Artículo de método

Aislamiento de células endoteliales pancreáticas de ratón

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DOI:

10.3791/66690

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21 de junio de 2024

 ,  ,  ,  , 
1Irell and Manella Graduate School, City of Hope, 2Department of Diabetes Complications and Metabolism, City of Hope

En este artículo

Resumen

Este protocolo describe el aislamiento de células endoteliales de ratón de páncreas completo.

Resumen

El páncreas es un órgano vital para mantener el equilibrio metabólico dentro del cuerpo, en parte debido a su producción de hormonas metabólicas como la insulina y el glucagón, así como enzimas digestivas. El páncreas también es un órgano altamente vascularizado, una característica facilitada por la intrincada red de capilares pancreáticos. Esta extensa red capilar está formada por células endoteliales (CE) altamente fenestradas, importantes para el desarrollo y la función del páncreas. En consecuencia, la disfunción de las CE puede contribuir a la del páncreas en enfermedades como la diabetes y el cáncer. Por lo tanto, la investigación de la función de las CE pancreáticas (ECp) es importante no solo para comprender la biología del páncreas, sino también para desarrollar sus patologías. Los modelos de ratón son herramientas valiosas para estudiar las enfermedades metabólicas y cardiovasculares. Sin embargo, no ha habido un protocolo establecido con suficientes detalles para el aislamiento de las CEp de ratón debido a la población relativamente pequeña de CE y a las abundantes enzimas digestivas potencialmente liberadas por el tejido acinar que pueden provocar daño celular y, por lo tanto, un bajo rendimiento. Para hacer frente a estos desafíos, ideamos un protocolo para enriquecer y recuperar las pEC de ratón, combinando una disociación física y química suave y una selección mediada por anticuerpos. El protocolo presentado aquí proporciona un método robusto para extraer CE intactas y viables de todo el páncreas de ratón. Este protocolo es adecuado para múltiples ensayos posteriores y se puede aplicar a varios modelos de ratón.

Introducción

El páncreas, clave para el control metabólico y la homeostasis, es un órgano altamente vascularizado. El páncreas tiene funciones endocrinas y exocrinas, controlando la regulación de la glucosa en sangre y las enzimas digestivas, respectivamente. Estos dos compartimentos están unidos entre sí por una extensa red de vasos sanguíneos pancreáticos, lo que facilita el intercambio y el transporte de oxígeno, hormonas y enzimas. De manera crítica, esta densa red capilar penetra en el islote de Langerhans, un grupo de células reguladoras de hormonas dentro del páncreas responsables de su función endocrina, que consiste en las células alfa (α) secretoras de glucagón, las células beta (β) secretoras de insulina y las células delta (δ) secretoras de somatostatina 1,2. Aunque los islotes solo representan el 1-2% de la masa pancreática, reciben el 20% del flujo sanguíneo total3, lo que destaca la importancia de la vasculatura de los islotes. Los capilares pancreáticos están formados principalmente por células endoteliales (CE) altamente fenestradas, que están rodeadas de pericitos murales. Estas CE capilares desempeñan un papel vital en el desarrollo, la maduración y la (dis)función de los islotes y forman intercomedias íntimas con varias células endocrinas y exocrinas4 (Figura 1).

La disfunción endotelial se ha observado tanto en la diabetes tipo 1 como en la tipo 2, las afecciones más comunes causadas por la disfunción de los islotes pancreáticos 5,6. Tanto la densidad microvascular como la morfología de los islotes pueden estar alteradas en la diabetes7. Por otra parte, el cáncer de páncreas, un tumor altamente agresivo que también puede manifestarse como diabetes, se caracteriza por una alta densidad microvascular con mala perfusión8. Dado el papel estructural y funcional fundamental de las CE tanto en el tejido pancreático normal como en el enfermo, existe una necesidad pertinente de estudiar las CEp en el desarrollo, la fisiología y la patología para desvelar los mecanismos que impulsan la salud o las enfermedades.

