Artículo de método

Estudio del movimiento dental ortodóncico en ratones

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DOI:

10.3791/66884

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2 de agosto de 2024

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1Department of Oral Diagnosis and Pathology, School of Dentistry, Universidade Federal do Rio de Janeiro, 2Department of Restorative Dentistry, School of Dentistry, Universidade Federal de Minas Gerais, 3Department of Physiology and Biophysics, Biological Science Institute, Universidade Federal de Minas Gerais, 4Private Clinic, 5Department of Metallurgical and Materials Engineering, School of Engineering, Universidade Federal de Minas Gerais, 6Laboratory of Immunopharmacology, Department of Biochemistry and Immunology, Biological Science Institute, Universidade Federal de Minas Gerais, 7Department of Orthodontics, School of Dental Medicine, University of Pittsburgh, 8Department of Oral Surgery, Pathology and Clinical Dentistry, School of Dentistry, Universidade Federal de Minas Gerais

En este artículo

Resumen

Aquí, presentamos un protocolo para estudiar el movimiento dental ortodóncico (OTM), que sirve como modelo adecuado para investigar los mecanismos de adaptación ósea, resorción radicular y la respuesta de las células óseas a estímulos mecánicos. Esta guía completa proporciona información detallada sobre el modelo OTM, la adquisición de microtomografías computarizadas y el análisis posterior.

Resumen

El movimiento dental ortodóncico (OTM) representa un proceso dinámico en el que el hueso alveolar sufre reabsorción en los sitios de compresión y deposición en los sitios de tensión, orquestados por osteoclastos y osteoblastos, respectivamente. Este mecanismo sirve como un modelo valioso para estudiar varios aspectos de la adaptación ósea, incluida la reabsorción radicular y la respuesta celular a los estímulos de fuerza mecánica. El protocolo descrito aquí ofrece un enfoque sencillo para investigar OTM, estableciendo 0,35 N como la fuerza óptima en un modelo de ratón que emplea un resorte helicoidal de níquel-titanio (NiTi). Utilizando el análisis de tomografía microcomputarizada, cuantificamos la OTM evaluando la discrepancia en la distancia lineal en la unión cemento-esmalte. La evaluación también incluyó un análisis de la reabsorción radicular inflamatoria inducida por la ortodoncia, evaluando parámetros como la densidad mineral de la raíz y el porcentaje de volumen radicular por volumen total. Este protocolo integral contribuye a avanzar en nuestra comprensión de los procesos de remodelación ósea y mejora la capacidad de desarrollar estrategias efectivas de tratamiento ortodóncico.

Introducción

El remodelado óseo es un proceso continuo orquestado por osteoclastos, osteoblastos, células de revestimiento óseo y osteocitos, esenciales para mantener la integridad del esqueleto adulto 1,2. Impulsado principalmente por la diferenciación y actividad de osteoclastos y osteoblastos, este proceso dinámico implica la reabsorción y deposición de hueso, desencadenada por el estrés mecánico y la carga 3,4,5.

Los experimentos con animales desempeñan un papel fundamental en la elucidación de los intrincados mecanismos biológicos y celulares que subyacen al movimiento dental ortodóncico (OTM)6,7. Este proceso involucra una amplia gama de tipos de células, como osteoblastos, osteoclastos, osteocitos, fibroblastos y células inmunitarias como macrófagos y células T, situadas dentro de la mandíbula y el ligamento periodontal 7,8. Estas células responden dinámicamente a estímulos mecánicos y cambios en el medio local, influyendo en la composición y arquitectura del hueso circundante 7,8. Además, también desencadenan una respuesta inflamatoria a nivel celular, aunque no haya patógenos presentes. Esta respuesta inflamatoria desempeña un papel en el aumento del recambio del tejido óseo9.

