Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

Artículo de método

Determinación de la función ciliar y la impermeabilidad de la membrana del epitelio pseudoestratificado de la vía aérea pulmonar

1.6K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/67094

⸱

21 de febrero de 2025

 , 
1Department of Biomedical Sciences, School of Medicine and Health Sciences, University of North Dakota

En este artículo

Resumen

El cultivo de la interfaz aire-líquido se usa comúnmente para desarrollar epitelio pseudoestratificado de las vías respiratorias mediante la diferenciación de células epiteliales bronquiales humanas normales primarias que imitan el lado apical de las vías respiratorias pulmonares. Aquí, describimos un protocolo sencillo para determinar su calidad mediante el monitoreo de sus propiedades biofísicas, como la función ciliar y la integridad de la membrana.

Resumen

La diferenciación de las células epiteliales primarias de las vías respiratorias pulmonares en la interfaz aire-líquido (ALI) es una técnica popular para desarrollar un epitelio pseudoestratificado multicelular de las vías respiratorias que imita el lado apical de las vías respiratorias pulmonares. Si bien se espera la diferenciación de las células primarias de las vías respiratorias pulmonares, la evaluación de las propiedades biofísicas como la función ciliar y la impermeabilidad de la membrana proporciona una evaluación de la calidad del epitelio de las vías respiratorias y garantiza la fiabilidad del experimento. Aquí, describimos un protocolo sencillo para el desarrollo de epitelio pseudoestratificado multicelular de la vía aérea en cultivo de ALI y evaluamos dos propiedades biofísicas importantes: la función ciliar y la impermeabilidad de la membrana. Para determinar la función ciliar, capturamos el movimiento ciliar de un epitelio diferenciado de la vía aérea durante 4 semanas utilizando una cámara de alta velocidad conectada a un microscopio invertido, seguido de la cuantificación de la frecuencia de latidos ciliares (CBF) utilizando el sistema Simon Amon Video Analysis (SAVA). También medimos la resistencia eléctrica transepitelial (TEER) utilizando un voltímetro-ohmio para determinar la integridad de la barrera epitelial del epitelio de las vías respiratorias.

Introducción

Las enfermedades respiratorias crónicas como el asma, la enfermedad pulmonar obstructiva crónica (EPOC) y la fibrosis quística son algunos de los principales problemas de salud en todo el mundo. La prevalencia de enfermedades respiratorias causadas por virus como el virus de la influenza A humana, el virus respiratorio sincitial (VRS) y el coronavirus 2 del síndrome respiratorio agudo severo (SARS-CoV-2) también causa una carga económica y de salud pública2. Por lo tanto, existe una inmensa necesidad de desarrollar regímenes de tratamiento para las enfermedades respiratorias que conducen a daños irreversibles en el tejido respiratorio. El propio tejido epitelial respiratorio no solo está involucrado en la absorción de oxígeno, sino que también proporciona una barrera para proteger al cuerpo de patógenos invasoresy productos químicos peligrosos. El epitelio respiratorio tiene una organización celular compleja compuesta por tres tipos principales de células: células ciliadas, células caliciformes y células basales. Recientemente, ha habido un informe sobre la presencia de células ionocíticas nuevas pero raras en el epitelio4 de las vías respiratorias. El tejido complejo funciona de forma coordinada para proporcionar respuestas inmunitarias innatas, como la secreción de péptidos antimicrobianos, la liberación de citocinas para activar una respuesta inmunitaria adaptativa y el aclaramiento mucociliar5. La falta de un modelo adecuado de vía aérea es uno de los obstáculos para el estudio de las infecciones respiratorias y el desarrollo de tratamientos.

El modelo de interfaz aire-líquido (ALI) se está convirtiendo en una herramienta clave para la investigación de enfermedades respiratorias6. Es un modelo eficaz de vía aérea pulmonar in vitro, ya que las células primarias de la vía aérea pulmonar se diferencian en un epitelio pseudoestratificado de la vía aérea compuesto por al menos tres tipos de células que generalmente residen en el lado apical de la vía aérea. En primer lugar, las células ciliadas cubren la mayor parte del lado apical de las vías respiratorias y contribuyen al aclaramiento mucociliar. En segundo lugar, las células caliciformes producen moco y son las células más grandes que co-residen con las células ciliares en el lado apical de las vías respiratorias. En tercer lugar, las células basales residen en la capa basal de la vía aérea y son las células progenitoras que se diferencian en diferentes células epiteliales 5,7. Aunque los ionocitos y las células del penacho son raros en el epitelio de las vías respiratorias, también pueden desempeñar un papel en la función ciliar y la permeabilidad de la membrana4. Esta técnica difiere del cultivo celular sumergido tradicional, que no imita el entorno pulmonar in vivo. Dado que la ALI se produce a partir de células epiteliales primarias derivadas de personas sanas, pacientes con asma y EPOC, ofrece una plataforma más diversa para estudiar las respuestas a la infección y la fisiopatología de la enfermedad.

