Method Article

Purificación y caracterización biofísica de miosina-7a humana basada en el sistema MultiBac

DOI:

10.3791/67135

⸱

August 23rd, 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biochemistry & Molecular Medicine, School of Medicine, West Virginia University, 2Microscope Imaging Facility, West Virginia University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo detalla los procedimientos para la producción recombinante de la holoenzima miosina-7a humana utilizando el sistema MultiBac Baculovirus y para el estudio de su motilidad mediante un ensayo de deslizamiento de filamento in vitro personalizado.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La miosina-7a es una proteína motora basada en actina vital para los procesos auditivos y visuales. Las mutaciones en la miosina-7a conducen al síndrome de Usher tipo 1, la forma más común y grave de sordoceguera en los seres humanos. Se plantea la hipótesis de que la miosina-7a forma un complejo de adhesión transmembrana con otras proteínas de Usher, esencial para la integridad estructural-funcional de las células ciliadas fotorreceptoras y cocleares. Sin embargo, debido a los desafíos para obtener proteínas puras e intactas, los mecanismos funcionales exactos de la miosina-7a humana siguen siendo difíciles de alcanzar, con estudios estructurales y biomecánicos limitados disponibles. Estudios recientes han demostrado que la miosina-7a de los mamíferos es un complejo motor multimérico que consta de una cadena pesada y tres tipos de cadenas ligeras: cadena ligera reguladora (RLC), calmodulina y proteína 4 similar a la calmodulina (CALML4). A diferencia de la calmodulina, CALML4 no se une a los iones de calcio. Tanto las calmodulinas sensibles al calcio como las insensibles son críticas para la miosina-7a de los mamíferos para el ajuste adecuado de sus propiedades mecánicas. Aquí, describimos un método detallado para producir holoenzima de miosina-7a humana recombinante utilizando el sistema de expresión de proteínas MultiBac Baculovirus. Esto produce cantidades de miligramos de proteína completa de alta pureza, lo que permite su caracterización bioquímica y biofísica. Además, presentamos un protocolo para evaluar sus propiedades mecánicas y móviles mediante ensayos de motilidad in vitro y microscopía de fluorescencia. La disponibilidad de la proteína miosina-7a humana intacta, junto con el protocolo detallado de caracterización funcional descrito aquí, allana el camino para futuras investigaciones sobre los aspectos moleculares de la miosina-7a en la visión y la audición.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las miosinas son proteínas motoras moleculares que interactúan con la actina para impulsar numerosos procesos celulares 1,2,3,4. Los seres humanos poseen 12 clases y 39 genes de miosina5, que están involucrados en una amplia gama de funciones fisiológicas, como la contracción muscular6 y los procesos sensoriales7. Cada molécula de miosina es un complejo multimérico compuesto por una cadena pesada y cadenas ligeras. La cadena pesada se divide en regiones de cabeza, cuello y cola. La cabeza contiene sitios de unión a actina y nucleótido que son responsables de la hidrólisis del ATP y de generar fuerza en los filamentos de actina2. El mástil está formado por varios motivos IQ α-helicoidales donde se unen un conjunto específico de cadenas ligeras. Juntos funcionan como un brazo de palanca para amplificar los cambios conformacionales del motor en grandes movimientos8,9,10. La cola contiene subdominios específicos de cada clase y desempeña un papel regulador en el ajuste de la actividad motora de la miosina y en la mediación de las interacciones con los socios de unión celular 2,11.

La miosina-7a humana, miembro de las miosinas de clase 7, es esencial para los procesos auditivos y visuales12,13. Los motivos de CI de la miosina-7a humana se asocian con una combinación única de cadenas ligeras, que incluyen la cadena ligera reguladora (RLC), la calmodulina y la proteína 4 similar a la calmodulina (CALML4)14,15,16. Además de estabilizar el brazo de la palanca, estas cadenas ligeras regulan las propiedades mecánicas de la miosina-7a en respuesta a la señalización del calcio, una característica que parece ser exclusiva de la isoforma14 de los mamíferos.

Los defectos en el gen que codifica la cadena pesada de miosina-7a (MYO7A/USH1B) son responsables del síndrome de Usher tipo 1, la forma más grave de pérdida combinada de visión y audiciónen los seres humanos. Además, el gen de cadena ligera CALML4 se encuentra entre los genes candidatos mapeados para contener el alelo causante de USH1H, otra variante del síndrome de Usher tipo 115,18. En la retina, la miosina-7a se expresa en el epitelio pigmentario de la retina y en las células fotorreceptoras13. Se ha implicado en la localización de melanosomas en el epitelio pigmentario de la retina (EPR)19 y en la fagocitosis de los discos del segmento externo de los fotorreceptores por las célulasEPRP20. En el oído interno, la miosina-7a se encuentra principalmente en los estereocilios, donde desempeña un papel fundamental en el establecimiento de mechones pilosos y en la activación del proceso de transducción mecanoeléctrica 12,21,22.

