Method Article

Un método integrado para crear optrodes electrofisiológicos flexibles y convenientes para el registro in vivo en múltiples regiones

DOI:

10.3791/67071

⸱

November 21st, 2024

 ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Medical Neurobiology and MOE Frontiers Center for Brain Science, Institutes of Brain Science, Fudan University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hemos desarrollado un enfoque simplificado y rentable para la fabricación de electrodos y hemos realizado grabaciones de señales en múltiples regiones en ratones que se mueven libremente. El uso de la optogenética, junto con la electrofisiología multirregional y el registro de señales de calcio, permitió la revelación de las actividades neuronales en todas las regiones del modelo de convulsiones.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La epilepsia es un trastorno neurológico caracterizado por descargas anormales sincronizadas que involucran múltiples regiones cerebrales. Las lesiones focales facilitan la propagación de señales epilépticas a través de circuitos neuronales asociados. Por lo tanto, el registro in vivo del potencial de campo local (LFP) de las regiones críticas del cerebro es esencial para descifrar los circuitos involucrados en la propagación de las convulsiones. Sin embargo, los métodos actuales para la fabricación e implantación de electrodos carecen de flexibilidad. Aquí, presentamos un dispositivo práctico diseñado para registros electrofisiológicos (LFP y electroencefalografía [EEG]) en múltiples regiones. Además, integramos a la perfección la manipulación optogenética y el registro de señalización de calcio con el registro LFP. Se observaron fuertes secreciones posteriores en varias regiones separadas durante las convulsiones epilépticas, acompañadas de un aumento de la señalización de calcio. El enfoque utilizado en este estudio ofrece una estrategia conveniente y flexible para las grabaciones neuronales sincrónicas en diversas regiones del cerebro. Tiene el potencial de avanzar en la investigación sobre los trastornos neurológicos al proporcionar información sobre los perfiles neuronales de múltiples regiones involucradas en estos trastornos.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La epilepsia es una afección neurológica común caracterizada por convulsiones recurrentes, que se manifiestan como convulsiones, alteraciones sensoriales y pérdidadel conocimiento. Los mecanismos fisiopatológicos subyacentes a la epilepsia son complejos e involucran múltiples regiones cerebrales interconectadas 2,3. Los avances recientes en neuroimagen han arrojado luz sobre las redes a gran escala implicadas en la epilepsia 4,5. Sin embargo, la comprensión de los intrincados circuitos y mecanismos de red que subyacen a la generación y propagación de la epilepsia sigue siendo limitada, en parte debido a la insuficiente aplicación de técnicas de registro neuronal multirregional6. Por lo tanto, es imperativo desarrollar un método flexible e integrado capaz de monitorear simultáneamente la actividad neuronal en regiones cerebrales dispares.

Se realizan registros electrofisiológicos para capturar las convulsiones y determinar la presencia de epilepsia7. Excepto para el registro de la actividad electrofisiológica, existe un énfasis creciente en la actividad precisa del calcio de poblaciones neurales específicas en los estudios de epilepsia 8,9. Los avances en la síntesis de indicadores de calcio y varios diseños de sondas han llevado a los investigadores a adoptar la fotometría de fibra para capturar los cambios en la actividad neuronal y las sustancias neuronales dentro del cerebro10,11. Los dos métodos independientes de detección de la actividad neuronal, a saber, la electrofisiología y el registro de fotometría de fibras, se complementan entre sí, lo que facilita una comprensión más completa de los procesos neuronales dinámicos.

Además, el registro sincrónico y la modulación de la actividad neuronal son fundamentales para obtener información sobre el funcionamiento del cerebro tanto a nivel de red como celular. Este enfoque permite a los investigadores observar y manipular los complejos procesos del cerebro en tiempo real. La optogenética se ha convertido en una herramienta indispensable para sondear la señalización neuronal, debido a su capacidad distintiva para la estimulación o inhibición selectiva12. A pesar de las amplias aplicaciones del registro electrofisiológico multicéntrico en neurociencia13, la integración del registro electrofisiológico multirregional con la fotometría de fibras y la manipulación optogenética sigue siendo limitada. Más importante aún, los métodos actuales para fabricar e implantar electrodos multirregionales carecen de flexibilidad14. Estas limitaciones obstaculizan nuestra capacidad para diseccionar funciones e interacciones de circuitos específicos en múltiples regiones. Aquí, presentamos un enfoque de registro in vivo multirregional rentable y conveniente que arroja luz sobre los procesos neuronales en todas las regiones en las convulsiones inducidas por la combustión y otros trastornos neuropsiquiátricos.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo recibió la aprobación del Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Fudan y se llevó a cabo siguiendo las pautas y regulaciones diseñadas por la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de los Institutos Nacionales de Salud. Se implementaron todas las medidas posibles para minimizar el número de animales utilizados en este estudio. El tiempo necesario para realizar cada paso se incluye en los pasos respectivos.