Se han utilizado varios modelos animales, incluyendo ratones, ratas, conejos, perros y monos, en estudios experimentales de OTM 7,8,10. Entre estos, los roedores, particularmente los ratones, son los preferidos para investigar las fases iniciales del movimiento dental y la remodelación ósea6. Investigaciones previas han enfatizado las ventajas del uso de modelos de ratón sobre modelos de rata, principalmente debido a la amplia disponibilidad de cepas genéticamente modificadas, lo que permite una exploración detallada de las influencias genéticas en OTM 7,11. Actualmente, se emplean dos modelos principales para inducir el movimiento de los dientes en ratones. El primer método consiste en insertar un resorte helicoidal de níquel-titanio (NiTi) entre el primer molar superior y los incisivos superiores 4,12. El segundo abordaje consiste en colocar una banda elástica dentro del espacio interdental entre el primer y el segundo molar superior13. Los resultados primarios analizados suelen incluir la magnitud del movimiento dental y la microarquitectura ósea, evaluada preferentemente mediante microtomografía computarizada (micro-TC)14. Idealmente, la evaluación de la integridad de las raíces dentales es importante para garantizar que se empleen las fuerzas adecuadas para producir OTM4.

Si bien la micro-TC es ampliamente reconocida como el estándar de oro para evaluar la microarquitectura de los tejidos mineralizados14, la ausencia de metodologías y protocolos estandarizados para escanear, analizar y reportar datos a menudo presenta desafíos para discernir los procedimientos precisos empleados, interpretar los resultados y facilitar las comparaciones entre diferentes modelos de OTM14,15.

Aquí, presentamos una guía paso a paso para el modelo de ratón OTM, incluida la adquisición de micro-CT y el análisis de OTM, microestructura ósea y raíces dentales. Este método consiste en aplicar una fuerza mecánica controlada al primer molar para inducir el movimiento dentro de la mandíbula. La selección de este método se deriva de varios factores, como la viabilidad, la relevancia y la precisión. Este enfoque permite un análisis cuantitativo detallado, proporcionando información valiosa sobre los procesos biológicos que subyacen al movimiento de los dientes ortodóncicos y facilitando el desarrollo de mejores estrategias de tratamiento ortodóncico en el futuro.

Protocolo

Todos los procedimientos se adhirieron estrictamente a las normas éticas establecidas por el Comité de Ética de la Universidad Federal de Minas Gerais (n.º 166/2022). Antes de cada experimento, es obligatorio calcular el tamaño de la muestra. Utilice ratones machos de tipo salvaje C57BL6/J de 8 a 10 semanas de edad con un peso aproximado de 20 a 30 g. Los ratones deben estar alojados en una jaula dentro de una habitación mantenida a 25 °C, siguiendo un ciclo de 12 h de luz/12 h de oscuridad. Después de la fijación de la bobina, el animal debe alimentarse con una dieta blanda. El control diario debe incluir evaluaciones del peso corporal y la salud general.