Se han desarrollado numerosos protocolos para el aislamiento de CE de diferentes pacientes murinos (p. ej., cerebro 9,10, pulmón11, corazón12, hígado13, músculos esqueléticos14 y tejidos adiposos15) y humanos (p. ej., cerebro16, tejido adiposo visceral17,18, nervios periféricos19, pulmón 20,21,22 y arteria mesentérica23) tejidos. Estos protocolos suelen implicar el uso de digestiones enzimáticas (por ejemplo, mediante colagenasa, tripsina24, dispasa 24,25 y liberasa26), seguidas de una etapa de enriquecimiento basada en anticuerpos. Además, estos protocolos tienden a basarse en digestiones prolongadas en altas concentraciones de enzimas con agitación vigorosa a 37 °C (Tabla 1). Debido a las características únicas del páncreas, incluido el hecho de que alberga una gran cantidad de enzimas digestivas endógenas, estos protocolos existentes no se pueden aplicar directamente para aislar las pEC. En primer lugar, la composición de la matriz extracelular (MEC) del páncreas es diferente a la de otros tejidos. Si bien la colagenasa se usa comúnmente para el aislamiento de EC, existen múltiples subtipos con diferentes capacidades de disociación específicas de tejidos, por lo que requieren optimización. En segundo lugar, y crucial para el aislamiento de pEC, la liberación y activación de enzimas endógenas pancreáticas puede dificultar significativamente el proceso de aislamiento. Con este fin, se debe tener precaución para minimizar la ruptura de las células acinares exocrinas (la fuente principal de zimógenos, proteasas y ARNasa27), lo que puede inducir un mayor daño celular y resultar en una baja viabilidad celular y afectar la recuperación general 27,28,29.

Para hacer frente a estos desafíos, hemos adaptado los métodos de los protocolos de aislamiento de CE existentes y hemos establecido un nuevo protocolo adecuado para el aislamiento de CE de páncreas de ratón. En concreto, describimos aquí un flujo de trabajo (Figura 2) que utiliza colagenasa tipo I (normalmente implementada para el aislamiento de la CE pulmonar), temperaturas de digestión más bajas y sin agitación (para evitar la activación de los zimógenos pancreáticos) y suplementación con DNasa 30,31,32 (para prevenir la apoptosis inducida por el ADN y mejorar la viabilidad celular, y un anticuerpo para CD3133 (PECAM1, un marcador pan-EC). El protocolo descrito produce poblaciones de EC aisladas del páncreas de ratón que se pueden utilizar para la elaboración de perfiles de expresión génica y ensayos de proteínas.

Protocolo

El aislamiento de los tejidos se realizó bajo el protocolo de estudio aprobado #17010 por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) del Beckman Research Institute, City of Hope (Duarte, California, EE. UU.). Aquí, usamos Tie-2CreERT2; Línea de ratones Rosa26-TdTomato en fondo C57BL/6 a las 8 - 12 semanas de edad. En esta línea, las CE se marcan con TdTomato cuando se inducen con tamoxifeno como se ha descrito anteriormente34. Sin embargo, este protocolo se puede adaptar a todas las edades de ratones adultos con diferentes genotipos y antecedentes genéticos.

1. Recogida de tejidos (tiempo estimado: 1-2 h)

NOTA: El tiempo estimado es de 15 min/animal, se recomienda un máximo de 3 animales agrupados por muestras de disociación.

  1. Eutanasia de animales por sobredosis de dióxido de carbono (CO2), seguida de confirmación secundaria de la muerte. Antes de la disección, rocíe todo el cuerpo con etanol (EtOH) al 70%, desinfectando completamente el área de operación.
  2. Estire y asegure las extremidades con alfileres. Con unas tijeras quirúrgicas, haga una pequeña incisión en la línea media a través de la piel y el peritoneo, comenzando desde la parte inferior del abdomen y extendiéndose hacia la región torácica.
  3. Exponga la caja torácica cortando a través del diafragma y levante la caja torácica para exponer el corazón.
  4. Inserte una aguja (25G-30G) conectada a una jeringa que contenga PBS estéril helado en el ventrículo izquierdo del corazón.
  5. Inicie la perfusión inyectando el PBS a través del corazón a una frecuencia de 5 a 10 mL/min. Deténgase después de inyectar 10 mL, o hasta que el hígado y los riñones se decoloren.
  6. Después de la perfusión, localice el páncreas (debajo del estómago y unido al duodeno)35 (Figura 3A) y retírelo cuidadosamente con tijeras de disección y fórceps.
  7. Una vez aislado, transfiera el páncreas a un tubo de 50 mL que contenga 10 mL de PBS helado + 0,2 mg/mL de inhibidor de tripsina, manténgalo en hielo (Figura 3B).
    NOTA: El páncreas de un máximo de 3 ratones se puede agrupar en este paso y transferir a 1 tubo. Las muestras se pueden mantener en hielo durante un tiempo máximo de 2 h.

