de estos animales y a las suturas colocadas en la superficie de la piel, recomendamos el uso de antibióticos para evitar cualquier contaminación del sitio quirúrgico.
2. Cirugía
NOTA: Esterilice todos los instrumentos quirúrgicos. Los métodos de esterilización comunes, como la esterilización por calor, el autoclave y el lavado en etanol al 70%, seguidos de la eliminación completa de los restos de alcohol, son adecuados para este propósito. Si opera en varios animales, esterilice las herramientas entre medias con un esterilizador de perlas calientes o etanol al 70%.
- Realizar una incisión longitudinal lateral (1,5-2 cm) con un bisturí por encima del hueso del fémur que abarque todo el muslo en la extremidad posterior superior. Para hacer esto, palpa el hueso antes de cortar la piel.
- Desplazar con cuidado los músculos y nervios del sitio de la cirugía sin cortar. Use pinzas arqueadas para hacerlo de manera eficiente.
- Coloque suavemente pinzas arqueadas debajo del fémur para exponerlo para la cirugía.
- Coloque una placa fijadora rígida de 7,75 mm y 4 orificios junto con la diáfisis del fémur, evitando tocar las articulaciones, y asegúrela en la posición alineada con pinzas.
- Utilice cuatro tornillos de titanio de 2 mm para fijar el hueso a la placa.
NOTA: Los tornillos utilizados en este protocolo tienen un diseño complejo y constan de 4 partes: la parte principal (se atornillará en el hueso), cabeza de tornillo (permite la extracción de los tornillos y la placa con la llave de caja cuadrada), cuello más estrecho (utilizado como punto de rotura una vez que el tornillo se aprieta en el hueso) y un mango de tornillo (utilizado para sujetar al destornillador y al dispositivo de guía de la sierra). - El orden de fijación de los tornillos es importante. Comience con los tornillos interiores primero y luego con los dos tornillos exteriores para asegurarse de que la placa esté alineada con el eje del hueso. Utilice un taladro manual para crear el primer orificio en el hueso para facilitar la inserción del tornillo, seguido de la colocación del1er tornillo. Taladre en el centro de la circunferencia ósea para evitar el hueso más delgado en un lado, lo que puede resultar en una fractura ósea espontánea. Utilice el riego con 0,7x PBS + 1% de pluma/estreptococo durante la perforación. No rompa el mango de los tornillos de la1ª (opcional:1ª y2ª).
- Aplique el dispositivo de guía de la sierra en el 1tornillo (opcional: 1punto y 2) y alinéelo con el hueso y la placa.
NOTA: En este protocolo, el mismo fabricante proporciona una placa, tornillos, un dispositivo de guía de sierra y una sierra y se optimizan para adaptarse entre sí. El dispositivo de guía de sierra puede venir en diferentes tamaños para ser compatible con diferentes placas y tamaños de sierra. - Utilice el dispositivo de guía de la sierra para perforar e insertar el resto de los tornillos. Asegúrese de alinear la placa con el hueso. Rompe las manijas de los tornillos.
- Coloque un trozo de película plástica (6-7 mm por 4-5 cm), esterilizado con etanol al 70% y luego esterilizado en autoclave o esterilizado con calor (140 °C durante 4 horas), debajo del fémur para evitar daños en los tejidos blandos durante el proceso de osteotomía.
NOTA: Para este propósito, se puede usar un trozo de película de plástico, cortado de una bolsa para la esterilización por calor. - Coloque la sierra de alambre Gigly entre el hueso y la película de protección.
- Corte el hueso con la sierra de hilo Gigly de 0,66 mm, creando un solo corte de 0,7 mm en el fémur. Utilice el riego constante con 0,7x PBS + 1% de pluma/estreptococo durante el aserrado para minimizar el daño y la fricción en los tejidos.
- Retire la sierra y la guía de la sierra y use un destornillador para separar los mangos de los tornillos.
- Retire la película protectora e irriga el sitio de la cirugía con 0.7x PBS + 1% Pen/Strep.
- Cubra la parte superior de la placa y los tornillos con cera de abeja de hueso estéril para proteger la piel y los músculos de la irritación por los bordes de los tornillos.
- Coloca los músculos y la piel encima del hueso de cera de abeja.
