Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

Artículo de método

Imágenes en vivo para cuantificar la radiosensibilidad celular en organoides tumorales derivados de pacientes

1.7K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/66680

⸱

5 de abril de 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Radiation Oncology, Weill Cornell Medical College, 2Sandra and Edward Meyer Cancer Center, 3Department of Medicine, Weill Cornell Medical College, 4Caryl and Israel Englander Institute for Precision Medicine, 5Department of Pathology and Laboratory Medicine, Weill Cornell Medical College

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Aquí, detallamos un enfoque sencillo de imágenes en vivo para cuantificar la sensibilidad de los organoides tumorales derivados del paciente a la radiación ionizante.

Resumen

La radioterapia (RT) es uno de los pilares del tratamiento clínico moderno del cáncer. Sin embargo, no todos los tipos de cáncer son igualmente sensibles a la irradiación, a menudo (pero no siempre) debido a las diferencias en la capacidad de las células malignas para reparar el daño oxidativo del ADN provocado por los rayos ionizantes. Los ensayos clonogénicos se han empleado durante décadas para evaluar la sensibilidad de las células cancerosas cultivadas a la irradiación ionizante, en gran parte porque las células cancerosas irradiadas a menudo mueren de una manera tardía que es difícil de cuantificar con técnicas asistidas por citometría de flujo o microscopía a corto plazo. Desafortunadamente, los ensayos clonogénicos no se pueden emplear como tales para modelos tumorales más complejos, como los organoides tumorales derivados del paciente (PDTO). De hecho, la irradiación de PDTOs establecidas no necesariamente puede abrogar su crecimiento como unidades multicelulares, a menos que su compartimento en forma de tallo sea completamente erradicado. Además, es posible que la irradiación de suspensiones unicelulares derivadas de PDTO no recapitule adecuadamente la sensibilidad de las células malignas a la RT en el contexto de las PDTO establecidas. Aquí, detallamos una adaptación de los ensayos clonogénicos convencionales que implica la exposición de PDTOs establecidas a radiación ionizante, seguida de disociación de una sola célula, replateado en condiciones de cultivo adecuadas e imágenes en vivo. Las células madre no irradiadas (control) derivadas de la PDTO reforman las PDTO en crecimiento con una eficiencia específica de la PDTO, que se ve influenciada negativamente por la irradiación en función de la dosis. En estas condiciones, la eficiencia de formación de PDTO y la tasa de crecimiento se pueden cuantificar como una medida de radiosensibilidad en imágenes de lapso de tiempo recopiladas hasta que las PDTO de control alcanzan una ocupación de espacio predefinida.

Introducción

La radioterapia (RT) de haz externo es uno de los pilares de la oncología moderna, ya que refleja no solo una pronunciada actividad anticancerosa asociada a un espectro bien definido de efectos secundarios generalmente manejables1, sino también una disponibilidad clínica excepcionalmente amplia (la mayoría de los centros oncológicos de los países desarrollados están equipados con modernos aceleradores lineales para la RT de haz externo)2. De acuerdo con esta noción, la RT se emplea globalmente con éxito tanto con fines curativos, generalmente en el contexto dela enfermedad en etapa temprana 3,4, como para aplicaciones paliativas, para contener los síntomas (por ejemplo, dolor) de los tumores metastásicos5. Dicho esto, no todas las neoplasias malignas son igualmente sensibles a la RT, lo que refleja una serie de características intrínsecas y microambientales de las células cancerosas 6,7,8,9. Como ejemplo independiente, varias alteraciones genéticas y epigenéticas asociadas al cáncer que influyen en la reparación del ADN y la homeostasis redox se han asociado con un aumento o disminución de la radiosensibilidad intrínseca, lo que refleja en gran medida la capacidad de la RT para matar células cancerosas al causar daño directo y dependiente de las especies reactivas de oxígeno (ROS) en el ADN y otras macromoléculas 10,11,12,13.

