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Explorando el músculo Longissimus: Desentrañando su correlación con la calidad de la carne en Bos indicus y toros cruzados

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DOI:

10.3791/66764

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12 de julio de 2024

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1School of Veterinary Medicine and Animal Science, São Paulo State University, Botucatu (São Paulo), 2School of Agricultural and Veterinary Sciences, São Paulo State University, Jaboticabal (São Paulo)

En este artículo

Resumen

Investigamos el tejido muscular esquelético en Bos indicus y toros cruzados para explicar las diferencias en los rasgos de calidad de la carne. Se encontró que la fuerza de corte de Warner-Bratzler (WBSF) oscilaba entre 4,7 kg y 4,2 kg. Las isoformas de cadena pesada de miosina revelaron diferencias entre los animales, y el índice de fragmentación de miofibrillas proporcionó más información sobre las variaciones de sensibilidad (WBSF).

Resumen

Este estudio investigó el tejido muscular en Bos indicus y toros cruzados para explicar las diferencias en los rasgos de calidad de la carne. Se describen las características de la canal, los parámetros de calidad de la carne y las investigaciones bioquímicas y moleculares de las proteínas miofibrilares. Se han descrito métodos para evaluar el pH, la grasa intramuscular (IMF), el color de la carne (L*, a*, b*), las pérdidas de agua, la terneza y los ensayos de biología molecular. Se describen los procedimientos específicos que detallan la calibración, la preparación de la muestra y el análisis de datos para cada método. Estas incluyen técnicas como la espectroscopia infrarroja para el contenido de IMF, la evaluación objetiva de la terneza y la separación electroforética de las isoformas de MyHC.

Los parámetros de color se destacaron como herramientas potenciales para predecir la terneza de la carne de res, un rasgo de calidad crucial que influye en las decisiones de los consumidores. En el estudio se empleó el método de fuerza cortante de Warner-Bratzler (WBSF), revelando valores de 4,68 y 4,23 kg para Nellore y Angus-Nellore (P < 0,01), respectivamente. Las pérdidas totales de cocción y los análisis bioquímicos, incluido el índice de fragmentación de miofibrillas (MFI), proporcionaron información sobre las variaciones de terneza. Se investigaron los tipos de fibras musculares, en particular las isoformas de cadena pesada de miosina (MyHC), con una notable ausencia de la isoforma MyHC-IIb en los animales cebú estudiados. La relación entre MyHC-I y la terneza de la carne reveló hallazgos divergentes en la literatura, lo que pone de manifiesto la complejidad de esta asociación. En general, el estudio proporciona una visión completa de los factores que influyen en la calidad de la carne en toros Bos indicus y cruzados (Bos taurus × Bos indicus), ofreciendo información valiosa para la industria de la carne de vacuno.

Introducción

Brasil tiene el mayor hato ganadero comercial del mundo, con aproximadamente 220 millones de animales y se ubica como el segundo mayor productor de carne, con una producción de más de 9 millones de toneladas métricas de canal equivalentes al año1. El sector de producción de ganado vacuno contribuye significativamente al sistema agropecuario nacional, con ventas anuales totales que superan los R$ 55 mil millones. Desde 2004, Brasil ha sido un actor clave en el comercio mundial de carne, exportando a más de 180 países, lo que representa ~50% del comercio mundial de carne2.

La terneza de la carne se destaca como el atributo de calidad primordial que influye en la satisfacción del consumidor y el consumo de carne3. Mediante el empleo de métodos bioquímicos y objetivos para medir la ternura de la carne, los investigadores pretenden proporcionar información valiosa sobre factores como la genética animal, las técnicas de procesamiento y las condiciones de almacenamiento, mejorando en última instancia la calidad y la consistencia de los productos cárnicos para los consumidores. Esta información es útil porque la ternura de la carne ha cobrado cada vez más importancia en la toma de decisiones de los consumidores durante las compras. Además, la evaluación de la terneza de la carne proporciona información valiosa para el control de calidad en las industrias de producción y procesamiento de carne. Al monitorear constantemente la terneza, los productores pueden asegurarse de que los productos cárnicos cumplan con los estándares y especificaciones deseados. En este contexto, los productores brasileños de ganado vacuno de carne están adoptando progresivamente sistemas intensivos de engorde con animales cruzados para mejorar la rotación de capital. Este sistema representa alrededor del 10% de las toneladas de canal producidas anualmente en Brasil 4,5.

La creciente demanda de una mejor calidad de la carne por parte de los consumidores ha llevado a los productores de ganado vacuno a cruzarse con razas europeas, principalmente Aberdeen Angus6. Esta estrategia tiene como objetivo producir híbridos F1 Angus-Nellore, conocidos por su rendimiento superior, características de canal deseables y mejor calidad de la carne en comparación con los animales cebú puros 7,8. En las regiones tropicales de Brasil, es una práctica común utilizar animales no castrados (toros) de madurez avanzada en las granjas de engorde, lo que puede comprometer los atributos de calidad de la carne, como el color, el marmoleado y la terneza. Cabe destacar que una encuesta revela que el 95% de los animales terminados en los feedlots brasileños son machos, siendo el 73% Nellore, seguido por el 22% de los animales mestizos y el 5% de otros genotipos 9,10.