La evaluación de la salud de los cultivos desarrollados por ALI es un aspecto esencial a monitorear, asegurando la viabilidad, funcionalidad y relevancia fisiológica de las células cultivadas. Mejora la confianza en la integridad, confiabilidad y reproducibilidad de las culturas ALI. Como se ha publicado previamente, nuestro grupo ha estado evaluando la integridad del cultivo ALI mediante la evaluación de dos parámetros biofísicos: la función ciliar mediante la cuantificación de la frecuencia de latido ciliar (CBF) y la integridad de la barrera epitelial mediante la determinación de la resistencia eléctrica transepitelial (TEER)6,7,8. El aclaramiento mucociliar (CCM) es una de las características importantes del epitelio de las vías respiratorias transportado por las células ciliadas. Los orgánulos especializados, llamados cilios, en la superficie de las células ciliadas, baten en ondas metacronales para limpiar las vías respiratorias de infecciones y partículas inhaladas atrapadas en la capa mucosa del epitelio de las vías respiratorias. La CCM efectiva depende totalmente de una actividad ciliar adecuada9. Un buen CBF es indicativo de un epitelio de las vías respiratorias sano e intacto; por lo tanto, el monitoreo del CBF para cultivos de ALI proporciona información valiosa sobre la integridad del epitelio10. Aunque existen múltiples formas de cuantificar el CBF, por ejemplo, la microscopía de vídeo de alta velocidad11 y la tomografía de coherencia óptica Doppler con resolución de fase12, cada método requiere conocimientos técnicos y equipos especializados. En este protocolo, proporcionamos una forma más fácil y menos técnica de cuantificar el CBF del epitelio diferenciado de la vía aérea. También describimos un método para cuantificar el TEER del mismo epitelio, que indica la integridad y la función barrera de los tejidos epiteliales13.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

El protocolo debe realizarse en condiciones estériles bajo una campana de flujo laminar de nivel de bioseguridad 2 (cabina de bioseguridad). Todo el medio y las soluciones deben descongelarse a 37 °C antes de su uso. La centrifugación debe realizarse a 4 °C. Todos los materiales utilizados en el experimento deben ser estériles. Las células primarias (donante no identificado) se obtuvieron en colaboración con la Dra. Kristina Bailey en el Centro Médico de la Universidad de Nebraska (UNMC), Omaha, NE. Las células primarias provienen de donantes no identificados, y las células no pertenecen al sujeto humano de los NIH. Las células se obtuvieron bajo un Acuerdo de Transferencia de Material (MTA) aprobado entre la Universidad de Dakota del Norte, Grand Forks, ND, y UNMC, Omaha, NE. Aquí, utilizamos 4 células NHBE pasadas. Aunque también se demostró que las células NHBE de paso superior (hasta el pasaje 8) se diferencian en epitelio de las vías respiratorias, utilizamos rutinariamente las células NHBE de paso cuatro porque no hay una diferencia obvia en los perfiles de transcripción del genoma completo entre los pasajes 1 a 4 6,14.

1. Cultivo primario de células

NOTA: El manejo cuidadoso de las células primarias es crucial. Todo el protocolo debe evitar el tratamiento severo y el pipeteo excesivo de las células primarias.