En las últimas décadas, los ensayos clonogénicos se han empleado de forma rutinaria para evaluar la radiosensibilidad de las células cancerosas humanas y murinas cultivadas 14,15,16. De hecho, mientras que los quimioterapéuticos y otros factores estresantes a menudo matan las células malignas de una manera bastante rápida, la RT empleada en dosis clínicamente relevantes con mayor frecuencia provoca una forma tardía de muerte celular que no se puede cuantificar simplemente con técnicas asistidas por citometría de flujo o microscopía a corto plazo, como la medición de la absorción celular de colorantes vitales (que tiñen selectivamente las células muertas) 24-72 h después de la exposición a un estímulo citotóxico17. Además de ser sencillos y depender de reactivos bastante baratos, los ensayos clonogénicos han sido particularmente convenientes, ya que permiten la implementación del llamado modelo "cuadrático lineal", que es una herramienta matemática bastante simple para el análisis cuantitativo de la respuesta a la dosis de RT18,19. De manera similar, las células cancerosas cultivadas (incluidas las líneas celulares establecidas, así como las células primarias derivadas del paciente) han proporcionado una plataforma conveniente para probar varios aspectos de la biología del cáncer, incluida (pero no limitada a) la sensibilidad al tratamiento de una manera bastante directa pero simplificada, siendo una limitación importante la ausencia de un microambiente tumoral estructurado (TME)20, Artículo 21. De hecho, los cultivos bidimensionales de células cancerosas son intrínsecamente incapaces de recapitular las comunicaciones e interacciones célula-célula con la matriz extracelular y tal como ocurren en el cáncer22,23. Los organoides tumorales derivados de pacientes (PDTOs) han surgido como modelos tumorales que, al menos en parte, eluden dicha limitación 24,25,26.

Desafortunadamente, los ensayos clonogénicos convencionales no se pueden emplear para evaluar la radiosensibilidad de las PDTO. Por un lado, la irradiación de PDTOs establecidas no necesariamente compromete su crecimiento como unidad multicelular, a menos que su compartimento en forma de tallo, que es responsable de la formación y maduración de PDTOs, pero exhibe una mayor resistencia al daño del ADN en comparación con las células más diferenciadas que componen PDTOs27, sea completamente erradicado. Por otro lado, es posible que la irradiación de suspensiones unicelulares derivadas de PDTO no recapitule adecuadamente la radiosensibilidad de las células que componen PDTO (incluidas las similares a las madre) tal como se exhibe en el contexto de las PDTO formadas. Aquí, detallamos una técnica que aprovecha las imágenes en vivo de las PDTO del cáncer de mama para monitorear la eficacia de la formación de PDTO y la tasa de crecimiento de las células derivadas de la PDTO previamente expuestas a la irradiación ionizante en comparación con sus contrapartes no irradiadas. Dado que las variaciones requeridas reflejan en gran medida la biología diferencial de los PDTOs individuales (por ejemplo, requisitos de medios de cultivo, tasa de crecimiento), esperamos que este protocolo sea adecuado para el estudio de la radiosensibilidad en un amplio panel de PTDOs de origen mamario y no mamario.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

Los reactivos y equipos utilizados en el estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Cultivo de organoides

NOTA: Las PDTOs TNBC#1 se establecieron en nuestro laboratorio a partir de tejido tumoral extirpado quirúrgicamente de una paciente con cáncer de mama triple negativo (TNBC) que dio su consentimiento informado para participar en un protocolo de biobanco (IRB21-06023682). Después de la validación por histología y secuenciación de ARN (RNAseq), las PDTOs TNBC#1 se cultivan en gotas de matrigel al 66% (las llamadas 'domos') en un medio de cultivo DMEM/F12 enriquecido (Tabla 1) y se pasan cada 2-3 semanas en una proporción 1:2-1:1028.

  1. Siembre PDTOs en una proporción de 1:2-1:10 aproximadamente 2 semanas antes de la irradiación en placas separadas de 6 pocillos no adherentes, una por cada dosis de radiación probada (más controles negativos, que serán proporcionados por PDTOs no expuestas a radiación ionizante).
  2. Añada 3 mL de medio de cultivo DMEM/F12 fresco y enriquecido a los PDTO cada 3-4 días.
    NOTA: Las condiciones de siembra y cultivo pueden requerir cierta adaptación para evitar que las PDTO adquieran una apariencia muy reconocible, en forma de anillo, que es indicativa de necrosis central bajo el microscopio y para garantizar una viabilidad óptima en la irradiación.