Comprender los mecanismos bioquímicos que subyacen a la ternura de la carne es crucial para mejorar la calidad de la carne. Un aspecto clave es la proteólisis postmortem, que afecta la integridad estructural de las fibras musculares11. El índice de fragmentación de miofibrillas (MFI) es un ensayo bioquímico ampliamente utilizado que cuantifica el grado de degradación de las miofibrillas, proporcionando información sobre la terneza de la carne12. El método MFI consiste en medir la fragmentación de las proteínas miofibrilares, que se correlaciona directamente con la ternura de la carne. Este ensayo complementa las evaluaciones tradicionales de la calidad de la carne y ofrece una comprensión más profunda de los procesos bioquímicos que contribuyen a las variaciones en la ternura de la carne.

En este contexto, el presente estudio investigó el músculo esquelético de toros Bos indicus versus mestizos (Bos taurus × Bos indicus) terminados en feedlot, con el objetivo de explicar las diferencias en los rasgos de calidad de la carne.

Protocolo

Todos los procedimientos con animales cumplieron con las normas éticas de investigación establecidas por el Comité de Ética en Uso de Animales (CEUA) de la Universidad Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho - UNESP Campus Botucatu, bajo el protocolo 0171/2018.

1. Animales de experimentación

  1. Terminar 30 toros Nellore (Bos indicus) y 30 toros F1 Angus-Nellore (Bos taurus × Bos indicus), de 20 a 24 meses, en un corral de engorde. Alojar a ambos grupos de animales en corrales colectivos de 5 m x 6 m con suelo de hormigón y equipados con bebederos tipo concha, con capacidad para hasta cinco animales por corral. Asegúrese de que todos los animales pertenezcan al mismo grupo de manejo (nacidos y criados en la misma granja) y se presenten al mismo período de engorde.
    NOTA: En este estudio, los toros Nellore tuvieron un peso corporal inicial promedio de 370,7 kg, mientras que los toros F1 Angus-Nellore tuvieron un peso corporal inicial promedio de 380,8 ± 17 kg.
  2. Dieta de los corrales de engorde
    1. Asegúrese de que la dieta de engorde esté compuesta por un 11,3 % de forraje (heno Tifton y bagazo de caña de azúcar) y un 88,7 % de concentrados (grano de maíz seco molido, harina de soja, granos húmedos de destilería de maíz, alimento seco con gluten de maíz y núcleo mineral). Alimentar a los animales durante 120 días y proporcionar las dietas ad libitum dos veces al día (a las 10:00 a.m. y a las 04:00 p.m.).
  3. Matanza
    1. Registre el peso corporal final (PC) al final del período experimental. Procese todos los animales en un matadero cercano, siguiendo los procedimientos de inspección estándar. Antes del sacrificio, asegúrese de que los animales se sometan a un ayuno mínimo de 16 horas, absteniéndose tanto de alimento como de agua.
      NOTA: Los toros F1 Angus-Nellore exhibieron un peso corporal final de 615.09 ± 57.53 kg, mientras que los toros Nellore tuvieron un peso de 545.47 ± 11.45 kg.
  4. Evaluación de las características de la canal
    1. Pesar inicialmente las canales de vacuno y luego someterlas a un período de enfriamiento a 2-4 °C durante 48 h. Las mediciones incluyen el peso de la canal caliente (HCW), el área del ojo de costilla (REA) y el grosor de la grasa dorsal (BFT) en la interfaz dela costilla 12/ 13, como se recomienda13. Determine el REA utilizando el método de cuadrícula con una cuadrícula pequeña (18 cm x 13 cm) y mida el BFT en milímetros con un calibrador.
      1. Mida el REA en cada canal utilizando una cuadrícula reticulada (la misma que se usa en el sistema de clasificación de grado de rendimiento del USDA), dividida en cuadrados de 1 cm² con un punto en el medio. Suma todos los cuadrados dentro del perímetro de trazado del chuletón y los que están a lo largo del contorno del trazo pasando por el punto central.
      2. Mida el BFT en una posición específica en el sitio de evaluación, en cualquier lugar entre las costillas 12o 13. Para determinar esta posición, mida la longitud del ojo de bife; luego, comenzando en el borde medial "A", determine un punto a tres cuartos del camino a lo largo del rib eye y a mitad de camino a través de "B". Tome una pinza a través de este punto y en ángulo recto con la costilla especificada hasta la interfaz entre la grasa subcutánea y la grasa intermuscular. Mida la grasa subcutánea colocando el calibrador en ángulo recto con respecto a la línea de la grasa subcutánea, desde el punto de interfaz (Figura suplementaria S1).
  5. Muestreo
    1. Muestrear Longissimus thoracis (LT) de la media canal izquierda (porción de ± 12,0 cm de carne), entre las costillas11ª y13ª en dirección craneal. En el laboratorio, corte las muestras de carne en filetes de 2,54 cm.
  6. Envejecimiento
    1. Evaluar las características de calidad de la carne después de un período de maduración húmeda de 14 días a una temperatura de 0-2 °C en una incubadora de demanda biológica de oxígeno (DBO). Utilice filetes de 2,54 cm de grosor para el análisis del color de la carne, el pH, la grasa intramuscular, la pérdida de purga, la capacidad de retención de agua, la terneza objetiva y las pérdidas de cocción. Empaque los filetes por separado en bolsas de plástico para alto vacío y baja permeabilidad al oxígeno y, una vez alcanzado el tiempo de maduración, manténgalos congelados a -20 °C hasta el momento del análisis. Descongelar las muestras de carne de vacuno a 4 °C durante 24 h y exponerlas al oxígeno durante 30 min a 4 °C (tiempo de floración).