- Cierre el sitio de la incisión con una sutura sintética 7.0 (polipropileno/polietileno) usando puntos interrumpidos simples. La sutura sintética se utiliza para minimizar la contaminación con bacterias y hongos transmitidos por el agua.
3. Manejo postoperatorio
- Para despertar al animal, colóquelo en un tanque con agua fresca de estanque artificial, suplementada con 50 U/mL de penicilina, 20 μg/mL de estreptomicina y Butorfanol analgétic (0,5 mg/L de agua).
- Observe al animal para comenzar a mover las branquias, dar pasos y nadar, generalmente dentro de 1 hora después de la cirugía.
- Mantenga al animal durante 3 días en agua de estanque artificial con 50 U/mL de penicilina y 20 μg/mL de estreptomicina antes de devolverlo al tanque de retención. Para asegurar la analgesia, añadir Butorfanol (0,5 mg/L de agua).
- Asegúrese de que las suturas permanezcan en su lugar y que se produzca una cicatrización adecuada de la herida.
Resultados
El procedimiento quirúrgico descrito aquí (Figura 1) dura entre 20 min y 30 min y requiere un cirujano y un asistente. Opcionalmente, utilice un microscopio de disección binocular o un sistema de lupa.
Figura 1: Esquemas del procedimiento quirúrgico y la configuración experimental. (A) El fémur queda expuesto por disección de la piel y alejando los músculos del campo quirúrgico. (B) Una placa de titanio está alineada con el fémur. (C) El1er orificio interior se crea con un taladro manual. (D) Se coloca un tornillo en el1er orificio. (E) La guía de la sierra y el taladro se inserta y se fija al mango del 1ertornillo. (F) El resto de los tornillos se fijan en el orden indicado. (G) La sierra y la guía del taladro se retiran con cuidado, y los mangos de los tornillos se rompen al girar el destornillador debido a la mayor rigidez del hueso en comparación con el cuello del tornillo. (H) La lámina de seguridad y la sierra Gigly se colocan debajo del hueso. (I) La osteotomía se realiza bajo irrigación constante del sitio de corte. (J) Las cabezas de los tornillos se cubren con cera de abeja de hueso estéril antes de reemplazar el músculo y cerrar la piel con puntos de sutura. (D,E,F): los números indican la secuencia en la que se perforan los agujeros y se colocan los tornillos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Se debe prestar especial atención a los pasos de alineación de la placa al hueso y a la fijación de la placa (Figura 2). La variación en la edad del ajolote conduce a ligeras diferencias en el tamaño, la forma y el grado de osificación del fémur. Por lo tanto, en algunos casos, era difícil encontrar una buena posición de la placa para garantizar suficiente espacio para la fijación de tornillos. En total, se observó un fallo de fijación en el 23,5% de los animales, lo que podría ser el resultado de huesos más estrechos o menos osificados en los animales más jóvenes (Figura 3). El fracaso de la fijación resultó en una desalineación del hueso osteotomizado. Esto era detectable por la presencia de tornillos desprendidos, desplazamiento de los fragmentos óseos con desalineación del eje óseo de >20° o un desplazamiento lateral pronunciado. Mientras que el primero se puede observar al recolectar las muestras, los otros pueden no ser obvios hasta que se realiza el análisis de microCT. Mientras que en las extremidades correctamente alineadas, el tejido de granulación se localizó en el espacio de la fractura 3 semanas después de la cirugía, en las muestras desalineadas, parecía mucho más grande, posiblemente en un intento de estabilizar el hueso.
Figura 2: Resumen del procedimiento quirúrgico y del animal resultante con osteotomía de la extremidad posterior izquierda. (A) Se muestran los pasos principales de la cirugía: exposición del fémur, alineación correcta de la placa de titanio, uso de una guía de sierra para crear agujeros en el hueso con un taladro manual y aplicación de los tornillos, uso de película protectora y guía de sierra (flecha amarilla) para la osteotomía, Fractura de fémur de 0,7 mm (flecha blanca), cubriendo las cabezas de los tornillos con cera de abeja ósea estéril (flecha morada) y el resultado final con la extremidad cerrada. (B) Animal después de la cirugía. La flecha indica la extremidad posterior izquierda, donde se realizó la cirugía de osteotomía. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
El uso de cera de abeja ósea estéril antes de la sutura de la piel (Figura 2) redujo la reapertura postoperatoria de la piel por encima de la placa de fijación. La extremidad permaneció funcional y pudo usarse para pararse y caminar poco después de que se retiró la anestesia.