2. Radiación

  1. Las PDTO están listas para la irradiación una vez que alcanzan el tamaño promedio (aproximadamente 100 μm, según se determinó preliminarmente bajo microscopía de campo claro con una escala de referencia) y la ocupación del domo (aproximadamente 80%). Aprobar las PDTO en esta etapa para evitar el hacinamiento.
  2. Irradiar los domos que contienen PDTO utilizando el irradiador de la Plataforma de Radiación de Investigación en Animales Pequeños (SARRP) (o un irradiador alternativo para aplicaciones in vitro o in vivo ) en modo de campo abierto (sin colimador), administrando dosis individuales de 2 Gy, 4 Gy, 6 Gy, 8 Gy y 10 Gy. Los PDTO no irradiados proporcionan condiciones de control negativo adecuadas.
    NOTA: La calibración de las pruebas de dosimetría debe realizarse antes de cada experimento para garantizar que las PDTO encerradas en Matrigel reciban la dosis de radiación planificada. Estas dosis se eligieron sobre la base de evaluaciones preliminares de la radiosensibilidad de las PDTOs TNBC#1 y, por lo tanto, pueden requerir ajustes para otras PDTOs.

3. Disociación

  1. Inmediatamente después de la irradiación, lavar cada cúpula de matrigel que contenga PDTO con 2 mL de medio de cultivo DMEM/F12 enriquecido y volver a suspenderlas en 1-3 mL de TrypL-E utilizando una micropipeta p1000. Repita unas 30 veces para cada pocillo.
  2. Recoja la suspensión celular en un tubo de centrífuga de 50 ml e incube durante ~5 min en un baño de agua a 37 °C.
  3. Granular las células centrifugarlas a 800 x g durante 5 min a temperatura ambiente.
  4. Retire el exceso de TrypL-E para dejar ~ 1 mL en el tubo y agregue 3 veces el volumen original de la enzima (consulte el paso 3.1) de medio DMEM / F12 enriquecido para lavar las células.
  5. Filtre la suspensión celular con un filtro de malla de 40 μm. Este paso garantiza que no queden grupos de células en la placa y que cada nuevo PDTO se origine en una sola celda.
  6. Cuente las células en un contador de células automatizado después de la tinción con azul de tripán al 10% en PBS y vuelva a suspenderlas para obtener 800 células en 50 μL de medio DMEM/F12 enriquecido más matrigel al 66% a 4 °C (condiciones para 1 domo).
  7. Coloque cada cúpula en un pozo individual a partir de una placa de cultivo de 48 pocillos compatible con imágenes en vivo, evitando la formación de burbujas. Se recomiendan triplicados técnicos para cada dosis de radiación.
  8. Coloque las placas en una incubadora de cultivo celular (37 °C, 5% CO2) durante 30 min para solidificar el matrigel.
  9. Agregue 0,5-1 mL de medio DMEM/F12 enriquecido, elimine las posibles burbujas y coloque las placas en el sistema de imágenes en vivo dentro de una incubadora de cultivo celular. Deje que la placa se equilibre a la temperatura establecida durante unos 30 minutos antes de tomar imágenes.
    NOTA: Matrigel se solidifica a temperaturas >4 °C, lo que implica que esta temperatura debe conservarse hasta que se requiera la solidificación.