1. Preparación de los electrodos (Figura 1)

  1. Corte una longitud adecuada de alambre de tungsteno (~20 mm) y queme la capa de aislamiento en un extremo para exponer el alambre de tungsteno (1,6-2 mm). Doble el otro extremo del alambre en forma de "L" (vea la Figura 1A, ~ 1 min)
  2. Coloque con cuidado el extremo "L" del alambre de tungsteno sobre la fibra óptica (consulte la Figura 1B, ~ 1 min).
    NOTA: El alambre de tungsteno debe ser 0,2-0,4 mm más largo que la punta de la fibra óptica.
  3. Sumerja una gota de adhesivo y aplíquela a la interfaz de la fibra óptica y el alambre de tungsteno (consulte la Figura 1C, ~ 1 min). Debido a la tensión superficial del líquido, el alambre de tungsteno se unirá a la fibra óptica.
  4. Aplique el adhesivo una vez y deje que se seque. A continuación, aplica una segunda capa. Esto tensará aún más la unión entre el alambre de tungsteno y la fibra óptica (consulte la Figura 1C, ~ 1 min).
    NOTA: Durante el proceso de aplicación, se debe tener cuidado para evitar que el adhesivo fluya hacia la punta de la fibra óptica, ya que esto puede afectar su transmitancia.
  5. En la esquina de la forma de "L", use adhesivo para unir estrechamente la base de la fibra óptica y el alambre de tungsteno (~ 1 min).
    NOTA: El aumento del área de contacto y la solidificación esférica de la gota de adhesivo aseguran una unión firme entre la fibra óptica y el alambre de tungsteno.
  6. Utilice la soldadura para establecer una conexión entre el alambre de tungsteno y el pin del conector hembra (consulte la Figura 1D, ~ 3 min para cada uno)
    NOTA: Dado que el alambre de tungsteno no es sensible al calor, la tasa de éxito de la soldadura se puede aumentar a casi el 100% mediante un manguito de metal diseñado cortando la ubicación de la ranura del pasador para unir físicamente los dos componentes. Posteriormente, la soldadura que llena el manguito asegura una conexión estable entre el alambre de tungsteno insertado y el pin.
  7. De acuerdo con el diseño experimental, suelde el número requerido de optrodes (ver Figura 1E, ~10 min)
    NOTA: En este estudio se utilizaron tres optrodes.
  8. Corte el alambre esmaltado a la longitud adecuada (~30 mm) y queme el aislamiento en ambos extremos. Envuelve un extremo del alambre esmaltado alrededor de la base del tornillo y suéldalo. Conecte el otro extremo del cable esmaltado a las clavijas del conector hembra a través de un soldador, que sirve como registro de EEG y conexión a tierra para el electrodo de cráneo (consulte la Figura 1F, ~ 5 min)
    NOTA: Debido a la flexibilidad del cable esmaltado, es conveniente conectar la calavera y los pines del conector hembra. La soldadura después de enrollar el alambre esmaltado alrededor de un tornillo es más confiable que la soldadura de montaje en superficie.
  9. Aplique adhesivo termofusible a la matriz de pines del conector hembra para encapsular el conector hembra y asegurarse de que las uniones de soldadura estén completamente envueltas. Durante la solidificación del adhesivo termofusible, dé forma al adhesivo con una tabla de plástico para minimizar la ocupación de espacio durante la implantación (consulte la Figura 1F, ~ 3 min)
    NOTA: Debido a los riesgos potenciales de quemaduras asociados con el uso de pegamento termofusible, el adhesivo AB se considera una alternativa más segura.
  10. A continuación, utilice un medidor de intensidad lumínica y un multímetro digital para medir la luminosidad y la conductividad. Al pasar estas pruebas, la configuración está lista para su uso (consulte la Figura 1G, ~ 2 min)
    NOTA: Cuando trabaje con láseres, use siempre gafas protectoras adecuadas para la longitud de onda y la potencia específicas de la luz láser. Se requieren fibras de alta calidad para transmitir al menos el 80% de la luz desde el extremo del cable de conexión hasta la punta de la fibra implantable. Además, se midió la resistencia desde la punta del alambre de tungsteno hasta la ranura del cabezal del pin con un rango aceptable de 1-5 Ω.
  11. Antes de usar, sumerja los electrodos preparados en alcohol al 75% durante 15 minutos, luego transfiéralos a solución salina estéril (~16 minutos).
    NOTA: El peso total del dispositivo de electrodo encapsulado (0,6701 ± 0,01123 g, n = 4) no afecta la actividad de los ratones. Los electrodos se esterilizan previamente mediante esterilización por plasma.