1. Remodelado óseo alveolar inducido mecánicamente

  1. Usando alicates de corte distal, corte el resorte de bobina abierta NiTi de 0.25 x 0.76 pulgadas a las siguientes dimensiones de seis bucles y dos extremos en forma de bucle colocados perpendicularmente al resorte con alicates ortodónticos Weingart.
  2. Dé la forma al alambre redondo de cromo-níquel (CrNi) de 0,20 mm de diámetro a la configuración deseada con extremos en forma de bucle utilizando pinzas Mathieu y un instrumento de forma redonda como referencia de tamaño.
  3. Junte los extremos en forma de bucle de la bobina y el alambre CrNi redondo de 0,20 mm.
  4. Anestesiar al animal con una inyección intraperitoneal de 0,2 mL de solución que contiene xilacina (10 mg/Kg) y ketamina (100 mg/Kg). Antes de comenzar el procedimiento, evalúe la profundidad de la anestesia utilizando el reflejo del pedal. Pellizque cuidadosamente uno de los dedos del animal con unas pinzas. La ausencia de reflejo indica un plano adecuado de anestesia general. Para evitar lesiones corneales y dolor postoperatorio, aplique un lubricante ocular después de anestesiar al animal.
  5. Coloque al animal en decúbito dorsal sobre una mesa quirúrgica, inmovilizando sus extremidades para restringir el movimiento y permitir el acceso intraoral.
  6. Utilice un abridor de boca, hecho de alambre de 0,50 mm de diámetro y asegurado con un alambre de 0,08 mm, para facilitar la visualización completa y evitar el movimiento de la cabeza. Utilice el lado derecho como el lado experimental (lado OTM) y el lado izquierdo como el control sin una bobina ortodóntica (lado de control).
    NOTA: La visualización mejorada de las estructuras intraorales debe lograrse utilizando un microscopio estereoscópico y un sistema de luz óptica.
  7. Limpie y grabe las superficies del primer molar e incisivo derecho con acetona y una imprimación autograbante, respectivamente. El sistema es autograbado, por lo que no requiere un acondicionamiento previo con ácido.
    1. Aplique la imprimación en un solo paso, que también funciona simultáneamente como ácido y adhesivo. Con un micropincel, recoja una pequeña cantidad de imprimación autograbante y aplíquela en la superficie oclusal del primer molar superior y los incisivos. En este paso se debe tener cuidado para que la imprimación autograbante no llegue a la superficie proximal entre los primeros y segundos molares, ya que esto podría hacer que los elementos dentales se peguen entre sí, impidiendo el movimiento de los dientes. Fotopolimerizar la imprimación en la superficie oclusal de los molares e incisivos durante 30 s.
  8. Fije el extremo distal de un muelle helicoidal abierto NiTi de seis bucles a la superficie oclusal del primer molar maxilar derecho con resina fotopolimerizable y fotopolimerización durante 30 s. Agregue un incremento adicional de resina al borde del alambre para evitar daños a los ratones y fotocure durante 30 s.
  9. Active la bobina utilizando un aparato específicamente diseñado que consta de un riel y un mecanismo de manivela conectado a la mesa quirúrgica. Esto permite que el movimiento longitudinal se deslice hacia adelante y hacia atrás.
  10. Conecte el extremo en forma de bucle libre del cable redondo de 0,20 mm al gancho del medidor de tensión.
  11. Al activar la manivela, mueva la mesa quirúrgica a lo largo del riel hasta que el dinamómetro registre una fuerza de 0,35 N.
  12. Une el alambre redondo de 0,20 mm a ambos incisivos superiores para anclar la bobina. No se realizan más reactivaciones durante el período experimental. Corta el cable para separar al animal del dinamómetro.  Agregue otro incremento de resina para que el borde metálico del dispositivo no quede expuesto y no lastime al animal. Fotopolimerización durante 30 s. Desmonta el animal de la mesa.
  13. El primer molar superior derecho con un dispositivo que impone una fuerza de 0,35 N en la dirección mesial consiste en el lado experimental. Utilizar el lado izquierdo del maxilar (sin aparato ortodóncico) como control 4,16.
  14. Mantenga este dispositivo durante un período de 12 días sin que sea necesario activarlo. No use ningún medicamento para el control del dolor. El movimiento ortodóntico se produce a través de un proceso inflamatorio, y la medicación para aliviar el dolor puede afectar negativamente a la cascada de ácido araquidónico, afectando a la tasa de remodelación ósea y potencialmente invalidando los resultados.
  15. Una vez finalizada la cirugía, tratar a los animales con una inyección subcutánea de solución salina para evitar la deshidratación durante el periodo de adaptación con el dispositivo. Mantener al animal en una jaula individual con calefacción hasta que esté completamente recuperado y solo después de este período colocar al animal en jaulas colectivas.
  16. Sacrificar al ratón a los 12días mediante sedación con inyección intraperitoneal de una solución de 0,2 mL que contiene xilacina (10 mg/Kg) y ketamina (100 mg/Kg) seguida de decapitación con tijeras afiladas.