  1. Con una pipeta serológica estéril, agregue 5 mL de colágeno a una placa de cultivo de tejidos (TC) de 100 mm para precubrir la placa. Incubar la placa TC con colágeno a temperatura ambiente (RT) durante 20 min.
  2. Utilizando una pipeta serológica estéril, aspire el colágeno de la placa TC y reemplácelo con 8 mL de medio epitelial (AEC) de células epiteliales de la vía aérea (AEC) completo previamente descongelado suplementado con 2% (v/v) de penicilina-estreptomicina y 1% (v/v) de anfotericina B (Tabla 1).
  3. Descongele un vial (que contenga 5 x 105 células) de células epiteliales bronquiales humanas normales primarias (NHBE) en un baño de agua a 37 °C.
  4. Con una pipeta serológica estéril de 5 mL, agregue 1 mL de medio AEC completo predescongelado a las células gota a gota para aclimatar las células NHBE y recoja todas las células en un tubo cónico estéril de 15 mL.
  5. Granular las células por centrifugación a 212 x g durante 5 min a 4 °C. Deseche suavemente el medio del tubo y vuelva a suspender las células en las gotas de medio sobrantes en el tubo mediante golpecitos suaves.
    NOTA: Se deben evitar los golpecitos excesivos y fuertes.
  6. Con una pipeta serológica estéril de 5 mL, agregue lentamente 2 mL de medio AEC completo a las células resuspendidas y recoja todas las células.
  7. Agregue las celdas a la placa preañada con 8 mL de medio AEC completo. Mueva la placa TC hacia los lados para distribuir las células en la placa de manera uniforme.
  8. Incubar las células a 37 °C en una incubadora de cultivo celular de CO2 con 85%-95% de humedad. Después de 24 h, observe las células NHBE bajo el microscopio a 10x o 20x para ver su unión a la placa TC y su crecimiento. Si las células están suspendidas en el medio, esto muestra células muertas.
  9. Pasadas las 48 h, aspirar el medio antiguo de la placa TC con una pipeta serológica estéril.
  10. Con una pipeta serológica estéril, agregue 10 mL de medio AEC completo precalentado a las células. Agregue el medio lentamente a una esquina; Evite verter directamente sobre la parte superior de las celdas.
  11. Cambie el medio AEC completo cada 48 h hasta que las celdas alcancen una confluencia del 95%-100%.

2. Cultivo de la interfaz aire-líquido

  1. Con una pipeta P200, añada 100 μL de colágeno a un inserto transwell de 6,5 mm prerrecubierto con membrana de poliéster de 0,4 μm de poro (a partir de ahora denominados insertos) e incube en RT durante 20 min.
  2. Con una pipeta serológica estéril, aspire el medio de las células NHBE confluentes.
  3. Añada 5 mL de 1x solución salina tampón de fosfato (DPBS) de Dulbecco con una pipeta serológica estéril en una esquina de la placa TC.
  4. Agite suavemente la placa para lavar las células y aspire el 1x DPBS con una pipeta serológica estéril. Asegúrese de que las células no se sequen en ningún paso durante el protocolo.
  5. Con una pipeta serológica, añadir 5 mL de TrypsinLE a las células e incubar a 37 °C en una incubadora de cultivo celular deCO2 húmeda hasta que todas las células se disocien de la superficie inferior de la placa.
  6. Con una pipeta serológica estéril, recoja todas las células en un tubo cónico de 15 mL. Con una pipeta serológica estéril, añada 3 mL de tripsina a la placa TC y recoja las células residuales.
  7. Granular las células por centrifugación a 212 x g durante 5 min a 4 °C. Deseche el medio y golpee suavemente el tubo para volver a suspender las células en las gotas de tripsina sobrantes en el tubo.
  8. Con una pipeta serológica, agregue 2 mL de medio AEC completo a las células resuspendidas.
  9. Cuente las células con un hemacitómetro o un contador de células automatizado.
  10. Diluya las células con medios AEC completos, y cada inserto recibirá 5 x 104 células en un volumen de 200 μL.
  11. Con pinzas estériles, transfiera los insertos a un pocillo vacío en una placa de cultivo de 24 pocillos.
  12. Con una pipeta P1000, añada 500 μL de medio AEC completo al pocillo basal de la placa.
  13. Con pinzas estériles, transfiera los insertos de nuevo al pocillo basal con medios AEC completos agregados.
  14. Con una pipeta P200, añada 5 x 104 células NHBE resuspendidas en 200 μL del medio AEC completo en el lado apical del inserto. Incubar las células a 37 °C en una incubadora de cultivo celular deCO2 con 85% - 95% de humedad.
  15. Después de 24 h, observe las células bajo el microscopio para ver si han formado una capa confluente en el pocillo.
    NOTA: Si las células no forman una capa confluente, cambie el medio AEC basal cada 48 h por medio AEC fresco y completo hasta que las células formen una monocapa confluente. Mientras cambia el medio basal, transfiera los insertos al pocillo vacío con pinzas estériles. Aspire el medio antiguo con una pipeta P1000, añada medio nuevo y vuelva a colocar los insertos en un medio AEC nuevo y completo.
  16. Una vez que las células estén confluentes, transfiera los insertos a un pocillo vacío con pinzas estériles. Con una pipeta P1000, aspire todo el medio AEC basal.
  17. Con una pipeta P1000, agregue 500 μL de medio fresco de diferenciación de interfaz aire-líquido (ALI) completo y fresco suplementado con 2% (v/v) de penicilina-estreptomicina y 1% (v/v) de anfotericina B al pocillo basal.
  18. Transfiera los insertos al pocillo basal con medio ALI completo agregado utilizando pinzas estériles. Con una pipeta P200, aspire suavemente el medio AEC apical del pocillo.
    NOTA: El lado apical no debe agregarse con el medio ALI completo. Aspire el medio AEC con cuidado desde el lado apical para evitar cualquier desprendimiento de células.
  19. Incubar las células a 37 °C en una incubadora de cultivo celular húmeda deCO2 . Después de 48 h, transfiera los insertos a un pocillo vacío con pinzas estériles.
  20. Con una pipeta P1000, aspire el medio antiguo y añada 500 μL de medio ALI completo.
  21. Con pinzas estériles, vuelva a colocar los insertos en el pocillo con medio fresco. Siga cambiando el medio ALI completo cada 48 h hasta el día 28 (cuatro semanas).
  22. El día 28, con una pipeta P200, añadir 100 μL de 1x DPBS en el lado apical de los insertos e incubar a 37 °C en una incubadora húmeda de cultivo celular de CO2 durante 30 min. Aspire el 1x DPBS con una pipeta P200.
    NOTA: Los DPBS deben agregarse vertiendo en la pared en lugar de directamente en las celdas. Al aspirar DPBS, evite tocar el epitelio y pipetear vigorosamente porque cualquier daño al epitelio puede comprometer la integridad del epitelio (similar a un tejido).
  23. A partir de la2ª semana de diferenciación, evaluar la producción de moco observando una posible capa más oscura debido a la mucosidad en el epitelio bajo el microscopio. El exceso de mucosidad se puede eliminar mediante el lavado DPBS. Brevemente, agregue 200 μL de 1x DPBS en el lado apical de los insertos en una placa de 24 pocillos e incube la placa a 37 °C en una incubadora de cultivo celular deCO2 húmeda durante 30 min. Retire el DPBS y mantenga la placa a 37 °C en una incubadora de cultivo celular deCO2 húmeda.