Figura 3: Resultados representativos de la osteotomía fijada en placa de ajolote. (A) Exploraciones por microtomografía computarizada de fémures intactos y fracturados. Observe un espacio en el hueso 3 semanas después de la fractura. El 23,5% de las extremidades mostraron una fijación fallida, lo que resultó en una desalineación ósea. En las muestras fijadas, se forma un callo duro a los 6-9 meses después de la fractura. (B) Tinción de Safranina O/Verde Claro de fémures intactos y fracturados. Observe un espacio con tejido de granulación en el hueso 3 semanas después de la fractura. A los 6 meses después de la fractura, el callo duro está formado por hueso y cartílago tejidos. Barras de escala: 1 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
La microtomografía computarizada y el análisis histológico (tinción con safranina O/verde claro) permitieron visualizar la posición de los fragmentos óseos y el tamaño del espacio de fractura, así como el estado de cicatrización del hueso. Los datos de MicroCT se adquirieron con una resolución nominal de 10,05 μm en un escáner de muestras disponible en el mercado y se analizaron utilizando un software compatible (véase la Tabla de Materiales) como se describe en Polikarpova et al.9. A diferencia de los mamíferos, donde la fractura del mismo tamaño (0,7 mm) se cierra con callo cartilaginoso y óseo 3-5 semanas después de la cirugía, no se observó callo 3 semanas después de la cirugía en el ajolote. Típicamente, el callo cartilaginoso era visible a los 3 meses después de la cirugía9, y el callo óseo osificado a los 6 meses después de la cirugía (Figura 3).
Discusión
El método actualmente descrito de fijación de la placa de fémur y osteotomía permite su aplicación en animales acuáticos, como el Ambystoma mexicanum (axolotl). Este método quirúrgico se utilizó recientemente para comparar la cicatrización de fracturas y la regeneración de extremidades en ajolotes con la cicatrización de fracturas en ratones9. Al igual que en los ratones, se puede unir una placa fijadora de 4 orificios al hueso con tornillos autorompientes, y se puede usar una sierra Gigly para crear una fractura de tamañouniforme 15. La fijación de la placa facilita la retención del tamaño del espacio y asegura la alineación de los fragmentos óseos. El método de analgesia también se optimizó mediante la implementación de baños con butorfanol, ya que es menos invasivo (en comparación con las inyecciones de buprenorfina), que no se ha informado que influya en la cicatrización ósea (como con el carprofeno). Sin embargo, como se sabe poco sobre el manejo del dolor en los anfibios en general y en el dolor postoperatorio en particular, se puede sugerir el uso de un tratamiento analgético preventivo como un refinamiento adicional del procedimiento. En este caso, se podría considerar la adaptación de protocolos utilizados en otras especies de anfibios19. Para una evaluación más objetiva del estado de salud del animal después de la cirugía, se recomienda la implementación y aplicación de hojas de puntuación específicas para la definición de la intervención y los criterios de valoración humanos.
A diferencia del método descrito para el ratón16, se utiliza una película de plástico para proteger el tejido subyacente antes de la osteotomía. Además, debido a la naturaleza acuática y a la menor pronunciación de la musculatura de las extremidades, los ajolotes requerían un parche de protección de cera de abeja en la parte superior de la placa y los tornillos, así como especial atención al uso de puntos de sutura de piel sintética, ya que se recogían biopelículas en las suturas absorbibles (a base de poliglactina 910). La penicilina-estreptomicina se utiliza como parte del tratamiento postoperatorio para prevenir la contaminación de heridas y suturas.