2. Protocolo para la implantación de electrodos (Figura 2)

  1. Anestesiar a los ratones con isoflurano (2%-4%) y asegurarlos en un aparato estereotáxico (ver Figura 2A, ~2 min). Use ungüento para los ojos del ratón para prevenir la sequedad mientras está bajo anestesia. Aplicar lidocaína sobre la piel alrededor del perímetro de la incisión craneal y una inyección subcutánea de carprofeno a una dosis de 5 mg/kg.
    NOTA: La anestesia adecuada se confirma a través de la ausencia del reflejo de enderezamiento y la pérdida de respuesta al pinzamiento del dedo del pie. Para procedimientos quirúrgicos prolongados, el uso de un anestésico inyectable es más apropiado.
  2. Después de asegurar al animal en el aparato estereotáxico, recorte el cuero cabelludo a lo largo del borde del cráneo y limpie la superficie del cráneo con alcohol al 75% para exponer las posiciones del bregma y la lambda (ver Figura 2B, ~3 min).
    NOTA: El procedimiento prequirúrgico incluye el corte del cabello, la desinfección del sitio quirúrgico, la preesterilización de los instrumentos y las herramientas quirúrgicas.
  3. Nivele el cerebro y perfore agujeros (~0,8 mm) por encima de las regiones de interés (ROI) con un microtaladro. Inyecte los virus relevantes con una bomba de jeringa (ver Figura 2C - F , ~20 min).
    NOTA: La información detallada sobre los virus y los ROI en este estudio se muestra en la Tabla de Materiales y la Figura 3.
  4. Sujete los optrodes con un soporte y mueva su punta hasta el punto bregma, estableciendo esta posición en 'cero'. Usando el punto bregma como coordenada de referencia, mueva los optrodes a las regiones objetivo (ver Figura 2G, ~3 min). Coloque los optrodes a 0,3 mm por encima del lugar de inyección del virus.
    NOTA: En la estrategia de implantación vertical, la distancia mínima entre los dos electrodos es de aproximadamente 2 mm, dependiendo del grosor del manguito de fibra óptica y del diámetro exterior de la férula. Se puede utilizar un método de inserción en ángulo para la grabación simultánea desde regiones muy cercanas.
  5. Después de insertar las fibras ópticas en las áreas cerebrales correspondientes, aplique una pequeña cantidad de adhesivo tisular alrededor de ellas para cubrir el tejido expuesto. Luego, aplique secuencialmente adhesivo adicional y un poco de cemento dental. Después de que el cemento dental se solidifique, suelte el soporte con cuidado (consulte la Figura 2H, ~ 5 min).
  6. Antes de cada nueva implantación de optrode, realice la recalibración, que implica repetir el paso 2.4 (ver Figura 2I).
    NOTA: Para cada implantación, coloque el optrode en bregma como el punto "cero".
  7. Después de implantar todos los optrodes, perfore los orificios detrás del punto lambda para 'Ground' y por encima del neocórtex para 'EEG' con un microdrill (~1 min).
    NOTA: El tamaño del orificio perforado (~1,1 mm) debe coincidir con el diámetro del tornillo.
  8. Inserte los tornillos de cráneo en el orificio por encima de la corteza y detrás del punto lambda (ver Figura 2J, ~5 min).
    NOTA: Los tornillos de cráneo se utilizan para el registro de EEG y la conexión a tierra, respectivamente.
  9. Organice los alambres de tungsteno y los alambres esmaltados para que se coloquen por encima del área de implantación y no queden expuestos fuera del cráneo. Asegure la posición del conector hembra con un soporte (consulte la Figura 2K, ~ 2 min).
  10. Llene el sitio de implantación con cemento dental para asegurar una conexión estable entre el dispositivo de electrodos y el cráneo. Encapsule los cables internos, dejando expuestos los orificios de inserción del conector hembra para la conexión a la cabecera (consulte la Figura 2L, ~ 6 min).
  11. Después del endurecimiento del cemento dental, aplique yodo a la piel alrededor del perímetro del cuero cabelludo expuesto y luego coloque al animal en una almohadilla térmica (~ 1 min).
    NOTA: Asegúrese de que el animal no quede desatendido hasta que haya recuperado la conciencia suficiente para mantener la decúbito esternal. Las condiciones estériles deben mantenerse durante toda la cirugía de supervivencia.
  12. Administrar antibióticos y analgésicos para apoyar la recuperación postquirúrgica.
    NOTA: Los animales que han sido sometidos a cirugía no se reintroducen en compañía de otros animales hasta que se hayan recuperado por completo. A los animales se les administraron inyecciones intraperitoneales de ceftriaxona sódica (180 mg/kg) e inyecciones subcutáneas de carprofeno (5 mg/kg), y se les aplicó gel de lidocaína en las heridas quirúrgicas diariamente durante 3 días. Se requiere que los animales sobrevivan durante un período designado para completar las pruebas de comportamiento. Posteriormente, se les practicará la eutanasia con isoflurano al 4%-5%, seguido de perfusión y corte de tejido para evaluar la infección viral y los sitios de implantación de electrodos.