2. pH de la carne

  1. Mida el pH de la carne utilizando un medidor de pH digital equipado con una sonda de penetración. Calibrar con tampones de pH 4.0 y 7.0 a una temperatura ambiente de 25 °C. Mida el pH de la carne en tres ubicaciones de la muestra de músculo LT. Registre manualmente las lecturas de datos y posteriormente exporte la hoja de datos; calcule el promedio de las tres lecturas para el pH de la carne.

3. Grasa intramuscular

NOTA: El contenido de grasa intramuscular (IMF) se determinó mediante espectroscopía de infrarrojo cercano (NIR)14 y por método gravimétrico15.

  1. Retire la grasa subcutánea del músculo LT con un bisturí. A continuación, triturar y homogeneizar el filete durante 5 min con ayuda de una batidora, incorporando aproximadamente 180 g de la muestra. Coloque la muestra en una taza, colóquela dentro de la cámara de muestras y realice un subescaneo de varias zonas de la muestra de prueba girando la taza de muestra; Fusiona las zonas para obtener el resultado final.
  2. Tome tres lecturas para cada muestra. Después de la homogeneización, coloque las muestras en la placa para su posterior lectura. Configure el aparato en transmisión NIR, con un monocromador de rejilla móvil que escanea la región de 850 nm a 1050 nm.
  3. Exporte la hoja de datos y luego calcule el promedio de tres lecturas para el FMI. Exprese los resultados como un porcentaje, utilizando la fórmula: [(promedio del FMI ÷ peso de la muestra) × 100].
  4. Combine homogeneizar las muestras de músculo LT (3,0 g) con una solución de cloroformo/metanol metanol/cloroformo (2:1) durante 2 min y someterlas a centrifugación (700 × g; 10 min; 20 °C) para segregar las fases hidrofílica (superior), sólida (media) e hidrofóbica (inferior).
  5. Filtrar la fase hidrofóbica obtenida después de la centrifugación utilizando un papel de filtro en un embudo con ligera succión. Transfiera el filtrado (fase inferior; lípidos en cloroformo) a un matraz etiquetado como fase lipídica y transfiera al menos 5 mm de filtrado a un matraz de precipitados prepesado después de dejarlo reposar durante unos minutos. A continuación, registre el volumen de la capa de cloroformo (al menos 150 mL) y aspire la capa alcohólica.
    1. Homogeneizar 100 g de alícuotas de la muestra de tejido fresco o congelado durante 2 min con una mezcla de 100 mL de cloroformo y 200 mL de metanol. Agregue 100 ml de cloroformo a la mezcla, mezcle durante 30 s, agregue 100 ml de agua destilada y mezcle durante otros 30 s.
    2. Filtrar el homogeneizado a través de papel de filtro en un embudo con ligera succión. Aplique presión con el fondo de un vaso de precipitados cuando el residuo se seque para garantizar la máxima recuperación del disolvente.
    3. Transfiera el filtrado a un cilindro graduado de 500 mL y déjelo reposar durante unos minutos para permitir la separación y la clarificación. Registre el volumen de la capa de cloroformo (al menos 150 mL) y aspire la capa alcohólica.
    4. Asegúrese de quitar completamente la capa superior; La capa de cloroformo contiene el lípido purificado. Para la extracción cuantitativa de lípidos, recupere el lípido atrapado en el residuo tisular mezclando el residuo y el papel de filtro con 100 mL de cloroformo.
    5. Filtre la mezcla a través del embudo y enjuague la jarra de la batidora y los residuos con un total de 50 mL de cloroformo. Mezcle este filtrado con el filtrado original antes de eliminar la capa alcohólica.
      NOTA: La filtración suele ser rápida; Aplique presión con el fondo de un vaso de precipitados sobre el residuo seco para garantizar la máxima recuperación del disolvente.
  6. Secar las muestras en un horno, enfriarlas en un desecador durante al menos 24 h, colocarlas en un horno a 110 °C hasta la evaporación completa del disolvente, enfriarlas aún más en un desecador durante la noche y, finalmente, volver a pesarlas.
  7. Determine el contenido de IMF calculando la diferencia entre el peso inicial y el peso final del vaso de precipitados.

4. Color de la carne

  1. Calibre el dispositivo utilizando una placa estándar blanca y otra negra. Coloque la placa de calibración blanca cerca del centro de la placa. Al realizar una calibración, use el área cerca del centro de la placa. La calibración se completa después de que la lámpara parpadee tres veces.
  2. Realice las mediciones después de 30 min a 4 °C (tiempo de floración). Obtenga lecturas de color de tres ubicaciones diferentes en la muestra de músculo LT, evitando cuidadosamente el tejido conectivo y la grasa.
  3. A temperatura ambiente (20 °C), calcule un promedio a partir de estas mediciones, como se recomienda16.