2. Preparación de la colagenasa (tiempo estimado: 15-30 min)

  1. Prepare las soluciones y los tampones como se describe a continuación.
    1. Solución de disociación: Añadir colagenasa tipo I en un tubo de 50 mL hasta una concentración final de 1 mg/mL en solución salina tamponada con fosfato de Dulbecco (DPBS 1x (Ca2+, Mg2+; ver Tabla de Materiales) y 0,001 U/mL de DNasa I + 0,2 mg/mL de inhibidor de tripsina.
    2. Solución de parada de disociación: Añadir solución salina tamponada con fosfato (PBS 1x, sin Ca2+, Mg2+; lo mismo para el resto de PBS en este protocolo; ver Tabla de Materiales), 5% Albúmina Suero Bovina (BSA), 0,001 U/mL DNasa I o DMEM + 10% FBS + 0,001 MU/mL DNasa I.
    3. Tampón de lavado: Añadir PBS 1x, 0,5% de albúmina sérica bovina (BSA), 0,001 U/mL de DNasa I + 0,05 mg/mL de inhibidor de tripsina.
  2. Disuelva completamente los tampones y filtre a través de un filtro de 0,22 μm. Dejar a un lado y mantener en hielo.

3. Digestión (tiempo estimado: 40 min-1 h)

  1. Retire el páncreas del PBS helado y colóquelo en una placa de Petri sobre hielo. Retire cuidadosamente el exceso de tejido (p. ej., bazo, grasa, desechos) con tijeras quirúrgicas y pinzas (Figura 3C).
    NOTA: Es crucial eliminar la grasa, ya que el exceso de lípidos puede interferir con la digestión de los tejidos.
  2. Transfiera el páncreas de ratón recortado a un tubo de 5 ml que contenga 1 ml de solución de disociación.
  3. Mantenga el tubo en hielo y pique los tejidos pancreáticos con unas tijeras de disección en trozos finos pipeteables, por ejemplo, de 0,5 mm o 1 mm. Transfiera el lisado a un tubo de 50 ml y manténgalo en hielo.
  4. Agregue páncreas adicional al tubo de 5 ml utilizado para picar inicialmente el tejido pancreático y agregue 1 ml adicional de colagenasa. Repita según sea necesario para múltiples preparaciones de páncreas.
  5. Agregue 2 mL de solución de colagenasa al tubo de 5 mL para eliminar cualquier tejido pancreático residual y transfiéralo a un tubo de 50 mL. El volumen total de colagenasa debe ser de 5 mL para 3 páncreas o de 3 mL para un solo páncreas.
  6. Una vez que todas las muestras hayan sido sometidas a disociación mecánica, transfiera los tubos de 50 mL que contienen los lisados de tejido homogeneizados a un baño de agua a 37 °C e incube durante 10 min.
    NOTA: No agite o agite vigorosamente la mezcla de tejidos durante este proceso, ya que esto puede causar la ruptura de los tejidos acinares y la liberación de abundantes enzimas endógenas y ADN.
  7. Retire los tubos del baño de agua y revuelva suavemente para mezclar bien, y déjelos en baño de agua durante otros 10 min. (Tiempo total: 20 min).
    NOTA: No exceda los 30 minutos en un baño de agua a 37 °C para evitar la digestión excesiva.
  8. Coloque los tubos en hielo y deje que el homogeneizado se asiente por gravedad. Una vez sedimentado, transfiera el sobrenadante a través de un filtro de 70 μm y agregue 5 mL de solución de parada de disociación.
  9. Agregue 1 mL adicional de solución de disociación al pellet restante y triture con una aguja de 18G.
  10. Pasar el homogeneizado restante a través del filtro y lavar con 5 mL adicionales de solución de parada de disociación.
  11. Suspensión de célula de centrifugado a 300 x g durante 10 min, a 4 °C. Elimine el sobrenadante por completo por aspiración y mantenga la célula en hielo.
  12. Vuelva a suspender el pellet celular con 1 mL de tampón de lavado y transfiéralo a un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL.
  13. Tome una pequeña alícuota del pellet de células resuspendidas (10 μL) y mézclelo con azul de tripán en una proporción de 1:1 para contar las células con un contador de células y medir la viabilidad.