3. Protocolo para el registro in vivo del cerebro

  1. Antes de realizar la grabación de la señal y las pruebas de comportamiento (prueba de campo abierto)15, asegúrese de que el ratón se someta a un período de 3 días de manipulación suave para aclimatarlo al entorno.
    NOTA: En este estudio, los ratones se colocaron en un campo abierto (42 cm × 42 cm) para que se movieran libremente, lo que nos permitió observar su comportamiento convulsivo.
  2. Después de anestesiar a los ratones con isoflurano (2%-4%), conecte las fibras ópticas secuencialmente en el orden del sitio de registro antes de insertar la cabecera.
  3. Ajuste el pulso de luz de 635 nm con un ciclo de trabajo del 10% a 20 Hz. Configure la estimulación de luz durante 10 s (200 pulsos) durante la grabación. Ajuste la intensidad en las puntas de la fibra óptica a 3 mW.
  4. Utilice un sistema de fotometría de fibra para registrar el período de prueba de comportamiento de las señales Gcamp6m a una frecuencia de muestreo de 30 Hz por un canal LED de 470 nm.
  5. Registre simultáneamente las señales de calcio, LFP y EEG bajo estimulación optogenética, junto con las actuaciones conductuales correspondientes (véase la figura 3).
  6. Emplee el etiquetado de sincronización de señal de lógica de transistor-transistor (TTL) para garantizar la coherencia temporal en los datos registrados.

4. Tratamiento de datos

  1. Cargue datos de fotometría en el software de MATLAB. A continuación, utilice la codificación personalizada (Archivo complementario 1) para eliminar la tendencia de la señal de calcio.
  2. Defina los cambios en la intensidad de la fluorescencia con la ecuación (1):
    ΔF/F = (Ft - F0)/ F0 (1)
    Donde Ft representa los valores de fluorescencia de la señal de calcio en tiempo real, y F0 denota la intensidad de fluorescencia basal promediada antes del evento.
  3. Importe los datos electrofisiológicos, frecuencia muestreada de 1000 Hz, a MATLAB (Archivo complementario 2).
  4. Coordine la visualización de la señalización de calcio y los datos electrofisiológicos en alineación con los marcadores sincronizados.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Combinamos la optogenética con el registro electrofisiológico multirregional y las imágenes de calcio para observar la actividad neuronal en varias regiones del cerebro durante las convulsiones optogenéticas. Para ello, se inyectó un virus adenoasociado (AAV) que expresa ChrimsonR bajo el control del promotor de CaMKIIα (AAV-CaMKIIα-ChrimsonR-mcherry)16 en un sitio epileptogénico clásico, la corteza piriforme (ROI 1)17, en roedores. Además, se inyectó AAV-hsyn-Gcamp6m18 en tres regiones (ROI 1-3, como se muestra en la Figura 3A). Posteriormente, se implantaron optrodes hechos a medida en estas regiones, y electrodos EEG se implantaron en el cráneo contralateral (Figura 3B).