4. Imágenes en vivo

  1. En el software Incucyte, seleccione Programar para adquirir.
  2. Haga clic en el signo más en la esquina superior izquierda de Launch Add Vessel.
  3. Para escanear repetidamente o una vez, seleccione Escanear programado y luego haga clic en Siguiente.
  4. Para crear o restaurar embarcación, seleccione Crear embarcación nueva y, a continuación, haga clic en Siguiente.
  5. Para seleccionar el tipo de escaneo, seleccione Organoide y luego haga clic en Siguiente.
  6. Configuración de escaneo: Elija QC < ' Phase + Brightfield Image Channels. '4x Objetivo' se selecciona automáticamente. A continuación, haga clic en Siguiente.
  7. Selección de embarcaciones: Elija la placa validada por software adecuada de acuerdo con el número de catálogo.
  8. Ubicación del buque: Seleccione la ubicación de la placa en el instrumento de acuerdo con el diseño y luego haga clic en Siguiente.
  9. Patrón de escaneo: Seleccione los pozos de acuerdo con el diseño de la placa, luego haga clic en Siguiente.
  10. Cuaderno de la embarcación: Placa de identificación (Opcional: nombre Tipo de celda y Pasaje). Cree un mapa de placas haciendo clic en el signo más en la esquina superior derecha del diseño de la placa, 'Crear mapa de placas'.
  11. En el Editor de mapas de placas, indique el tipo de celda haciendo clic en el icono Crear nueva celda en la sección Celdas , aplique a los pozos apropiados haciendo clic en el icono más y seleccione los pozos apropiados. Opcional: Se puede indicar el número de celdas y pasajes sembrados. Repita para cada línea celular.
  12. Indique el tratamiento haciendo clic en el icono Crear Nueva Celda en la sección Condiciones de Crecimiento , aplique a los pozos apropiados haciendo clic en el icono más y seleccione los pozos apropiados. Repita para cada condición experimental. A continuación, haga clic en Aceptar > Siguiente.
  13. Configuración de análisis: 'Aplazar análisis hasta más tarde' se selecciona automáticamente; haga clic en Siguiente.
  14. Horario de escaneo: Elija escanear dos veces al día, indefinidamente. Haga clic en Siguiente. Supervise la oscuridad de las PDTO de control para obtener el punto de conexión ideal, ya que tienden a colapsar cuando están demasiado crecidos.
  15. Resumen: Consulte el resumen y haga clic en Agregar a la programación.
    NOTA: Las propiedades de escaneo se pueden visualizar y el horario se puede editar si es necesario haciendo clic con el botón derecho en la línea de tiempo de escaneo.

5. Análisis

  1. En el software compatible, seleccione Ver. Esto también se puede operar desde una computadora conectada al sistema a través de intranet.
  2. Seleccione el experimento deseado haciendo doble clic en él.
  3. Seleccione el icono Iniciar análisis .
  4. Seleccione Crear nueva definición de análisis y, a continuación, haga clic en Siguiente.
  5. Tipo de análisis: Seleccione Organoide y haga clic en Siguiente.
  6. Canales de imagen: 'Fase + Campo claro' está seleccionado de forma predeterminada, haga clic en 'Siguiente'.
  7. Seleccione un conjunto de imágenes representativas para el análisis. Haga clic en Siguiente. Se recomienda elegir puntos de tiempo tempranos y tardíos y diferentes condiciones de tratamiento, por ejemplo, control y diferentes dosis de radiación.
  8. Realice la definición de análisis para TNBC#1 siguiendo los pasos que se indican a continuación:
    1. En la imagen: seleccione Vista previa actual o "Vista previa de todo" para visualizar la máscara predeterminada de las imágenes actuales o seleccionadas. Repita el procedimiento a medida que se cambien los parámetros de análisis para actualizar la máscara.
    2. Segmentación: establezca el radio en 300, el fondo de sensibilidad en 80, la división de bordes en ON y la sensibilidad de borde en 70.
    3. Limpieza: Establezca el Relleno del agujero en 5E+05 μm2 y Ajuste el Tamaño a 0 píxeles.
    4. Filtros: No establezca ningún área mínima o máxima, Excentricidad mínima establecida en 0,19 y ninguna excentricidad máxima. Haga clic en Siguiente.
  9. Tiempos de escaneo y pozos: Seleccione todos los puntos de tiempo y pozos de escaneo que deseen. Haga clic en Siguiente. Opcional: Seleccione Analizar exámenes futuros.
  10. Guardar y aplicar definición de análisis: Introduzca el nombre de la definición y haga clic en Siguiente.
  11. Visualice el Resumen y haga clic en Finalizar.
  12. Aparecerá una ventana emergente para informar al usuario de que el análisis ha entrado en la cola de análisis. Haga clic en Aceptar. Una vez que se abre la ventana Cola de análisis, se pueden visualizar las tareas restantes.
  13. Si es necesario, recupere el análisis completado en Vista seleccionando la flecha azul en la columna Análisis , junto al Nombre del recipiente, y haciendo clic con el botón derecho en el Nombre de la definición de análisis. A continuación, visualice los datos sin procesar en el software haciendo clic en Métricas de análisis de gráficos, o exporte para un análisis más detallado seleccionando Definición de análisis de exportación.
    NOTA: La exportación de datos sin procesar se puede personalizar en la ventana Métricas de análisis de gráficos . El recuento de organoides, el área total, la excentricidad promedio y la oscuridad se pueden exportar por separado, y los datos se pueden organizar en el menú desplegable Seleccionar agrupación haciendo clic en Ninguno, Columnas, Filas o Réplicas de mapa de placas. Para TNBC#1, para la exportación de datos sin procesar, Métricas de análisis de gráficos y para la opción desplegable Seleccionar agrupación , se eligió la opción Ninguno . Estos parámetros de importación se eligieron con base en evaluaciones preliminares con PDTOs TNBC#1. Por lo tanto, pueden requerir ajustes para otros PDTO, lo cual es posible en el software basado en las funciones de "Vista previa". Recomendamos adaptar los parámetros de importación en (1) imágenes tempranas que en su mayoría contienen células individuales o PDTO pequeñas, y (2) imágenes recopiladas en puntos de tiempo tardíos para garantizar que las PDTO grandes también se adquieran tanto en condiciones de control como tratadas.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