3. Determinación de la frecuencia de latidos ciliares

NOTA: Para la determinación de CBF a 37 °C (si es necesario), el microscopio debe tener una incubadora de cámara ambiental que proporcione 5% de CO2 a 37 °C y humedad.

  1. Encienda el microscopio con su computadora conectada y la cámara de entorno. Abra la puerta de la cámara para colocar la placa que contiene los insertos en la platina del microscopio.
  2. Una vez colocada la placa en el escenario, cierre la cámara. Con la perilla de operación de la platina del microscopio, mueva la placa para que los insertos queden a la vista.
  3. Seleccione la lente de aumento de 20x en el modo de contraste de fase. Observe la placa a través del ocular del microscopio y enfoque la célula con la perilla de sintonización.
  4. En la pantalla de la computadora, haga clic en el icono del sistema SAVA . El programa SAVA debe instalarse en la computadora conectada al microscopio.
  5. En la interfaz del software, haga clic en Configurar experimento. En la siguiente pestaña, haga clic en Crear experimento.
  6. Aparecerá una nueva pestaña, con detalles del directorio donde se almacenarán los datos en Introducir el nombre del directorio del experimento y los detalles del experimento en Introducir descripción del experimento y, a continuación, haga clic en Aceptar.
  7. Haga clic en el experimento que se creó y se muestra en el directorio debajo de los experimentos.
  8. Haga clic en Modificar y proporcione los detalles de la muestra en la Descripción de la muestra. Haga clic en Agregar y luego en Salir para salir de esta pestaña.
  9. En la interfaz de software principal de la ranura de experimento, seleccione el experimento creado en el menú desplegable de la interfaz principal.
  10. Haga clic en Grabar video y controle la frecuencia de latido ciliar (CBF) en la pantalla de la computadora. La pantalla mostrará el movimiento ciliar enfocado.
  11. Para cada inserción, grabe 6 campos aleatorios diferentes durante 2,1 s a 120 fotogramas por segundo. Haga clic en Guardar video para monitorear los datos de CBF.
  12. Para analizar los datos, haga clic en Analizar vídeo en la interfaz del software. En la siguiente pestaña, haga clic en Aceptar.
  13. En la siguiente pestaña, haga clic en Analizar todo. Descargue la hoja de cálculo generada para cada experimento en la carpeta de adquisición de datos SAVA del equipo.
  14. Tomemos como referencia la frecuencia media gaussiana para la presentación de los datos.