ChrimsonR y Gcamp6m estaban altamente expresados en las regiones cerebrales diana (Figura 3C) 4 semanas después. Los ratones exhibieron comportamientos convulsivos generalizados después de una breve fotoestimulación de 10 segundos a 20 Hz para activar las neuronas ChrimsonR positivas. Recogimos las actividades de calcio y las señales de LFP de las ROI en ratones que se movían libremente mediante el empleo de técnicas simultáneas de fotometría y electrofisiología multifibra (Figura 3D). En estas regiones se provocaron fuertes descargas posteriores, junto con aumentos notables en las actividades de Ca2+ , mediante una breve estimulación optogenética (Figura 3E). Se observó una respuesta de 30 Hz en la región optoestimulante, inducida por la activación de proteínas optogenéticas a través de un LED de luz azul a una frecuencia de muestreo de 30 Hz. No se observaron interferencias de 50 Hz en la línea eléctrica en los canales de grabación. Estos resultados demostraron el registro fiable de las respuestas electrofisiológicas y de señalización de calcio sincronizadas en múltiples regiones bajo estimulación optogenética.

figure-results-1
Figura 1: Diseño esquemático del optrodo flexible. (A) Preparación de los alambres de tungsteno en forma de "L" y fibras ópticas. (B) Las fibras ópticas y los alambres de tungsteno se colocaron en la cinta adhesiva. (C) La fibra óptica y el alambre de tungsteno se pegaron con pegamento. (D,E) Los cables de tungsteno se soldaron al conector. (F) Los tornillos se soldaron al conector y el conector se encapsuló con adhesivo termofusible. (G) Se llevaron a cabo inspecciones de calidad en el conjunto de optrode. G representa el orificio para el electrodo de tierra; R representa el agujero de alfiler para el electrodo de referencia. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 2: Flujo de trabajo de la cirugía de implantación. (A) El ratón estaba asegurado en un aparato estereotáxico. (B) Se extirpó el cuero cabelludo y se expuso adecuadamente el cráneo. (C) El tubo de vidrio de inyección estaba conectado a la bomba. (D) La cabeza del ratón se ajustó a una posición horizontal. (E,F) Se perforaron agujeros y se inyectó el virus. (G) El optrode fue agarrado por el titular. (H) El optrode se implantó en un área relacionada y se fijó con cemento dental. (I) Reajustar la posición cero antes de cada implantación. (J) Los electrodos de EEG se implantaron después de la implantación de optrode. G/R: el electrodo de tierra y el electrodo de referencia se cortocircuitaron en las posiciones de los pines. (K) Los cables estaban dispuestos en orden y el conector estaba fijo. (L) El dispositivo de electrodo fue envuelto y fijado con cemento dental. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 3: Registro electrofisiológico y de calcio sincrónico in vivo . (A) Diseño experimental para inyecciones virales. (B) Esquema experimental de implantación de optrode. (C) Las imágenes confocales muestran la expresión del virus en las áreas objetivo. Barra de escala = 200 μm. (D) Esquema de estimulación optogenética, electrofisiología sincrónica y registro de calcio en un estado de movimiento libre. (E) Trazas representativas de señales de calcio (arriba), señales LFP (medio), EEG (abajo) y espectrogramas de potencia correspondientes. Línea roja: luz de 10 s. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Fichero complementario 1: Ficheros de codificación de la señal de calcio. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Fichero complementario 2: Ficheros de codificación de señal LFP. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aquí, empleamos un dispositivo optrode de fabricación propia para el registro de señales neuronales in vivo en múltiples regiones. Se ha validado la viabilidad de este sistema para la estimulación optogenética simultánea, el registro de señales de calcio y el registro electrofisiológico. El método de preparación de electrodos descrito en este documento es eficiente y rentable. De acuerdo con el diseño experimental, podríamos registrar señales de regiones cerebrales relevantes. La disposición estratégica de los optrodes permite la extracción potencial de abundante información de múltiples regiones del cerebro. La integración de paradigmas de detección multimodal brinda oportunidades para diseccionar circuitos neuronales intrincados, dilucidando las relaciones entre las regiones del cerebro.