Las PDTOs TNBC#1 se expusieron a una dosis única de radiación de 0 (controles no irradiados), 2 Gy, 4 Gy, 6 Gy, 8 Gy o 10 Gy en el día 0. Inmediatamente después, se disociaron las PDTOs para obtener una suspensión unicelular para cada condición experimental. Las células derivadas de PDTO se sembraron en placas de 48 pocillos dentro de domos de matrigel al 66% (50 μL cada uno) depositados en el centro de los pocillos, en 3 réplicas técnicas por condición. Las placas se colocaron en un sistema de imágenes en vivo y se toma...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

Aquí, describimos una adaptación de los ensayos clonogénicos convencionales que aprovechan las PDTO del cáncer de mama y las imágenes en vivo para cuantificar la radiosensibilidad de la PDTO en función de (1) la persistencia de las células madre formadoras de PTDO tras la irradiación de PDTO in vitro, y (2) la tasa de crecimiento de las PDTO que estas células (pueden) generar. Los pasos críticos de este protocolo incluyen (1) el establecimiento de PDTO para una ocupación del dom...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

Sin relación con este trabajo, SCF tiene contratos de investigación con Merck, Varian, Bristol Myers Squibb, Celldex, Regeneron, Eisai y Eli-Lilly, y ha recibido honorarios de consultoría/asesoramiento de Bayer, Bristol Myers Squibb, Varian, Elekta, Regeneron, Eisai, AstraZeneca, MedImmune, Merck US, EMD Serono, Accuray, Boehringer Ingelheim, Roche, Genentech, AstraZeneca, View Ray y Nanobiotix. Sin relación con este trabajo, SD ha recibido honorarios de consultoría/asesoramiento de Lytix Biopharma, EMD Serono, Ono Pharmaceutical, Genentech y Johnson & Johnson Enterprise Innovation Inc., y tiene contratos de investigación con Lytix Biopharma, Nanobiotix y Boehringer-Ingelheim. Sin relación con este trabajo, LG tiene contratos de investigación con Lytix Biopharma, Promontory y Onxeo, ha recibido honorarios de consultoría/asesoramiento de Boehringer Ingelheim, AstraZeneca, OmniSEQ, Onxeo, The Longevity Labs, Inzen, Imvax, Sotio, Promontory, Noxopharm, EduCom y la Fundación Luke Heller TECPR2, y posee opciones sobre acciones de Promontory.