4. Enriquecimiento de células endoteliales (CE) (tiempo estimado: 2-3 h)

  1. Añadir 1 μL de anticuerpo anti-CD31-biotina por cada 1 x 107 células contadas e incubar durante 30 min a 4 °C en un rotador (aproximadamente 5 μL por 3 páncreas).
  2. Añadir 20 μL de microesferas antibiotina e incubar durante 40 min a 4 °C en un rotador de tubo.
  3. Coloque un soporte magnético con el soporte del separador de columna y aplique la columna. Equilibrar la columna con 3 mL de tampón de lavado.
  4. Agregue la muestra a la columna y lave con un total de 9 ml de tampón de lavado.
    NOTA: Si la concentración de células es alta, diluya las células con 2 ml adicionales de tampón de lavado en un tubo separado. Agregue 1 ml de muestra a la vez en la columna para evitar que la columna se obstruya.
  5. Retire la columna del soporte de columna y colóquela en un tubo de 15 ml. Agregue 5 mL de tampón de lavado a la columna. Utilice el émbolo para empujar hacia abajo las células de la columna y recoger la elución (que contiene EC enriquecida).
  6. Centrifugar el flujo de paso y la fracción de elución/EC a 300 x g durante 10 min a 4 °C. Cuente las células y mida la viabilidad como en el paso 3.13.
  7. Valide el enriquecimiento de CE a través de qPCR de fracciones de flujo continuo y CE. Utilice NK6 Homeobox 1 (Nkx6.1) como marcador general para las células endocrinas y la molécula de adhesión de plaquetas y células endoteliales (Pecam1) como marcador para la EC33. Utilice 36B4 (Rplp0, fosfoproteína ribosómica ácida p0) como control interno para la normalización de la expresión génica.
    NOTA: Las muestras recolectadas se pueden utilizar para análisis de proteínas o ARN en este paso.

5. Cultivo de pECs

  1. Prepare el medio M199. Suplemento M199 medio a una concentración final de 20% de suero fetal bovino (FBS) y 0,1% de penicilina-estreptomicina.
  2. Cubrir una placa de cultivo celular de 60 mm con colágeno tipo I (1 mg/ml en ácido acético 0,1 M) y dejar reposar durante 30 min a temperatura ambiente.
  3. Retire el colágeno tipo I y enjuague la placa con 1X PBS, dos veces. Añada 2 mL de medio M199 preparado y coloque la placa de cultivo celular en una incubadora de cultivo celular estándar (5% CO2, 37 °C) durante 5 min.
  4. Una vez que se hayan aislado las células, agregue las células aisladas a la placa de cultivo celular M199 precalentada. Mantenga las células en condiciones de cultivo durante aproximadamente 14 días y cambie el medio cada 2-3 días.