En los datos representativos del presente estudio, se registraron simultáneamente señales de calcio y señales electrofisiológicas de neuronas de amplio espectro de toda la región cerebral local. A raíz de los avances en la tecnología de construcción de animales transgénicos19,20, la combinación de ratones Cre-y FlpO-ratones con el virus Gcamp permite el registro de la actividad neuronal de neuronas específicas. Por lo tanto, este método nos permite decodificar las respuestas de neuronas específicas en diferentes regiones del cerebro a través de estos enfoques integrados. Además, diversos métodos analíticos serán beneficiosos para analizar las señales electrofisiológicas y de calcio recogidas de múltiples regiones del cerebro. Por ejemplo, el análisis de coherencia y el análisis de causalidad de Granger podrían emplearse para obtener nuevas características teóricas de comunicación entre diferentes regiones cerebrales 21,22,23. Además, los avances en las técnicas de rastreo de circuitos ayudan a desentrañar las conexiones estructurales entre las regiones del cerebro24. Estas tecnologías integradas mejoraron la comprensión de las respuestas asociadas en varias áreas del cerebro y revolucionaron la comprensión de la conexión y la interacción en circuitos y redes.

En este estudio, empleamos el modelado optogenético de la epilepsia. La optogenética ofrece no solo una mayor resolución temporal, sino también una mayor especificidad celular en comparación con la estimulación eléctrica en el modelo de epilepsia25,26. Además, permite que el suministro de luz y el registro de calcio se realicen a través de la misma fibra óptica. Las detecciones de actividad multirregional y las modulaciones optogenéticas complementarán los métodos de intervención en epilepsia de circuito cerrado, permitiendo intervenciones reguladoras en múltiples regiones del cerebro a través de la modulación inhibitoria, mejorando así los efectos antiepilépticos27,28. También es importante que estos dispositivos se combinen con otras tecnologías de neuromodulación existentes para la detección e intervención en circuito cerrado del dolor crónico29,30. Además, este enfoque puede extenderse a otros trastornos neurológicos, como los trastornos del sueño31 y la enfermedad de Alzheimer, donde fenómenos como las oscilaciones de 40 Hz y el procesamiento de la información que sigue a la información sensorial requieren elucidación a través de la grabación in vivo en múltiples regiones32. Por lo tanto, la aplicación hábil de este enfoque multifacético profundizará nuestra comprensión de las interacciones entre múltiples regiones y proporcionará información valiosa para las terapias de precisión en diversas enfermedades.

Existen limitaciones en este método de detección de optrodes, que podrían mejorarse en futuras investigaciones. Si bien las señales de LFP se adquirieron fácilmente, la detección de las actividades de los picos siguió siendo un desafío con el método actual33. Nuestro objetivo es sustituir el alambre de tungsteno por electrodos flexibles multicanal. El grosor de la fibra y la seguridad del adhesivo de pegamento deben considerarse cuidadosamente.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores declaran que no hay intereses financieros contrapuestos que revelar.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esta investigación contó con el apoyo de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (31871085), la Fundación de Ciencias Naturales de Shanghái (21ZR1407300), el Proyecto Principal de Ciencia y Tecnología Municipal de Shanghái (2018SHZDZX01), ZJ Lab y el Centro de Shanghái para la Ciencia del Cerebro y la Tecnología Inspirada en el Cerebro.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
8-32 adaptadorPlexon Pedidoa medidaConecte el conector hembra y la cabecera
AAV-CaMKIIα-ChrimsonR-mcherryTaitool BioscienceS0371-94 x 1012 VG/mL 
AAV-hsyn-Gcamp6mTaitool BioscienceS0471-94 x 1012 VG/mL 
Cemento dental DAPISigma236276 titulado 1:500
Century Dental430205
Sistema de registros electrofisiológicosPlexónOmniplex
Alambre esmaltadoN/APedido a medidaDiámetro = 0,2 mm
Conector hembraN/APedido a medidade 1,25 mm
Pegamento Loctite45282
LáserChangchun Nuevas IndustriasBH81563635 nm 
MATLABMathWorksR2021b
MicrodrillRWD78001
Fotometría de fibra multicanalThinkerTechFPS-SS-MC-LED
Fibra ópticaXi'an BogaoL-200UMSeleccione la longitud de fibra adecuada en función de la profundidad de las regiones cerebrales objetivo.
Alambre de tungsteno recubierto de PFAA-M System795500Desnudo 0.002"; Recubierto 0.0040"
Medidor de potenciaThorlabsPM100D
Stereotaxic FxrameRWD68807
Adhesivo para tejidos3M1469SB
New Paso

References

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