El método se optimizó para ajolotes de 5 a 8 años, de ≥20 cm de hocico a cola y, por lo tanto, se limitó a animales grandes y bastante viejos. Esto también podría ser la razón de que la curación de los huesos de los mamíferos sea más lenta debido a las tasas generales de proliferación celular más bajas en animales tan viejos. Sin embargo, esto podría ser beneficioso si se necesita resolver los pasos más finos de la curación ósea20. Otra característica importante del método es la naturaleza comercial de los principales materiales consumibles utilizados en el protocolo: placa de fijación, tornillos y sierra Gigly. Debido a la compatibilidad optimizada de estos dispositivos, se crean defectos óseos de tamaño y distancia confiables desde los extremos óseos. En el protocolo actual, se describe la aplicación de una placa metálica de titanio sobre huesos de ajolotes. Para los ratones, se desarrollaron placas de plástico PEEK para facilitar la obtención de imágenes por microTC de las muestras17. Las placas de PEEK en ajolotes también se probaron con resultados similares; Sin embargo, solo se podían aplicar en animales más grandes debido al volumen ligeramente mayor de las placas fijadoras de plástico en comparación con las placas de metal.
En este estudio, utilizamos animales de 5 a 8 años de edad y observamos fracaso de la fijación en el 23,5% de todas las cirugías, con mayores tasas de fracaso en los animales más jóvenes. Por lo tanto, se recomienda utilizar animales más viejos con un mayor grado de osificación ósea. La tasa de fracaso fue independiente del género; Por lo tanto, ambos sexos están igualmente calificados. Para la planificación del tamaño de la muestra, se debe calcular aproximadamente el 20% de pérdida de muestra debido al resultado desfavorable. El número exacto de animales depende del diseño experimental y del número de condiciones a analizar; Sin embargo, el número mínimo de animales recomendado por grupo debe ser 5+20% = 6 animales.
En general, este método ofrece una mejora significativa con respecto a las cirugías no fijadas o fijadas al hueso vecino utilizadas anteriormente. Además, con este método, es posible estudiar ajolotes grandes que tienen huesos similares en tamaño y maduración a los utilizados en los estudios con ratones. Esto es importante ya que la microCT solo es posible en ajolotes grandes debido al grado de osificación.
El método es un avance importante en el campo, ya que permite la comparación directa de la regeneración de la extremidad del ajolote con la cicatrización de fracturas, con un tamaño de espacio controlado y una alineación ósea adecuada (en el 76,5% de las cirugías realizadas). Además, con las placas de fijación de plástico PEEK, la microCT y los rayos X se pueden utilizar para la evaluación del proceso de curación ósea. Por último, la cirugía descrita aquí puede adaptarse a otros anfibios acuáticos, como tritones y ranas, lo que facilita aún más los estudios entre especies de la curación de fracturas óseas.
Divulgaciones
Los autores declaran no tener intereses contrapuestos.
Agradecimientos
Los autores desean agradecer a Sabine Stumpp por su excelente apoyo técnico y a Lidia Grösser por su asistencia en las cirugías. Esta investigación fue financiada por el Fondo Austriaco para la Ciencia [Hertha Firnberg Fellowship número T-1219], ERC [Advanced Grant, 742046 RegGeneMems], DFG [CRC 1444].
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Sierra de hilo Gigly de 0,66 mm | RISystem | RIS.590.120 | |
| 7.0 Sutura de optileno | Braun | C3090538 | |
| Benzocaína | Sigma-Aldrich | E1501 | diluido a 0,03% antes de usar |
| Butorfanol (Butomidor 10 mg/mL) | Richter Pharma AG-diluido | a 0,5 mg/L antes de usar | |
| Broca 0.30 mm | RISystem | RIS.590.200 | |
| Pinzas Dumont #5 - Estándar/Inox | Fine Science Tools | 11251-20 | |
| Taladro manual | RISystem | RIS.390.130 | mejor tener al menos 3 piezas |
| Analizador de datos Micro CT | Bruker, Billerica, MA, EE. UU | SkyScan NRecon software | |
| Micro CT escáner de muestras | Bruker, Billerica, MA, EE. UU | . SkyScan 1172 | |
| Pinza de iris Moria MC31b - lisa, curvada, 10 cm | Fine Science Tools | 11373-12FST | 2 piezas |
| MouseFix Drill-& Guía de sierra 1,75 mm, rígida | RISystem | RIS.301.102 | |
| Placa MouseFix de 4 orificios, rígida | RISystem | RIS.401.110 | |
| Tornillo MouseFix, L =2,00 mm | RISystem | RIS.401.100 | need 4 por hueso |
| Pinzas de patrón estrecho | VWR | FSCI11002-12 | |
| penicilina/estreptomicina | Gibco | 15140-122 | |
| Pinzas de anillo | Fine Science Tools | 11103-09 | |
| bisturí #15 | B Braun, Thermo Fischer Scientific 5518032 | ||
| Llave de caja cuadrada 0,50 mm | RISystem | RIS.590.111 | |
| Cera ósea estéril, 2,5 g | Ethicon, Johnson & Johnson | W810 | |
| Student Tijeras Finas - Recta/11,5 cm | Herramientas de Ciencias Finas | 91460-11 |
Referencias
- Amamoto, R., et al. Adult axolotls can regenerate original neuronal diversity in response to brain injury. Elife. 5, 13998(2016).