5. Pérdidas de agua

  1. Evalúe la pérdida de purga (PL) de todas las muestras. Determine el PL de las secciones de lomo de res midiendo la variación entre el peso inicial antes de la congelación y el peso final después de la congelación/descongelación.
    NOTA: No evalúe el PL de los lomos de res de control nunca congelados.
  2. Medir la capacidad de retención de agua (WHC) por la diferencia de peso de una muestra de carne (aproximadamente 1,0 g) antes y después de ser sometida a una presión de 10 kg durante 5 min17.

6. Ternura objetiva de la carne

NOTA: La medición de la fuerza cortante de Warner-Bratzler (WBSF) se realizó como se describe18,19.

  1. Colocar las muestras en una rejilla fijada a un refractario de vidrio y cocinarlas en un horno eléctrico industrial hasta alcanzar una temperatura final de 71 °C. Después de la cocción, enfrie, pese y refrigere las muestras a 4 °C durante 24 h.
  2. Determine las pérdidas de cocción (CL) utilizando la fórmula figure-protocol-1.
    1. Determine la pérdida por goteo pesando el refractario antes y después de cocinar la muestra. Con este fin, coloque las muestras en una rejilla sobre un refractario de vidrio para permitir el drenaje de los jugos y la grasa de la carne durante la cocción.
    2. Determine la pérdida por evaporación pesando solo la muestra antes y después de la cocción.
    3. Registre los pesos crudos y cocidos y calcule el porcentaje de DL como el peso del goteo después de la cocción dividido por el peso de la muestra de carne descongelada.
    4. Calcule el porcentaje de pérdida por evaporación (PVE) utilizando la fórmula [100 - (peso después de la cocción) ÷ peso bruto × 100].
  3. Para la determinación de WBSF, corte ocho núcleos con un diámetro de 1,27 cm utilizando un analizador de textura, equipado con una cuchilla Warner-Bratzler Shear Force de 3,07 mm y un filo en forma de V (ángulo de 60°).
    1. Reporte los resultados como el promedio de seis valores por muestra, en kilogramos (kg), después de excluir los extremos bajo y alto19.

7. Ensayo bioquímico

NOTA: La proteólisis post mortem se evaluó mediante la estimación del índice de fragmentación de miofibrillas (IMF), siguiendo el procedimiento original descrito por Culler et al.20 y adaptado para bovinos Bos indicus por Borges et al.21.

  1. Homogeneizar fragmentos de aproximadamente 3 g de muestras de LT (tejido muscular despojado de grasa y tejido conectivo) en una solución tampón que contenga 100 mM de cloruro de potasio, 20 mM de fosfato de potasio a pH 7, 1 mM de ácido etilendiaminotetraacético (EDTA), 1 mM de cloruro de magnesio y 1 mM de azida de sodio a 2 °C, seguido de centrifugación (1.000 × g durante 15 min a 4 °C).
    1. Resuspender el sedimento en 10 volúmenes (v/w) de medio aislante utilizando una varilla de agitación, luego sedimentarlo nuevamente a 1.000 × g durante 15 min y decantar el sobrenadante.
    2. Resuspender el sedimento en 2,5 volúmenes (v/w) de medio aislante y separar el tejido conectivo y los residuos pasándolo a través de un colador de polietileno (malla 18). Utilice 2,5 volúmenes adicionales (v/w) para permitir que las miofibrillas pasen a través del colador.
    3. Determinar la concentración proteica de la suspensión de miofibrillas mediante el método biuret de Gornall et al.22. Diluir una alícuota de la suspensión de miofibrilla con medio aislante hasta una concentración de proteína de 0,5 ± 0,05 mg/mL.
    4. Mida inmediatamente la absorbancia de esta suspensión a 540 nm. Determine MFI mediante espectrofotometría a 540 nm. Multiplique la absorbancia por 200 para obtener el MFI de cada muestra (y repórtelo como un índice sin una unidad de medida).

8. Ensayo de biología molecular

NOTA: Para el análisis de la cadena pesada de miosina (MyHC), la proteína más abundante en el músculo esquelético bovino, se procesaron muestras de LT de ambos grupos siguiendo el protocolo descrito en la literatura23,24.

  1. Logre la separación electroforética utilizando un gel SDS-PAGE degradado (7-10%) y un gel apilador al 4%. Aplique 25 μL de cada muestra al gel y hágalo funcionar a 70 V, 28 mA y 4 °C durante 1 h, seguido de una ejecución a 180 V, 12 mA y 4 °C durante 29 h.
  2. Emplee dos tampones diferentes en las carreras: el tampón de gel superior que comprende glicina, base de tris(hidroximetil)aminometano, dodecil sulfato de sodio (SDS) y agua destilada, mientras que el tampón de gel inferior es idéntico al tampón superior, con la adición de mercaptoetanol.
  3. Tiña los geles con Coomassie Blue y captura imágenes con el software adecuado.
  4. Identifique las isoformas de MyHC (MyHC-I, MyHC-IIa, MyHC-IIx/d) en función de sus pesos moleculares (223,900, 224,243 y 223,875 kDa, respectivamente). Realizar análisis semicuantitativos por densitometría de las bandas correspondientes a cada isoforma, utilizando el software adecuado.
  5. Emplee el sóleo de rata y el músculo extensor largo de los dedos (EDL) como controles positivos para clasificar las isoformas de MyHC, reservando un pocillo en cada gel para cargar 40 μL de la muestra procesada.
  6. Para todos los datos, realice el análisis de varianza (ANOVA) mediante la prueba F, utilizando el siguiente modelo:
    Yij = μ + ti + Ɛij
    donde Yij es el valor observado de la unidad experimental referida al tratamiento i en repetición j; μ es el efecto general de la media; t es el efecto del tratamiento (grupo genético), y ε es el error experimental.
  7. Compare las medias utilizando la prueba t de Student y adopte el valor P < 0,05 como probabilidad crítica.