2. Mediciones de micro-TC

  1. Extraiga el hueso maxilar con tijeras afiladas cortando todo el tejido blando, el hueso cigomático en el plano sagital y la sutura frontonasal y la sincondrosis esfenooccipital en el plano coronal. Sumergir el hueso maxilar en formol tamponado neutro al 10% (pH=7,4) durante un periodo de fijación de 48 h. Después de este período, cambie la solución de formaldehído a 70% de alcohol.
  2. Realice una exploración micro-CT del hueso maxilar con los siguientes parámetros para exploraciones de alta resolución: tamaño de vóxel isotrópico de 9 a 18 μm, configuración de rayos X de 50 kV, filtro de aluminio de 0,5 mm y ángulo de rotación de 0,5°. Se puede colocar más de una mandíbula durante la exploración por microCT.
  3. Reconstruir las imágenes adquiridas utilizando el programa de reconstrucción por microtomografía indicado por el fabricante de la microtomografía computarizada (microTC) utilizada17.
  4. Coloque las imágenes reconstruidas utilizando el programa de inspección 3D indicado por el fabricante de la microtomografía utilizada.
  5. Cuantificar la OTM midiendo la diferencia de distancia lineal entre la unión cemento-esmalte (CEJ) de los primeros y segundos molares del hemimaxilar derecho (lado OTM) en relación con el hemimaxilar izquierdo (lado control). Utilice el software de análisis de microCT adecuado con la herramienta de línea para esta medición 17,18,19,20.
  6. Verifique las muestras para detectar la presencia de reabsorción radicular inflamatoria inducida por ortodoncia (OIIRR). Seleccione la región de interés (ROI) de la raíz disto-vestibular del primer molar maxilar mediante un método de contorno manual de la región anatómica de interés irregular. Mida los siguientes parámetros: densidad mineral radicular (RMD; g/cm3) y porcentaje de volumen radicular por volumen total (RV/TV; %). Utilice el software de análisis de microCT adecuado con la herramienta volumétrica 3D para esta medición16,21.
  7. Realizar la reconstrucción del primer molar maxilar con el software Mimics y analizar los datos obtenidos para extraer conclusiones sobre OTM y OIIRR en el modelo experimental16,21.

Resultados

Este protocolo permite la investigación de un modelo de ratón OTM utilizando un muelle helicoidal de NiTi. Con una fuerza de 0,35 N aplicada, la distancia media de CEJ en el lado control entre los primeros y segundos molares fue de 243,69 μm (Figura 1A, línea A), mientras que en el lado OTM se midió en 284,66 μm (Figura 1A, línea B). La diferencia entre el OTM y el lado control fue de 40,97 μm (Figura 1B). La distancia lineal entre el CEJ entre el primer y el segundo molar del hemimaxilar derecho (lado OTM) y el hemimaxilar izquierdo (lado control) se midió en al menos seis secciones diferentes con la herramienta de línea utilizando el software de análisis de microCT adecuado. El valor medio de las seis mediciones del lado OTM se restó del valor medio del lado control para generar el resultado del OTM (Figura 1).

En cuanto a la OIIRR, se demostraron valores de RV/TV y DMR dentales tanto en el lado control (71,02 ± 10,11% y 1,071 ± 0,1536 g/cm2, respectivamente) como en el lado OTM (73,38 ± 6,162% y 1,048 ± 0,2119 g/cm2 μm, respectivamente; Figura 2).

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Figura 1: Movimiento dental ortodóncico (OTM). (A) Imagen representativa de los lados de control y OTM. (B) Resultados de la distancia CEJ de los lados de control y OTM y la diferencia entre la distancia resultante en la distancia OTM. Se aplicó una fuerza de 0,35 N en la dirección mesial del primer molar superior derecho utilizando un resorte helicoidal de NiTi, y el punto final del estudio fue el 12º día. Media ± desviación estándar de los resultados de OTM generados a partir de 10 ratones. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 2: Imagen representativa de la región de interés (ROI) seleccionada. Se muestra el ROI de la raíz disto-vestibular del primer molar maxilar, que se seleccionó utilizando una región anatómica irregular de interés dibujada mediante el método de contorneado manual para analizar la densidad mineral de la raíz (RMD; g/cm3) y el porcentaje de volumen de la raíz por volumen total (RV/TV; %). Se generaron resultados de media ± desviación estándar a partir de 10 ratones. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