Resultados

Siguiendo este protocolo, se pueden obtener aproximadamente 2 x 106 células vivas al agrupar 3 páncreas de ratón y 750.000 células de un solo páncreas de ratón. Para validar el enriquecimiento de CE, realizamos los siguientes análisis: 1) PCR cuantitativa: en comparación con las muestras de flujo continuo (FT) (es decir, las fracciones no unidas al anticuerpo CD31), las fracciones de CE tenían niveles significativamente más altos de Pecam1 (que codifica CD31) y Kdr (que codifica VEGFR2), dos genes marcadores de CE33, y niveles más bajos de NK6 homeobox 1 (Nkx6.1), un factor de transcripción en las células endocrinas pancreáticas (Figura 4A); 2) Western blot: Las muestras enriquecidas con CE de tres preparaciones (pEC-1-3) mostraron fuertes señales de CD31 al tamaño esperado (~130 kDa). En comparación, las muestras de entrada y FT mostraron una señal CD31 mínima. Como control positivo, los lisados de las células MS1, una línea celular pEC, también mostraron una fuerte señal de CD31 (Figura 4B); 3) tinción con azul de tripano: encontramos que la viabilidad de las células aisladas era de alrededor del 50% (Figura 4C); 4) citometría de flujo siguiendo un protocolo publicado15 : a través de la activación de la población de células vivas (Figura 4D), encontramos que las células CD31+ estaban al 88% y las células TdTomato+ al 76%. Cabe destacar que la mayoría de las células aisladas co-expresan CD31 y TdTomato (Figura 4E). Como controles negativos, las células MS1 no teñidas y MS1 incubadas con IgG no mostraron células vivas marcadas por CD31. Como control positivo, es decir, las células MS1 teñidas para CD31 mostraron cerca del 100% de células CD31+ vivas (Figura 4F). También cultivamos las células aisladas, realizamos la tinción por inmunofluorescencia de PECAM1 siguiendo un protocolo publicado36 y tomamos imágenes de TdTomato, que mostró señales robustas de ambos marcadores en las células aisladas, lo que sugiere la presencia de CE (Figura 4G).

Diagrama del páncreas que ilustra las CE intraislotales para el estudio de la estructura vascular y el análisis de la interacción celular.
Figura 1: Ilustración de la vascularización del páncreas y los islotes pancreáticos. Una representación pictórica de las células endoteliales pancreáticas (CE) y las CE intraislotes. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Diagrama de preparación del páncreas unicelular; centrifugación, etiquetado de CD31-biotina, análisis de flujo continuo.
Figura 2: Descripción general del flujo de trabajo. 1) disección del páncreas, 2) digestión mecánica, 3) incubación de enzimas, 4) centrifugación, 5a) eliminación del sobrenadante y 5b) digestión secundaria de la colagenasa de los gránulos celulares con trituración para filtrar en 6), 7) y 8) reconstitución de gránulos y unión de anticuerpos, 9) incubación de microperlas, 10) enriquecimiento de la columna MACS, 11) recuento de células para la viabilidad y 12) análisis posterior. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Disección de tejido que muestra el proceso de recolección, aislamiento y recorte del páncreas en la investigación biológica.
Figura 3: Pasos del procesamiento de tejidos. Imágenes de (A) la cavidad abdominal, (B) el páncreas de ratón aislado y (C) el páncreas de ratón recortado. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Resultados de expresión génica, análisis de CD31, DAPI, clasificación celular, fluorescencia y citometría de flujo.
Figura 4: Validación de fracciones de CE aisladas de páncreas de ratón. (A) qPCR de muestras de FT y fracción de EC enriquecida con CD31 para su enriquecimiento. Pecam1 (CD31), Kdr (VEGFR2) y Nkx6.1 (factor de transcripción específico de células β pancreáticas)33. * denota p <0.05 en comparación con FT basado en pruebas t . n = 3-4 muestras agrupadas, compuestas por 3 ratones cada una. (B) Western blot de CD31. pEC-1-3 indica EC enriquecidas a partir de 3 muestras de ratón agrupadas por separado. Se cargaron lisados celulares de 30 mg en cada carril, seguidos de la tinción de Ponceau S. (C) Recuento de células y tinción con azul de tripano de pEC enriquecidas para el ensayo de viabilidad. (D) Estrategia de activación por citometría de flujo para pEC de ratón teñidos con anticuerpos 4', 6-diamidino-2-fenilindol (DAPI) y CD31. (E) Histogramas de citometría de flujo de MS1 sin teñir (arriba a la izquierda), MS1 teñido con el anticuerpo secundario AlexaFluor-488 (control de IgG; arriba a la derecha), MS1 teñido con CD31 (abajo a la izquierda) y las pEC de ratón aisladas teñidas con CD31 (abajo a la derecha). (F) Porcentaje de células vivas cuantificadas mediante citometría de flujo. (G) Inmunofluorescencia de la expresión de CD31 (verde) con contratinción de DAPI (azul) y reportero fluorescente endógeno TdTomato (rojo). Barra de escala = 100 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Microscopía de inmunofluorescencia CD31/CD144/DAPI, análisis de expresión génica UMAP de Cdh5, Pecam1.
Figura 5: Especificidad de CD31 y CD144 en páncreas de ratón. (A) Inmunofluorescencia de páncreas de ratón con CD31 (magenta) y CD144 (cian), con contratinción de DAPI. Imagen capturada con una lente 10x bajo un microscopio fluorescente invertido de campo amplio. Barra de escala = 100 μm. Las líneas discontinuas delimitan el área de los islotes. (B) Aproximación y proyección uniforme de colectores (UMAP) que muestra la expresión de Cdh5 y Pecam1 en las EC de los islotes de ratones C57BL6 detectados por scRNA-seq (GSE128565)37. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