- Butler, E. G., Ward, M. B. Reconstitution of the spinal cord following ablation in urodele larvae. J Exp Zool. 160 (1), 47-65 (1965).
- Echeverri, K., Tanaka, E. M. Ectoderm to mesoderm lineage switching during axolotl tail regeneration. Science. 298 (5600), 1993-1996 (2002).
- Vargas-Gonzalez, A., Prado-Zayago, E., Leon-Olea, M., Guarner-Lans, V., Cano-Martinez, A. Myocardial regeneration in Ambystoma mexicanum after surgical injury. Arch Cardiol Mex. 75 (3), S321-S329 (2005).
- Vieira, W. A., Wells, K. M., McCusker, C. D. Advancements to the axolotl model for regeneration and aging. Gerontology. 66 (3), 212-222 (2020).
- Song, F., Li, B., Stocum, D. L. Amphibians as research models for regenerative medicine. Organogenesis. 6 (3), 141-150 (2010).
- McCusker, C., Bryant, S. V., Gardiner, D. M. The axolotl limb blastema: Cellular and molecular mechanisms driving blastema formation and limb regeneration in tetrapods. Regeneration (Oxf). 2 (2), 54-71 (2015).
- Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: Mechanisms and interventions). Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
- Polikarpova, A., et al. The specialist in regeneration-the Axolotl-a suitable model to study bone healing. NPJ Regen Med. 7 (1), 35(2022).
- Chen, X., et al. The axolotl fibula as a model for the induction of regeneration across large segment defects in long bones of the extremities. PLoS One. 10 (6), e0130819(2015).
- Cosden-Decker, R. S., Bickett, M. M., Lattermann, C., MacLeod, J. N. Structural and functional analysis of intra-articular interzone tissue in axolotl salamanders. Osteoarthritis Cartilage. 20 (11), 1347-1356 (2012).
- Williams, J. N., Li, Y., Valiya Kambrath, A., Sankar, U. The generation of closed femoral fractures in mice: A model to study bone healing. J Vis Exp. (138), e58122(2018).
- Cheung, K. M., et al. An externally fixed femoral fracture model for mice. J Orthop Res. 21 (4), 685-690 (2003).
- Jiang, S., Knapstein, P., Donat, A., Tsitsilonis, S., Keller, J. An optimized protocol for a standardized, femoral osteotomy model to study fracture healing in mice. STAR Protoc. 2 (3), 100798(2021).
- Matthys, R., Perren, S. M. Internal fixator for use in the mouse. Injury. 40, Suppl 4 S103-S109 (2009).
- Manassero, M., et al. Establishment of a segmental femoral critical-size defect model in mice stabilized by plate osteosynthesis. J Vis Exp. (116), e52940(2016).
- Gunderson, Z. J., Campbell, Z. R., McKinley, T. O., Natoli, R. M., Kacena, M. A. A comprehensive review of mouse diaphyseal femur fracture models. Injury. 51 (7), 1439-1447 (2020).
- Riquelme-Guzman, C., et al. Postembryonic development and aging of the appendicular skeleton in Ambystoma mexicanum. Dev Dyn. 251 (6), 1015-1034 (2022).
- Gentz, E. J., et al. Medicine and surgery of amphibians. ILAR J. 48 (3), 255-259 (2007).
- Lang, A., et al. Collagen I-based scaffolds negatively impact fracture healing in a mouse-osteotomy-model although used routinely in research and clinical application. Acta Biomater. 86, 171-184 (2019).
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