4. Cuantificación de la resistencia eléctrica transepitelial

NOTA: La cuantificación de TEER necesita líquido en el lado apical del epitelio de la vía aérea. Para establecer este protocolo, se deben añadir 100 μL de DPBS 1x en el lado apical del epitelio de la vía aérea en los insertos que ya contienen el medio basal (experimental) o 500 μL de DPBS 1x.

  1. Encienda el ohmímetro EVOM2 voltios usando el interruptor de encendido. Conecte la resistencia de prueba al EVOM2 en la ranura INPUT.
  2. Supervise la lectura en la pantalla EVOM2. Si está por encima o por debajo de 1000, entonces necesita calibración. Con pinzas, gire el interruptor ADJ en el ohmímetro EVOM2 voltios hasta que muestre una lectura uniforme de 1000.
  3. Tome un inserto vacío para la lectura de control experimental. Con una pipeta P200, agregue 100 μL de 1x DPBS en el lado apical del inserto vacío, mientras que se agregan 500 μL de 1x DPBS en el lado basal con una pipeta P1000.
  4. Desconecte la resistencia de prueba y conecte el electrodo STX2 en la ranura INPUT de EVOM2. Limpie suavemente el electrodo STX2 con etanol al 70%.
  5. Inserte el electrodo STX2 en el inserto vacío con 1x DPBS, manteniendo la pata del electrodo más corta en la parte apical de cada inserto y la pata del electrodo más larga en la parte basal.
  6. Registre la lectura estable en la pantalla EVOM2, ya que la lectura puede fluctuar debido al movimiento u otras razones indeterminadas.
  7. Inserte el electrodo STX2 en el inserto con epitelio diferenciado de 28 días, manteniendo la pata del electrodo más corta en la parte apical de cada inserto y la pata del electrodo más larga en la parte basal en el medio.
  8. Registre la lectura estable en la pantalla EVOM2. Tome varias lecturas independientes para calcular un promedio confiable. Reste el fondo (lectura de inserción vacía) de la lectura de inserción experimental para el cálculo.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

Evaluamos tanto la función ciliar como la impermeabilidad de la membrana del epitelio de la vía aérea obtenida a partir de la diferenciación de células primarias NHBE de dos donantes independientes no identificados (dos no fumadores, adultos sanos o adultos con EPOC, mujeres mayores de 50 años). Para la determinación de la función ciliar, se determinó el CBF del epitelio diferenciado de la vía aérea a los 28 días. Observamos que el CBF alcanzó al menos 3 Hz para ambos epitelios de la vía aérea, lo que fue comparable a lo...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

El epitelio primario de las vías respiratorias humanas (cultivo ALI) se utiliza cada vez más como modelo pulmonar in vitro para evaluaciones biológicas con el fin de investigar la función y los mecanismos y reducir el uso de animales14. ALI tiene varias ventajas sobre cualquier cultivo sumergido monocapa. Por ejemplo, proporciona un epitelio pseudoestratificado de las vías respiratorias similar a un tejido que imita el lado apical de las ví...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

Los autores no tienen conflicto de intereses.

Agradecimientos

Este trabajo fue financiado por la P20GM113123 de los NIH y la subvención piloto de UND SMHS.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
1x DPBSThermo Fisher Scientific, EE. UU.14190-144
crecimiento de células epiteliales para las vías respiratoriasPromoCell, AlemaniaC-21060
Anfotericina BThermo Fisher Scientific, EE. UU.15290-026
EVOM2 voltios OhmímetroWorld Precision Instruments, EE. UU.No aplicable
Solución de heparina TecnologíasSTEMCELL, EE. UU07980
Hidrocortisona stockSTEMCELL technologies, EE. UU07926
Microscopio: Leica DMI8 (Microscopio Leica) con cámara de alta velocidad de 120f/seg (Basler) asociada al microscopio. Microsope también fijado con incubadora de cámara de etapa i8.Leica, EE. UU.No aplicable
Penicilina-EstreptomicinaCorning, EE. UU30-002-CI
PneumaCult-ALI Medio basal Tecnologías STEMCELL, EE. UU05002
PureColAdvanced BioMatrix, EE. UU5005
Sistema de análisis de video (SAVA) de Sisson-Ammons. Software V.2.1.15 Amson Engineering, EE.UU.No aplicable
Medio de. . . . .