Aquí, describimos un protocolo estandarizado diseñado para dilucidar los mecanismos celulares y moleculares que subyacen a la remodelación ósea durante la OTM. Una comprensión profunda de estos mecanismos en ratones requiere un protocolo meticulosamente planificado para garantizar la precisión y la fiabilidad 7,11. Los estudios realizados por nuestro grupo de investigación han demostrado que este protocolo reduce eficazmente la variabilidad del operador al incorporar un manómetro de tensión y un aparato especialmente diseñado, estableciendo 0,35 N como la fuerza óptima para OTM en un modelo de ratón 4,16,17,18,19,20 . Para mejorar la eficacia de los procedimientos experimentales y maximizar el uso de muestras animales, las muestras utilizadas para el análisis de micro-TC también pueden someterse a un procesamiento para la histología de rutina. Posteriormente, la OTM puede ser evaluada en secciones de 5 μm, utilizando el CEJ como punto de referencia para las mediciones16,19. La tinción con hematoxilina y eosina, junto con técnicas especializadas como la fosfatasa ácida resistente al tartrato (TRAP) y el tricrómico de Masson, también sirven como métodos efectivos para evaluar la integridad de la raíz y cuantificar osteocitos, osteoclastos y osteoblastos dentro de las regiones de interés 4,5,16.

Las alteraciones dinámicas en la microestructura del hueso alveolar durante la OTM en roedores se han investigado utilizando sistemas de micro-CT. Estas evaluaciones tienen como objetivo ofrecer información valiosa para el tratamiento clínico ortodóncico14,15. El micro-CT es una técnica analítica capaz de capturar estructuras internas con alta resolución y precisión a nivel de micras. Este método permite la reconstrucción de especímenes a pequeña escala en imágenes 3D detalladas, lo que permite un análisis cualitativo y cuantitativo preciso de las muestras22. De acuerdo con estudios previos, la OTM se evaluó cuantificando la discrepancia lineal entre la CEJ de los primeros y segundos molares del hemimaxilar derecho en comparación con el hemimaxilar izquierdo 17,18,19,20. En el contexto de las imágenes dentales, la micro-TC presenta varias ventajas. Puede identificar pequeños defectos en las superficies radiculares, medir con precisión los cambios dentales lineales y evaluar la morfología ósea trabecular y cortical22,23. Cabe destacar que la guía actual para evaluar la microestructura ósea en roedores mediante micro-TC enfatiza el conjunto mínimo de variables recomendadas para describir la morfometría ósea trabecular y cortical23. Además, es crucial analizar la ocurrencia de OIIRR, una complicación grave durante el tratamiento ortodóncico16,21. Los investigadores deben evaluar la intensidad de la reabsorción radicular, ya que la presencia de OIIRR indica que la fuerza aplicada puede ser excesiva, requiriendo ajustes 16,21.

El cumplimiento de los pasos críticos en la investigación de OTM en modelos animales es esencial para obtener resultados fiables. Esto incluye una selección cuidadosa de los animales, teniendo en cuenta factores como la tensión, la edad, el metabolismo óseo, la tasa de crecimiento y los antecedentes genéticos. La elección de modelos animales influye significativamente en los resultados de los estudios, ya que las variaciones en estos factores afectan la fisiología ósea y la respuesta a las fuerzas ortodóncicas6. El momento de la eutanasia de los animales también es fundamental porque captura etapas específicas de la remodelación ósea en respuesta a las fuerzas ortodóncicas. Por ejemplo, Taddei et al.4 realizaron análisis moleculares a las 0, 12 y 72 horas, con análisis histopatológico a los 6 días, lo que permitió evaluar los cambios temporales en los marcadores de remodelado óseo durante la OTM. Además, se han investigado las variaciones relacionadas con la edad en la OTM, arrojando luz sobre cómo el envejecimiento afecta a los procesos de remodelación ósea23.