EnzimaUsoTemperatura y tiempoReferencia
Colagenasa IDisociación unicelular, enriquecimiento de la CE de todo el páncreas37 °C, 20 minEste protocolo
Colagenasa IVAislamiento de islotes y disociación no enzimática37 °C, 20 min46
Colagenasa + TripsinaExamen de las células ductales en el páncreas de ratón37 °C, 30 min47
Colagenasa BSuspensión unicelular del páncreas37 °C, 30 min48
Colagenasa NBIAislamiento de islotes37 °C, 30 min49
Colagenasa PAcinar suspensión viable37 °C, 15 min45
Colagenasa XIAislamiento de islotes37 °C, 15 min35
DispasaSuspensión unicelular37 °C, 45 min24
LiberaseSuspensión unicelular37 °C, 10 min25, 48
TripsinaDisociación de una sola célula, páncreas completo4 °C, O/N28

Tabla 1: Resumen de varios protocolos utilizados para procesar muestras de páncreas de ratón.

Discusión

En este artículo se presenta un protocolo para el enriquecimiento y aislamiento de las pECs. Al igual que los protocolos anteriores de aislamiento de CE de otros tejidos u órganos, este protocolo consta de tres procesos principales, a saber, disociación física, digestión enzimática y enriquecimiento de CE basado en anticuerpos. Para abordar los desafíos únicos en el procesamiento del páncreas, introdujimos varias adaptaciones clave y pasos críticos dentro de nuestro protocolo: 1) una digestión suave de la colagenasa en un solo paso con un tiempo de incubación corto, 2) suplementación de una mayor concentración de DNasa y un inhibidor de tripsina para minimizar la contaminación del ADN y la digestión de las enzimas endógenas, que pueden interferir con la unión de anticuerpos y, por lo tanto, disminuir el enriquecimiento y la viabilidad de la CE y 3) recuento de células después del paso de digestión para ajustar cómo se añade una gran cantidad de anticuerpos a la muestra para optimizar el enriquecimiento de la CE. En el proceso de optimización de este protocolo, probamos otras enzimas utilizadas en estudios anteriores, por ejemplo, tripsina28, colagenasa tipoIV 31 y otras temperaturas de digestión, por ejemplo, 4 °C, así como diferentes tiempos de incubación (Tabla 1). Encontramos que la colagenasa tipo I, 20 min, a 37 °C era la condición óptima para el aislamiento de pEC en ratones y la utilizamos aquí. Si bien la adición de un anticoagulante durante la perfusión puede mejorar la viabilidad celular general, el agente anticoagulante típico, por ejemplo, EDTA o heparina, puede interferir con la actividad de ciertas enzimas, por ejemplo, la colagenasa para la disociación celular y la transcriptasa inversa utilizada en la qPCR. Para prevenir el efecto inesperado/indeseable de estos anticoagulantes, se utiliza PBS (sin Ca2+ y Mg2+) para la perfusión.