Resultados

En la Tabla 1 se muestran los rasgos de la canal de los dos grupos genéticos investigados en este estudio. En particular, se identificaron diferencias (P < 0,01) en HCW, REA y BFT, con animales cruzados que exhibieron mayores valores, lo que sugiere un efecto de heterosis.

Variable¹NelloreF1 Angus x NelloreSEMValor P
Peso corporal final, kg545,47b615.09A7.32<.0001
HCW, kg286,87b325.12A3.26<.0001
REA, cm²75.17b90,48A1.66<.0001
BFT, mm5.72b9.16A0.620.001

Tabla 1: Características de la canal de los toros Nellore (Bos indicus) y F1 Angus-Nellore (Bos taurus × Bos indicus) terminados en corrales de engorde. a-b Diferentes letras minúsculas indican diferencias en P < 0,05. Abreviaturas: BW = peso corporal; HCW = peso de la canal caliente; REA = área de chuletón; BFT = espesor de la grasa dorsal; SEM = error estándar de la media.

También se realizaron comparaciones de los rasgos de calidad de la carne (Tabla 2) y no se encontraron diferencias para el pH de la carne, el enrojecimiento, la PL, la EVP y la CL (P > 0.05) entre los toros Nellore versus F1 Angus-Nellore. Sin embargo, los toros cruzados tuvieron mayor IMF, amarilleo, WHC y MFI que los toros Nellore (P < 0.05). En consecuencia, los rasgos de calidad de la carne de los toros Nellore se vieron afectados negativamente en términos de terneza, con mayor WBSF y DL (carne más dura), así como menor WHC y mayor humedad.

Variable¹NelloreF1 Angus x NelloreSEMValor P
pH5.585.630.060.122
Humedad, %74,51 A73,65 b0.210.017
NIRS del FMI, %3,79A5.11 ter0.250.002
Método gravimétrico del FMI, %1,95 A3.11 ter0.340.005
Ligereza (L*)31.57 A30,98 b0.580.008
Enrojecimiento (a*)14.9115.590.370.061
Amarillez (b*)5.61 A6.19 b0.170.003
Pérdida de purga, %23.1721.031.220.176
Pérdida por goteo, %3,96 A3.67 b0.050.039
Pérdida por evaporación, %22.924.221.150.122
Pérdida total de cocción, %26.828.081.040.764
WHC, %61.363.51.010.042
WBSF, kg4,68 A4.23 b0.170.002
Instituciones de Finanzas Independientes (64,95 A81.76 b1.540.005

Tabla 2: Características de la calidad de la carne de Nellore (Bos indicus) y F1 Angus-Nellore (Bos taurus × Bos indicus).  a-b Diferentes letras minúsculas indican diferencias en P < 0,05. Abreviaturas: IMF = contenido de grasa intramuscular; WBSF = Fuerza de corte de Warner-Blatzler; MFI = índice de fragmentación de miofibrillas; WHC = capacidad de retención de agua.

Las diferencias en la terneza de la carne también pueden asociarse con diferencias en MyHC IIa (P < 0,01) entre los grupos experimentales (Figura 1). Los toros F1 Angus-Nellore exhibieron una mayor abundancia de MyHC IIa en comparación con los toros Nellore. Estos hallazgos sugieren que, en el caso de los animales de Nellore, se produjo una modulación de las fibras glucolíticas rápidas (MyHC IIx) a las fibras glucolíticas de oxidación rápida (MyHC IIa). En contraste, para los animales F1 Angus-Nellore, esta modulación ocurrió con menor magnitud, mostrando un notable crecimiento hipertrófico de fibras glucolíticas rápidas (MyHC IIx). Por lo tanto, la expresión de las isoformas MyHC-IIa varió claramente entre estos grupos.

figure-results-1
Figura 1: Electroforesis de las isoformas de cadena pesada de miosina del músculo Longissimus thoracis . (A) Nellore y (B) toros F1 Angus-Nellore. (C) Porcentaje relativo de isoformas de MyHC en el músculo Longissimus thoracis de dos grupos experimentales (gel SDS-PAGE 7-10%). Abreviaturas: MyHC = cadena pesada de miosina; SDS-PAGE = electroforesis en gel de dodecilsulfato de sodio-poliacrilamida. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura suplementaria S1: Método para medir el grosor de la grasa dorsal (BFT) en la interfaz entre la grasa subcutánea y la grasa intermuscular. El proceso consiste en identificar puntos de referencia anatómicos específicos, incluido el borde medial "A" y un punto de tres cuartas partes a lo largo del ojo de la costilla y a la mitad de la "B". A continuación, se coloca una pinza perpendicular a la costilla especificada en el punto B, que se extiende hasta la interfaz entre la grasa subcutánea y la grasa intermuscular. El grosor de la grasa subcutánea se mide colocando el calibrador en ángulo recto con respecto a la línea de grasa subcutánea desde el punto de interfaz. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Discusión

Durante la evaluación de la canal, es crucial medir con precisión las características de crecimiento y calidad después de un período de enfriamiento de 48 h para obtener datos consistentes y comparables. Los dos modelos biológicos exhibieron rasgos divergentes de la canal, particularmente HCW, REA y BFT, que son consistentes con los hallazgos informados en otros estudios. El promedio de HCW de los toros Nellore se alinea con las preferencias del mercado brasileño, que prioriza una mayor producción de carne por unidad animal con menor contenido de grasa25. Por el contrario, el ganado mestizo (Bos taurus × Bos indicus) tiene un mayor peso en canal y mayores puntuaciones de marmoleado, lo que produce una carne de calidad sensorial superior. Esto satisface la demanda del mercado de carne vacuna de alto valor agregado, ya que estos atributos están asociados con los productos cárnicos premium26.