El uso de un muelle helicoidal de NiTi, aunque eficaz para inducir el movimiento de los dientes, presenta ciertos inconvenientes que pueden afectar al bienestar animal y a los resultados experimentales. Se observa que la inserción de un resorte helicoidal de NiTi requiere más tiempo y es técnicamente más exigente en comparación con métodos alternativos, como el uso de bandas elásticas7. Este aumento de la complejidad puede conducir a un mayor riesgo de lesiones durante la inserción, lo que a su vez puede resultar en efectos adversos como una mayor pérdida de peso corporal después del procedimiento y una tasa de mortalidad elevada entre los animales7. En nuestra experiencia, el monitoreo diario de los animales y la implementación de medidas de apoyo, como el ablandamiento de la alimentación, han demostrado ser fundamentales para minimizar los efectos adversos asociados con el uso de resortes helicoidales de NiTi para OTM en modelos animales. Estas medidas no solo contribuyen al bienestar de los animales, sino que también mejoran la confiabilidad y validez de los resultados experimentales al reducir los factores de confusión y garantizar la consistencia en los protocolos de investigación 4,16,17,18,19,20.

El empleo de OTM en ratones, combinado con el análisis de micro-CT, ofrece un modelo adecuado para sondear los mecanismos de adaptación ósea, reabsorción radicular y respuestas celulares a estímulos de fuerza mecánica. Este enfoque integrado proporciona información valiosa sobre los intrincados procesos que subyacen al tratamiento ortodóncico y facilita el desarrollo de nuevas estrategias e intervenciones terapéuticas.

Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.

Agradecimientos

Deseamos expresar nuestro sincero agradecimiento a la Srta. Beatriz M. Szawka por su contribución al diagrama esquemático y a la Sra. Ilma Marçal de Souza por su apoyo técnico. J.A.A.A. es beneficiaria de una beca otorgada por la Fundação Carlos Chagas Filho de Amparo à Pesquisa do Estado do Rio de Janeiro (FAPERJ, E-26/200.331/2024), Brasil. Este estudio contó con el apoyo del Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (406928/2023-1), la Fundação de Amparo a Pesquisa do Estado de Minas Gerais y la Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (código de finanzas 001), Brasil. Los autores agradecen al Prof. Dr. Eduardo H. M. Nunes, de LabBio/UFMG, por el análisis de microtomografía radiofónica.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
AcetonaSigma-Aldrich67-64-1
Alicate de corte distalQuinelatoQO.700.00
DinamómetroSHIMPOFGE-5XY
Iluminador de Fibra ÓpticaCole-ParmerN/A
ketaminaSyntec100477-72-3
NiTi muelle de bobina abierta 0,25 x 0,76Ortodoncia Lancer
Ø 0,20 mm redondo cromo-níquel (CrNi)Morelli55.01.208
redondo CrNi alambre ortodóntico elástico duro Ø 0.50 mm (.020 pulg.)Morelli55.01.050
Alambre de amarre redondo CrNi y barra diagonal; 0.20 mm (.008 pulg.)Morelli55.01.208
Microscopioestereoscópico QuimisQ7740SZ
Transbond Plus Imprimación Autograbado3MLE-Q100-1004-7
Alicate WeingartQuinelatoQO.120.00
XilacinaSyntec23076-35-9
Análisis MicroCT
Skyscan 1174v2Bruker1174v2
Software
NReconSkyscanN/A
DataViewerSkyscanN/A
CTAnSkyscanN/A
MimicsMaterialiseN/A