Nos centramos en el desarrollo de un protocolo para enriquecer la población de CE a partir de páncreas enteros de ratón, que incluiría tanto las CE intra-islotes como las CE en los tejidos exocrinos, lo que resultaría en un mayor rendimiento. En el protocolo actual, agrupamos 3 animales durante la etapa de disociación y, en promedio, logramos una suspensión de una sola célula con aproximadamente 2.0 x 106 celdas viables. También hemos analizado muestras de páncreas de un solo ratón y se pueden obtener unas 750.000 células. Vale la pena señalar que cuando se ajusta para procesar un solo animal, se debe usar una solución de disociación menor (3 mL de disociación por páncreas). Un paso crucial en el protocolo es recortar y eliminar completamente cualquier grasa residual que esté adherida al páncreas (Figura 3B). La contaminación del tejido adiposo en la digestión de la colagenasa interferirá con la etapa de disociación de una sola célula pancreática, disminuyendo la viabilidad celular en las etapas de enriquecimiento posteriores38. Además, para enriquecer las pECs se utilizó un marcador de superficie pan-EC, PECAM1/CD31. Utilizando el anticuerpo PECAM1/CD31, pudimos enriquecer significativamente las fracciones de CE, lo que se evidencia en el análisis de expresión génica. En el desarrollo de este protocolo, también probamos la utilidad del anticuerpo CD144, que también se ha utilizado comúnmente para aislar ECs13. Sin embargo, no fue posible enriquecer las pEC (datos no mostrados). Curiosamente, la tinción inmunofluorescente reveló que, mientras que CD31 se expresa en todas las CE en el tejido del páncreas, el anticuerpo CD144 parece teñir solo las CE intra-islotes (Figura 5A). Además, analizamos los datos de secuenciación de ARN de una sola célula disponibles públicamente de islotes aislados de ratones C57BL/6 (GSE128565)37 y descubrimos que aproximadamente el 50% de las EC de los islotes muestran expresión de Cdh5 (VE-Cad) y Pecam1, pero el resto de las EC de los islotes expresan solo Cdh5 o Pecam1 (Figura 5B). Por lo tanto, especulamos que los anticuerpos CD31 son más apropiados para el aislamiento de pEC y la utilidad del anticuerpo CD144 para este propósito justifica futuras investigaciones. Además, hay anti-CD31 disponibles en el mercado conjugados con perlas magnéticas que pueden simplificar el paso de unión de anticuerpos de dos pasos a un solo paso.

Como se demostró, realizamos qPCR, inmunotransferencia, citometría de flujo y tinción inmunofluorescente para validar la fracción de CE aislada. Es concebible que estas fracciones puedan ser sometidas a otros ensayos, como (sc)RNA-seq y espectrometría de masas. Una limitación de este protocolo es que no hemos sido capaces de lograr un subcultivo robusto y realizar ensayos funcionales. Dado que se ha demostrado que el subcultivo de EC de ratones aislados es un desafío, esta es un área que justifica esfuerzos futuros. Una forma de abordar esto puede ser la introducción del antígeno T grande, que se ha utilizado para inmortalizar células primarias39.