Los valores promedio de pH obtenidos, que oscilan entre 5,3 y 5,5, se alinean estrechamente con los valores de la literatura reportados para la carne de res27, que generalmente oscilan entre 5,3 y 5,6. Las variables de color L*, a*, b* son consistentes con los valores promedio para ganado vacuno observados en otros estudios 7,28. Estos estudios informaron variables de b*, a* y L* que variaron de 4,0 a 7,0, de 13 a 16 y de 30,0 a 32,0, respectivamente. En estos ensayos de calidad de la carne, la preparación de la muestra debe ser meticulosa, lo que implica el manejo adecuado de las muestras musculares, incluido un proceso de envejecimiento estandarizado y un tiempo de floración antes del análisis, para garantizar la uniformidad. Los protocolos de calibración y medición exigen que todos los dispositivos, como los medidores de pH y los colorímetros, se calibren con precisión antes de su uso para mantener la integridad de las mediciones.

El color de la carne es el resultado de la interacción del oxígeno con la mioglobina en el músculo, y la concentración de mioglobina parece ser proporcional al tamaño del animal29. Hallazgos similares fueron reportados por Purchas et al.30 para animales europeos (Bos taurus), donde observaron mayor enrojecimiento y amarilleo en la carne de ganado Angus de crecimiento rápido en comparación con los animales de crecimiento lento. Estudios previos han reportado la utilidad potencial de los parámetros de color (L*, a*, b*) como herramienta para predecir la terneza de la carne de vacuno tanto en animales europeos31 como cebúes32.

El examen del color de la carne es fundamental, ya que se encuentra entre los principales factores que tienen en cuenta los consumidores a la hora de comprar carne, junto con las consideraciones de seguridad alimentaria (origen y comercio del producto), el tipo y el tamaño del corte, así como la grasa y la grasa intramuscular (marmoleado). En consecuencia, para aumentar la probabilidad de que la carne sea tierna y jugosa, se recomienda a los consumidores que evalúen el color de la carne, el tamaño del corte y, en particular, el marmoleado o la grasa intramuscular y subcutánea33. Sin embargo, es evidente que el color ejerce la influencia más significativa en la toma de decisiones durante la compra de carne.

El valor promedio de WBSF obtenido se ubicó dentro del rango de 4.0 a 4.7 kg. El análisis objetivo de la terneza se ha empleado ampliamente para evaluar la terneza de la carne, ya que se considera relativamente rentable y no requiere panelistas ni pruebas sensoriales34. Dada la naturaleza subjetiva de las evaluaciones de los consumidores sobre la terneza de la carne de res, que está influenciada por IMF35, los métodos instrumentales son cruciales para predecir las calificaciones de terneza. Además, la sensibilidad de ciertos métodos, como la espectroscopia de infrarrojo cercano, requiere una calibración precisa y consistencia en la preparación de las muestras; Cualquier desviación puede dar lugar a lecturas inexactas.

El concepto original del instrumento WBSF ha sufrido algunos cambios desde los años 6036. En el contexto de la carne de vacuno, este método fue estandarizado por Wheeler et al.37. Según los autores, la preparación y la cocción de las muestras deben controlarse meticulosamente: las muestras se colocan en una rejilla sobre un refractario de vidrio y se cuecen hasta que alcanzan una temperatura interna de 71 °C. Después de la cocción, las muestras se enfrían, se pesan y se refrigeran a 4 °C durante 24 h para estabilizarlas antes de un análisis posterior. Las pérdidas de cocción se calculan utilizando fórmulas para la pérdida por goteo y la pérdida por evaporación, lo que garantiza que los cambios de peso debidos a la cocción se cuantifiquen con precisión. La medición de WBSF es un paso crucial, ya que implica el seccionamiento de ocho núcleos por muestra, con el promedio de seis valores de fuerza de cizallamiento informados después de excluir los extremos, lo que proporciona una medida confiable de la ternura de la carne. Las pérdidas totales de cocción en el presente estudio, representadas por la suma de EL y DL, fueron comparables a las reportadas en el ganado vacuno terminado con corral de engorde38. Además, es ampliamente aceptado que los cambios inducidos por el calor en el tejido conectivo contribuyen a un efecto ablandante. Los estudios han demostrado el impacto de la temperatura final de cocción sobre la terneza, revelando cambios en la estructura miofibrilar, por lo que tanto la ternura como la CL se ven afectadas por la desnaturalización de las proteínas39,40. Tales eventos químicos o moleculares pueden influir en las propiedades sensoriales debido a alteraciones en el WHC.