Referencias

  1. Kohli, N., et al. Bone remodelling in vitro: Where are we headed?: -A review on the current understanding of physiological bone remodelling and inflammation and the strategies for testing biomaterials in vitro. Bone. 110, 38-46 (2018).
  2. Epsley, S., et al. The effect of inflammation on bone. Front Physiol. 11, 511799(2021).
  3. Bolamperti, S., Villa, I., Rubinacci, A. Bone remodeling: an operational process ensuring survival and bone mechanical competence. Bone Res. 10 (1), 48(2022).
  4. Taddei, S. R., et al. Experimental model of tooth movement in mice: a standardized protocol for studying bone remodeling under compression and tensile strains. J Biomech. 45 (16), 2729-2735 (2012).
  5. Guerrero, J. A., et al. Maxillary suture expansion: A mouse model to explore the molecular effects of mechanically-induced bone remodeling. J Biomech. 108, 109880(2020).
  6. Ibrahim, A. Y., Gudhimella, S., Pandruvada, S. N., Huja, S. S. Resolving differences between animal models for expedited orthodontic tooth movement. Orthod Craniofac Res. 20, Suppl 1 72-76 (2017).
  7. Kirschneck, C., Bauer, M., Gubernator, J., Proff, P., Schröder, A. Comparative assessment of mouse models for experimental orthodontic tooth movement. Sci Rep. 10 (1), 12154(2020).
  8. Huang, H., Williams, R. C., Kyrkanides, S. Accelerated orthodontic tooth movement: molecular mechanisms. Am J Orthod Dentofac Ortho. 146 (5), 620-632 (2014).
  9. Ariffin, S. H. Z., Yamamoto, Z., Abidin, I. Z., Wahab, R. A. M., Ariffin, Z. Cellular and molecular changes in orthodontic tooth movement. Sci World J. 11, 1788-1803 (2011).
  10. Alhasyimi, A. A., Pudyani, P. P., Asmara, W., Ana, I. D. Enhancement of post-orthodontic tooth stability by carbonated hydroxyapatite-incorporated advanced platelet-rich fibrin in rabbits. Orthod Craniofac Res. 21, 112-118 (2018).
  11. Klein, Y., et al. Immunorthodontics: in vivo gene expression of orthodontic tooth movement. Sci Rep. 10 (1), 8172(2020).
  12. Fujimura, Y., et al. Influence of bisphosphonates on orthodontic tooth movement in mice. Eur J Orthod. 31 (6), 572-577 (2009).
  13. Waldo, C. M., Rothblatt, J. M. Histologic response to tooth movement in the laboratory rat; procedure and preliminary observations. J Dental Res. 33 (4), 481-486 (1954).
  14. Chavez, M. B., et al. Guidelines for micro-computed tomography analysis of rodent dentoalveolar tissues. JBMR Plus. 5 (3), e10474(2021).
  15. Trelenberg-Stoll, V., Wolf, M., Busch, C., Drescher, D., Becker, K. Standardized assessment of bone micromorphometry around teeth following orthodontic tooth movement: A µCT split-mouth study in mice. J Orofac Ortho. 83 (6), 403-411 (2022).
  16. Santos, M. S., et al. Targeting phosphatidylinositol-3-kinase for inhibiting maxillary bone resorption. J Cell Physiol. 238 (11), 2651-2667 (2023).
  17. Macari, S., et al. Oestrogen regulates bone resorption and cytokine production in the maxillae of female mice. Arch Oral Biol. 60 (2), 333-341 (2015).
  18. Macari, S., et al. Lactation induces increases in the RANK/RANKL/OPG system in maxillary bone. Bone. 110, 160-169 (2018).
  19. Pereira, L. J., et al. Aerobic and resistance training improve alveolar bone quality and interferes with bone-remodeling during orthodontic tooth movement in mice. Bone. 138, 115496(2020).
  20. Silva, F. R. F., et al. Protective effect of bovine milk extracellular vesicles on alveolar bone loss. Mol Nutri Food Res. 68 (3), 2300445(2024).
  21. Amaro, E. R. S., et al. Estrogen protects dental roots from orthodontic-induced inflammatory resorption. Arch Oral Biol. 117, 104820(2020).
  22. Xu, X., Zhou, J., Yang, F., Wei, S., Dai, H. Using micro-computed tomography to evaluate the dynamics of orthodontically induced root resorption repair in a rat model. PLoS One. 11 (3), e0150135(2016).
  23. Bouxsein, M. L., et al. Guidelines for assessment of bone microstructure in rodents using micro-computed tomography. J Bone Mineral Res. 25 (7), 1468-1486 (2010).
  24. Kanou, K., et al. Effect of age on orthodontic tooth movement in mice. J Dent Sci. 19 (2), 828-836 (2024).

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