Los recientes avances y la aplicación de la secuenciación de scRNA han permitido la elaboración de perfiles de alta resolución de las células pancreáticas40 y, especialmente, de las células de los islotes41. Sin embargo, la mayoría de los estudios existentes se han centrado en las poblaciones de células endocrinas y han utilizado protocolos de disociación de tejidos que no retienen eficazmente las CE. Como resultado, las fracciones de EC a menudo terminan siendo escasas, constituyendo solo el 3%-5% en todas las poblaciones celulares capturadas 42,43,44. Un protocolo reciente utiliza dos pasos de digestión y desactivación enzimática y un paso de clasificación celular activado con fluorescencia y recupera CE en el 12% de toda la población de células pancreáticas45. Complementario a este protocolo, nuestro protocolo proporciona un flujo de trabajo simplificado, que puede ser más rentable y menos exigente técnicamente en caso de que los CE sean el foco del estudio. Aunque este protocolo solo se ha probado en páncreas de ratón, puede ampliarse y adaptarse para aislar las CE de otros organismos, incluido el páncreas humano.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Los autores agradecen al Dr. Brian Armstrong de City of Hope, y a Mindy Rodríguez de la Universidad de California, Riverside, por su asistencia técnica. Este estudio fue financiado en parte por subvenciones de los NIH (R01 HL145170 a ZBC), la Fundación Ella Fitzgerald (a ZBC), City of Hope (Premio a la Innovación del Instituto de Investigación y Metabolismo de la Diabetes Arthur Riggs) y la subvención EDU4-12772 del Instituto de Medicina Regenerativa de California (a AT). La investigación reportada en esta publicación incluyó trabajos realizados en Microscopía Óptica e Imagen Digital apoyados por el Instituto Nacional del Cáncer de los NIH bajo el premio número P30CA033572. La Figura 1 y la Figura 2 se realizaron con BioRender.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
1.5 mL eppendorfUSA Scientific1615-5500
plato de 10 cmGenesee Scientific25-202
25G agujasBD305145
2X Taq Pro Universal SYBR qPCR Master MixVazymeQ712-03-AA
5 mL eppendorfThermo Fisher 
placa de 6 pocillosGreiner Bio-One07-000-208
70 µ colador mFisher22-363-548
Anti-CD31-biotinaMiltenyi BiotechREA784
Albúmina sérica bovina tratada con choque térmicoFisherBP1600-100
CaCl2FisherBP510
CentrífugaEppendorf
Colágeno Tipo 1, de piel de becerroSigma Aldrich& nbsp;C9791Reactivo de fijación en el protocolo
Colagenasa Tipo 1 Worthington BioLS004197
Countess Contador de celdas automáticoThermo Fisher 
DAPIThermo Fisher D1306inmunofluorescencia
Bisturíes de seguridad desechablesMyco Instrumentation6008TR-10
DNAse I Roche260913 
D-PBS (Ca2+,Mg2+)Thermo Fisher 
EtanolFisherBP2818-4
Suero fetal bovinoFisher10437028
Incubadoramantenida a 37 ° C 5% CO2
LS ColumnasMiltenyi Biotech130-042-401
M199SigmaM2520-1L
MACS MultiStand con el separador QuadroMACS Miltenyi Biotech130-042-303
Medio 199Sigma Aldrich M2520-10X
Microperlas anti-biotinaMiltenyi Biotech130-090-485
MicroscopioLeicaPara evaluar la morfología celular
Grado molecular AguaCorning46-000-CM
NaClFisherS271-1
New Brunswick Innova 44/44R Agitador orbital Eppendorf
PECAM1 (CD31) AnticuerpoAbcamab56299inmunofluorescencia
PECAM1 (CD31) AnticuerpoR& D SystemsAF3628
Solución salina tamponada con fosfato (10X) (sin Ca2+, sin Mg2+)Genesee Scientific25-507-XB
Primer 36B4 Forward mouseIDTAGATTCGGGATATGCTGTTGGC
Primer 36B4 Revese mouse IDTTCGGGTCCTAGACCAGTGTTC
Primer Kdr Forward mouse IDTTCCAGAATCCTCTTCCATGC
Primer Kdr Ratón inversoIDTAAACCTCCTGCAAGCAAATG
Primer Nkx6.1 Ratón inverso IDTCACGGCGGACTCTGCATCACTC
Primer Nxk6.1 Ratón delanteroIDTCTCTACTTTAGCCCCAGCG
Primer PECAM1 Ratón delanteroIDTACGCTGGTGCTCTATGCAAG
Primer PECAM1 Ratón inversoIDTTCAGTTGCTGCCCATCATCA
RNase ZAPThermo Fisher AM9780
Agua sin RNasaTakaraRR036B
Pinza larga estéril de 12"F.S.T91100-16
Pinza fina estérilF.S.T11050-10
Tijera fina estérilF.S.T14061-11
Placas de cultivo de tejidos 2cmReactivo Genesee Scientific25-260
TRIzolFisher15596018
Trypan BlueCorningMT25900CI
Inhibidor de tripsina Roche10109886001
Tween-20
VE-Cadherin AnticuerpoAbcamab33168inmunofluorescencia
Baño de
1428230014080055 agua

Referencias

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