Los resultados observados con respecto a CL y WHC se alinean con las expectativas, ya que está bien establecido que la distribución y disponibilidad de agua en el músculo juegan un papel fundamental en la jugosidad, la ternura y el sabor41. En consecuencia, una DL más alta y una WHC más baja conducen a una carne más dura y menos jugosa, como se observó en este estudio para los toros Nellore.

Los análisis bioquímicos, como el MFI, se utilizan como indicador de la terneza de la carne. Los resultados obtenidos en el presente estudio confirman que el MFI en la carne de vacuno disminuye a medida que aumenta el valor de WBSF, lo que posiblemente indica una menor fragmentación miofibrilar en la carne más dura. Por lo tanto, MFI sirve como un indicador de la proteólisis de las fibras musculares, aumentando con la disminución de WBSF42. Los investigadores informaron que una tasa más alta de proteólisis miofibrilar condujo a un aumento de la sensibilidad en la carne de res43 y cordero44. Este ensayo bioquímico para la proteólisis postmortem implica la homogeneización de las muestras de LT en una solución tampón específica, seguida de centrifugación y resuspensión, con la concentración de proteína determinada mediante el método de biuret. A continuación, el MFI se mide mediante espectrofotometría, proporcionando un índice que refleja el grado de fragmentación miofibrilar. Estos pasos meticulosamente controlados garantizan la integridad y fiabilidad de los datos, cruciales para evaluar la calidad y el valor de mercado de los productos cárnicos.

Además, MFI puede explicar más del 50% de la variación en la terneza en la carne envejecida. Al estudiar diferentes razas o grupos, las variaciones en la ternura de la carne no dependen únicamente de factores genéticos. Particularmente para el músculo LT, como se indica en esta investigación, la variación de la sensibilidad se atribuye principalmente a la proteólisis de las proteínas miofibrilares y, en menor medida, a la longitud del sarcómero y al contenido de tejido conectivo45. Sin embargo, la relación entre WBSF y MFI puede servir como una herramienta valiosa para detectar problemas de terneza de la carne causados por los procesos de almacenamiento en frío postmortem en la industria cárnica. Es importante tener en cuenta que, si bien nuestro estudio proporciona información sobre las diferencias entre los tipos de razas, no constituye una evaluación genética exhaustiva debido al tamaño de la muestra y al alcance de nuestra investigación.

El análisis molecular requiere un control estricto de las condiciones de electroforesis y el posterior análisis de las isoformas de MyHC para garantizar la fiabilidad de la separación e identificación de proteínas. El cumplimiento de estos pasos críticos garantiza la solidez y la reproducibilidad de los hallazgos del estudio. El tipo de fibra muscular juega un papel fundamental en la modulación del crecimiento y los rasgos de terneza de la carne. Las proteínas MyHC son las proteínas más abundantes en el músculo bovino46 y se estudian comúnmente para el reconocimiento molecular de los tipos de fibra en cada músculo. Algunas isoformas de MyHC, como MyHC-IIx, se han sugerido como biomarcadores de la ternura de la carne en Bos taurus47. Sin embargo, ha habido estudios limitados que evalúan los genes que codifican MyHC y cuantifican sus isoformas en animales cebú (Bos indicus). La ausencia de la isoforma MyHC-IIb en los animales estudiados se alinea con los hallazgos reportados en estudios sobre la identificación y expresión de MyHC en el músculo esquelético de bovinos adultos48. En concreto, en el ganado vacuno de Nellore, estudios previos no pudieron detectar la presencia de la isoforma MyHC-IIb por electroforesis en el músculo LT. Esta isoforma es más común en las razas Bos taurus de doble músculo, como Blonde d'Aquitaine49.

La relación entre el tipo de fibra muscular y la ternura de la carne de res ha sido un tema de debate continuo. La variabilidad de la muestra es un factor importante, ya que las diferencias en la composición muscular y los tipos de fibra entre los animales pueden dar lugar a resultados inconsistentes. Los factores ambientales, como la dieta y las condiciones de manipulación, también desempeñan un papel crucial en la influencia de los rasgos de calidad de la carne. Estas limitaciones ponen de manifiesto la necesidad de un estricto control y estandarización en todo el proceso de medición para garantizar resultados fiables y comparables. De manera similar a los hallazgos del presente estudio, se ha reportado un efecto negativo de MyHC-I sobre la sensibilidad del músculo LT en bovinos Charolais50,51. Por el contrario, otros estudios han descrito un efecto positivo de MyHC-I sobre la terneza de la carne en varias razas, incluyendo Aubrac, Salers, Limousin, Charolais, Montbéliard, Holstein y Blonde d'Aquitaine 52,53,54. Los resultados divergentes encontrados en la literatura podrían atribuirse a las diferencias genotípicas y a las limitaciones de los métodos utilizados para la separación e identificación de esta isoforma en el músculo LT bovino. Además, los diferentes entornos de origen y dietas también podrían afectar la calidad de la carne y los rasgos del tipo de músculo.