Referencias

  1. GBDCRD Collaborators. Global burden of chronic respiratory diseases and risk factors, 1990-2019: an update from the Global Burden of Disease Study 2019. E Clin Med. 59, 101936(2023).
  2. Fendrick, A. M., Monto, A. S., Nightengale, B., Sarnes, M. The economic burden of non-influenza-related viral respiratory tract infection in the United States. Arch Intern Med. 163 (4), 487-494 (2003).
  3. LeMessurier, K. S., Tiwary, M., Morin, N. P., Samarasinghe, A. E. Respiratory barrier as a safeguard and regulator of defense against Influenza A virus and Streptococcus pneumoniae. Front Immunol. 11, 3(2020).
  4. Plasschaert, L. W., et al. A single-cell atlas of the airway epithelium reveals the CFTR-rich pulmonary ionocyte. Nature. 560 (7718), 377-381 (2018).
  5. Calven, J., Ax, E., Radinger, M. The airway epithelium-A central player in Asthma pathogenesis. Int J Mol Sci. 21 (23), 8907(2020).
  6. Talukdar, S. N., et al. RSV-induced expanded ciliated cells contribute to bronchial wall thickening. Virus Res. 327, 199060(2023).
  7. Osan, J., et al. Goblet cell hyperplasia increases SARS-CoV-2 infection in chronic obstructive pulmonary disease. Microbiol Spectr. 10 (4), e0045922(2022).
  8. Srinivasan, B., et al. TEER measurement techniques for in vitro barrier model systems. J Lab Autom. 20 (2), 107-126 (2015).
  9. Bustamante-Marin, X. M., Ostrowski, L. E. Cilia and mucociliary clearance. Cold Spring Harb Perspect Biol. 9 (4), a028241(2017).
  10. Rhee, C. S., et al. Ciliary beat frequency in cultured human nasal epithelial cells. Ann Otol Rhinol Laryngol. 110 (11), 1011-1016 (2001).
  11. Scopulovic, L., Francis, D., Pandzic, E., Francis, R. Quantifying cilia beat frequency using high-speed video microscopy: Assessing frame rate requirements when imaging different ciliated tissues. Physiol Rep. 10 (11), e15349(2022).
  12. Jing, J. C., Chen, J. J., Chou, L., Wong, B. J. F., Chen, Z. Visualization and detection of ciliary beating pattern and frequency in the upper airway using phase resolved Doppler optical coherence tomography. Sci Rep. 7 (1), 8522(2017).
  13. Yuksel, H., Turkeli, A. Airway epithelial barrier dysfunction in the pathogenesis and prognosis of respiratory tract diseases in childhood and adulthood. Tissue Barriers. 5 (4), e1367458(2017).
  14. Rayner, R. E., Makena, P., Prasad, G. L., Cormet-Boyaka, E. Optimization of Normal Human Bronchial Epithelial (NHBE) Cell 3D Cultures for in vitro Lung Model Studies. Sci Rep. 9 (1), 500(2019).
  15. Osan, J. K., DeMontigny, B. A., Mehedi, M. Immunohistochemistry for protein detection in PFA-fixed paraffin-embedded SARS-CoV-2-infected COPD airway epithelium. STAR Protoc. 2 (3), 100663(2021).
  16. Talukdar, S. N., McGregor, B., Osan, J. K., Hur, J., Mehedi, M. Respiratory Syncytial Virus Infection Does Not Induce Epithelial-Mesenchymal Transition. J Virol. 97 (7), e0039423(2023).
  17. Christopher, A. B., et al. The effects of temperature and anesthetic agents on ciliary function in murine respiratory epithelia. Front Pediatr. 2, 111(2014).
  18. Smith, C. M., et al. ciliaFA: a research tool for automated, high-throughput measurement of ciliary beat frequency using freely available software. Cilia. 1, 14(2012).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

Interfaz aire-líquidofrecuencia de batido ciliarresistencia eléctrica transepitelialepitelio pseudoestratificadocélulas epiteliales bronquialesmicroscopía de alta velocidadsistema SAVA
Determinación de la función ciliar y la impermeabilidad de la membrana del epitelio pseudoestratificado de la vía aérea pulmonar
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Términos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.