Agradecimientos

Agradecemos a Raymond Briones y Wen H. Shen (Weill Cornell Medical College, Nueva York, NY, EE.UU.) por su ayuda en el desarrollo de este protocolo. Este trabajo ha sido apoyado por una subvención del Consorcio Transformador de Cáncer de Mama del Departamento de Defensa de los Estados Unidos BCRP (#W81XWH2120034, PI: Formenti).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
40 y micro; filtro de malla mThomas Scientific1164H35
B27Invitrogen17504-044
Celómetro Auto T4 Contador de celdas de campo brillanteNexcelom
DMEM F/12Corning 12634-010
Factor de crecimiento epidérmico hEGFPeprotechAF-100-15
EVOS FL Microscopio digital de fluorescencia invertida Thermo Fisher Scientific12-563-460
FGF10Peprotech100-26
FGF7Peprotech 100-19
GlutaMaxInvitrogen 
HepesInvitrogen 15630-080
Software IncuCyte 2021ASartorius: 2021A
Incucyte SX1Sartoriusmodelo SX1
Placa de 48 pocillos validada por IncucyteCorning 3548
laboratorio de descubrimientoMatrigel354230
nAcSigma Aldrich A9165-5G
NicotinamidaSigma-AldrichN0636
Noggin Comprado enel Instituto Englander de Medicina de Precisión, Weill Cornell, NY, EE. UU
. Placa de 6 pocillos no tratadaCellstar657 185
NR (Heregulin)Peprotech100-03
p38 Inhibidor de MAP p38i SB202190Sigma Aldrich S7067
PBSCorning 21-040-CV
PenStrepInvitrogen15140-122
PrimocinInvivogenant-pm-1
Rspondin MediaComprado al Instituto Englander de Medicina de Precisión, Weill Cornell, NY, EE. UU
. Plataforma de Investigación de Radiación para Pequeños Animales (SARRP) Xstrahl Ltd
Inhibidor del receptor TGFbeta A83-01Tocris2939
Tinción azul de tripán (0.4%)Gibco15250-61
TrypLEGibco112605-028
Y-27632 (RhoKi)SelleckS1049
35050061 Versión Material de