Los análisis bioquímicos, en particular el MFI, arrojan luz sobre los mecanismos de terneza de la carne de vacuno post-mortem, mostrando el papel clave de los tipos de fibras musculares, las isoformas de cadena pesada de miosina y sus impactos en la terneza de la carne de vacuno. Se observa la ausencia de ciertas isoformas de MyHC en el ganado Bos indicus , con implicaciones para la variación de la terneza de la carne. En general, la compleja interacción de factores genéticos y bioquímicos regula la terneza de la carne de vacuno y pone de manifiesto la necesidad de realizar más investigaciones en esta área. La integración de múltiples métodos, como la medición de WBSF, el análisis de contenido IMF y la electroforesis de isoformas MyHC, ayuda a explicar las variaciones en la calidad de la carne. Los protocolos detallados descritos ofrecen pasos precisos para evaluar la calidad de la carne, asegurando que los procedimientos puedan ser replicados o adaptados con precisión por otros investigadores. Además, los hallazgos ofrecen valiosos conocimientos genéticos al destacar diferencias significativas en los rasgos de calidad de la carne entre Bos indicus y toros cruzados.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar. Los financiadores no participaron en el diseño del estudio, la recopilación y el análisis de datos, la decisión de publicar o la preparación del manuscrito.

Agradecimientos

Esta investigación fue financiada por la FAPESP (becas 2023/05002-3; 2023/02662-2 y 2024/09871-9), la CAPES (código financiero 001), el CNPq (304158/2022-4) y por el PROPE (beca IEPe-RC número 149) de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Estadual Paulista.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
AcetonaMerk, Darmstadt, AlemaniaCAS 67-64-1 | 100014soluciones utilizadas para las separaciones electroforéticas
Anticuerpo Anti-MYH-1Merk, Darmstadt, AlemaniaMABT846Sóleo de rata
Anticuerpo anti-miosinaAbcam, Massachusetts, Estados Unidosab37484Cadena pesada de miosina
Anticuerpo anti-miosina-2 (MYH2)Merk, Darmstadt, AlemaniaMABT840Extensor largo de los dedos (EDL)
Incubadora de demanda biológica de oxígeno (DBO)TECNAL, Sã o Paulo, BrasilTE-371/240LEnvejecimiento de la carne
Cloroformo; reactivo analítico absolutoSigma-Aldrich, Missouri, Estados Unidos67-66-3Grasa intramuscular
Sistema CIELabKonica Minolta Sensing, Tokio, JapónColorímetro CR-400Color de la carne
Coomassie BlueSigma-Aldrich, Missouri, Estados UnidosC.I. 42655)Cadena pesada de miosina
Eléctrico hornoVenâ ncio Aires, Rio Grande do Sul, BrasilTernura
EtanolMerk, Darmstadt, Alemania64-17-5soluciones utilizadas para las separaciones electroforéticas
Ácido etilendiaminotetraacéticoSigma-Aldrich, Missouri, Estados Unidos60-00-4Proteólisis post-mortem
Matraces de vidrioSigma-Aldrich, Missouri, Estadossoluciones utilizadas para la Separaciones electroforéticas
GlycineSigma-Aldrich, Missouri, Estados UnidosG6761cadena pesada de miosina
- FoodScanFoss NIRSystems, Madson, Estados UnidosFoodScan™ 2Grasa intramuscular
Cloruro de magnesioSigma-Aldrich, Missouri, Estados Unidos  7786-30-3Proteólisis post-mortem
MercaptoetanolSigma-Aldrich, Missouri, Estados UnidosM6250Cadena pesada de miosina
Metanol, reactivo analítico absolutoSigma-Aldrich, Missouri, Estados Unidos67-56-1Medidor de pH de grasa intramuscular
LineLab, Sã o Paulo, BrasilAKLA 71980Meat pH
PlusOne 2-D Quant KitHealthcareCódigo del producto 80-6483-56Proteólisis post-mortem
PolipropilenoSigma-Aldrich, Missouri, Estadossoluciones utilizadas para las separaciones electroforéticas
Cloruro de potasioSigma-Aldrich, Missouri, Estados Unidos7447-40-7Proteólisis
post-mortemFosfatode potasio Sigma-Aldrich, Missouri, Estados UnidosP0662Proteólisis post-mortem
R softwareViena, Austriaversión 3.6.2
Análisis de datos Azida de sodioSigma-Aldrich, Missouri, Estados Unidos26628-22-8Proteólisis post-mortem
Dodecil sulfato de sodio ( SDS)Sigma-Aldrich, Missouri, Estados Unidos822050cadena pesada de miosina
Perkin Elmer, Shelton, Estados UnidosPerkin Elmer
Lambda 25 UV/Vis		proteólisis post-mortem
SAS, Cary, Carolina del Norte, Estados Unidosversión 9.1,Análisisde datos
Analizador de texturasAMETEK Brookfield, Massachusetts, Estados Unidos
Estados		CTXTernura de la carne
Tris(hidroximetil)aminometanoSigma-Aldrich, Missouri, Estados Unidos77-86-1Ultracongelador de cadena pesada de miosina
Indrel Scientific, Londrina, Paraná, Brasil.INDREL IULT 335 D - LCDAlmacenamiento de muestras
Agua ultrapuraElga PURELAB Soluciones de sistema ultra iónicasutilizadas para las separaciones electroforéticas
Mezclador de alto cizallamiento Ultra-TurraxMarconi – MA102/E, Piracicaba, Sã o Paulo, BrasilProteólisis post-mortem
de la carne Unidos Espectroscopia infrarroja de GE Unidos Espectrofotómetro de Sistema de análisis estadístico de

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