Referencias

  1. De Ruysscher, D., et al. Radiotherapy toxicity. Nat Rev Dis Primers. 5 (1), 13(2019).
  2. Bates, J. E., Sanders, T., Arnone, A., Elmore, S. N. C., Royce, T. J. Geographic density of linear accelerators and receipt of radiation therapy for prostate cancer. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 111, 3, Supplement e351-e352 (2021).
  3. Harmenberg, U., Hamdy, F. C., Widmark, A., Lennernäs, B., Nilsson, S. Curative radiation therapy in prostate cancer. Acta Oncol. 50, Suppl 1 98-103 (2011).
  4. Nakano, T., Ohno, T., Ishikawa, H., Suzuki, Y., Takahashi, T. Current advancement in radiation therapy for uterine cervical cancer. J Radiat Res. 51 (1), 1-8 (2010).
  5. Spencer, K., Parrish, R., Barton, R., Henry, A. Palliative radiotherapy. BMJ. 360, k821(2018).
  6. Price, J. M., Prabhakaran, A., West, C. M. L. Predicting tumour radiosensitivity to deliver precision radiotherapy. Nat Rev Clin Oncol. 20 (2), 83-98 (2023).
  7. McLaughlin, M., et al. Inflammatory microenvironment remodelling by tumour cells after radiotherapy. Nat Rev Cancer. 20 (4), 203-217 (2020).
  8. Rodriguez-Ruiz, M. E., Vitale, I., Harrington, K. J., Melero, I., Galluzzi, L. Immunological impact of cell death signaling driven by radiation on the tumor microenvironment. Nat Immunol. 21 (2), 120-134 (2020).
  9. Cytlak, U. M., et al. Immunomodulation by radiotherapy in tumour control and normal tissue toxicity. Nat Rev Immunol. 22 (2), 124-138 (2022).
  10. Hanahan, D. Hallmarks of Cancer: New Dimensions. Cancer Discov. 12 (1), 31-46 (2022).
  11. Groelly, F. J., Fawkes, M., Dagg, R. A., Blackford, A. N., Tarsounas, M. Targeting DNA damage response pathways in cancer. Nat Rev Cancer. 23 (2), 78-94 (2023).
  12. Renaudin, X. Reactive oxygen species and DNA damage response in cancer. Int Rev Cell Mol Biol. 364, 139-161 (2021).
  13. Klapp, V., et al. The DNA damage response and inflammation in cancer. Cancer Discov. 13 (7), 1521-1545 (2023).
  14. Constanzo, J., Garcia-Prada, C. D., Pouget, J. P. Clonogenic assay to measure bystander cytotoxicity of targeted alpha-particle therapy. Methods Cell Biol. 174, 137-149 (2023).
  15. Serrano-Mendioroz, I., Garate-Soraluze, E., Rodriguez-Ruiz, M. E. A simple method to assess clonogenic survival of irradiated cancer cells. Methods Cell Biol. 174, 127-136 (2023).
  16. Petroni, G., et al. Radiotherapy delivered before CDK4/6 inhibitors mediates superior therapeutic effects in ER(+) breast cancer. Clin Cancer Res. 27 (7), 1855-1863 (2021).
  17. Alvarez-Abril, B., et al. Cytofluorometric assessment of acute cell death responses driven by radiation therapy. Methods Cell Biol. 172, 17-36 (2022).
  18. Bodey, R. K., Evans, P. M., Flux, G. D. Application of the linear-quadratic model to combined modality radiotherapy. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 59 (1), 228-241 (2004).
  19. Unkel, S., Belka, C., Lauber, K. On the analysis of clonogenic survival data: Statistical alternatives to the linear-quadratic model. Radiat Oncol. 11, 11(2016).
  20. Zitvogel, L., Pitt, J. M., Daillère, R., Smyth, M. J., Kroemer, G. Mouse models in oncoimmunology. Nat Rev Cancer. 16 (12), 759-773 (2016).
  21. Buqué, A., Galluzzi, L. Modeling Tumor immunology and immunotherapy in mice. Trends Cancer. 4 (9), 599-601 (2018).
  22. Lee, S. Y., Bissell, M. J. A Functionally robust phenotypic screen that identifies drug resistance-associated genes using 3D cell culture. Bio Protoc. 8 (22), e3083(2018).
  23. Mina, J. Bissell: Context Matters. Trends Cancer. 1 (1), 6-8 (2015).
  24. Drost, J., Clevers, H. Organoids in cancer research. Nat Rev Cancer. 18 (7), 407-418 (2018).
  25. Kim, J., Koo, B. K., Knoblich, J. A. Human organoids: Model systems for human biology and medicine. Nat Rev Mol Cell Biol. 21 (10), 571-584 (2020).
  26. van Renterghem, A. W. J., van de Haar, J., Voest, E. E. Functional precision oncology using patient-derived assays: Bridging genotype and phenotype. Nat Rev Clin Oncol. 20 (5), 305-317 (2023).
  27. Vitale, I., Manic, G., De Maria, R., Kroemer, G., Galluzzi, L. DNA damage in stem cells. Mol Cell. 66 (3), 306-319 (2017).
  28. Sachs, N., et al. A Living biobank of breast cancer organoids captures disease heterogeneity. Cell. 172 (1-2), 373-386 (2018).
  29. Zhou, Z., et al. Harnessing 3D in vitro systems to model immune responses to solid tumours: A step towards improving and creating personalized immunotherapies. Nat Rev Immunol. 24, 18-32 (2024).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Explorar más artículos

Ensayo clonogénicoRadioterapiaOrganoides derivados de pacientesIrradiación ionizanteTasa de crecimiento de organoidesCélulas con características de células madreMedicina personalizada
Imágenes en vivo para cuantificar la radiosensibilidad celular en organoides tumorales derivados de pacientes
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Términos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.