Si bien la importancia de la miosina-7a en las células sensoriales está bien establecida, sus mecanismos funcionales a nivel molecular siguen siendo poco conocidos. Esta brecha en el conocimiento se debe en parte a los desafíos para purificar la proteína intacta, especialmente la isoforma de mamíferos. Recientemente, se han realizado avances significativos utilizando el sistema MultiBac para expresar de forma recombinante la holoenzima14 de miosina-7a humana completa. Este avance ha permitido caracterizaciones estructurales y biofísicas de esta proteína motora, lo que ha llevado al descubrimiento de varias propiedades únicas de la miosina-7a humana que están específicamente adaptadas para las funciones auditivas de los mamíferos14,23.

El sistema MultiBac es una plataforma avanzada de células de baculovirus/insectos diseñada específicamente para la expresión de complejos multiméricos eucariotas24,25. Una característica clave de este sistema es su capacidad para albergar múltiples casetes de expresión génica, cada uno de los cuales codifica una subunidad del complejo, dentro de un solo baculovirus MultiBac. El ensamblaje de los casetes de expresión multigénica se facilita a través de un módulo de multiplicación: un sitio de endonucleasa (HE) y un sitio BstXI de diseño coincidente que flanquea los sitios de clonación múltiple (MCS). Este módulo permite el ensamblaje iterativo de un casete de expresión única por restricción/ligadura, aprovechando el hecho de que los sitios de restricción HE y BstXI se eliminan tras su ligadura. En este artículo, la cadena pesada de miosina-7a humana, RLC, calmodulina y CALML4 se clonan en el módulo de multiplicación dentro del vector pACEBac1 (Figura 1A), que luego se ensamblan en un casete de expresión multigénica a través del proceso iterativo (Figura 1B). El casete multigénico de miosina-7a se integra en el genoma baculoviral (bacmid) a través de la transposición del elemento mini-Tn7 del vector pACEBac1 al sitio diana mini-attTn7 en el genoma (Figura 1C). Siguiendo los procedimientos para la purificación de bacmid, la producción y amplificación de baculovirus (Figura 1D,E), se prepara el baculovirus MultiBac de miosina-7a recombinante y se puede utilizar para la producción de proteínas a gran escala (Figura 1F). Además, las cadenas ligeras de miosina-7a pueden producirse por separado en E. coli y purificarse utilizando una etiqueta His6-SUMO escindible 26,27,28. Las cadenas ligeras purificadas son útiles para estudiar su dinámica de unión y regulación de la miosina-7a.

La proteína miosina-7a purificada puede someterse a estudios estructurales, bioquímicos y biofísicos para obtener información sobre la regulación estructural-funcional de esta proteína motora. Además, sus interacciones con la red de actina y otras proteínas de unión29 pueden examinarse utilizando una variedad de enfoques de reconstitución in vitro. Los hallazgos de estos análisis informarán las propiedades biofísicas de esta miosina, lo que conducirá a una comprensión mecanicista de cómo la miosina-7a impulsa los cambios en el citoesqueleto y, en última instancia, da forma a la morfología y función únicas de las células sensoriales. En este artículo, detallamos un flujo de trabajo para el ensayo de deslizamiento de filamentos de actina que se ha adaptado específicamente para la miosina-7a de mamíferos. El ensayo de deslizamiento de filamentos de actina es un ensayo robusto de motilidad in vitro que estudia cuantitativamente el movimiento de filamentos de actina fluorescentes propulsados por un gran número de motores de miosina inmovilizados en una superficie de cubreobjetos 30,31,32. Las ventajas de este ensayo incluyen su simplicidad de configuración, requisitos mínimos de equipo (un microscopio de fluorescencia de campo amplio equipado con una cámara digital) y alta reproducibilidad. Además, debido a que el movimiento de los filamentos de actina es impulsado por un grupo de motores de miosina inmovilizados, este ensayo es particularmente útil para estudiar la motilidad de miosinas monoméricas como la miosina-7a14,33. Los protocolos incluyen varias modificaciones, desde procedimientos experimentales hasta análisis de imágenes, específicamente adaptados a las propiedades móviles únicas de la miosina-7a de los mamíferos. Con la disponibilidad de la proteína miosina-7a intacta y el protocolo de caracterización funcional descrito aquí, este artículo sienta las bases para una mayor investigación sobre las funciones moleculares de la miosina-7a en procesos fisiológicos y patológicos.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NOTA: Aquí describimos un protocolo para sintetizar la holoenzima miosina-7a humana intacta y caracterizar su motilidad in vitro. Este protocolo se divide en tres secciones: en primer lugar, la expresión de la miosina-7a humana mediante el sistema de expresión de proteínas del baculovirus MultiBac; En segundo lugar, purificar las cadenas ligeras de miosina-7a por separado utilizando el sistema E.coli His6-SUMO; y, por último, el estudio de la motilidad de la miosina-7a humana mediante el ensayo de deslizamiento de actina-filamento.

1. Producción del complejo miosina-7a basado en el sistema MultiBac

  1. Creación de un casete multigénico de baculovirus para la expresión del complejo miosina-7a humano (16 días)
    NOTA: Se requiere un ciclo de clonación (4 días) para insertar los ADNc de las subunidades de miosina-7a en los vectores pACEBac1 y tres ciclos de clonación para completar la ligadura escalonada de todos los módulos de multiplicación necesarios para expresar el complejo miosina-7a, lo que da como resultado un total de 16 días.
    1. Clone los ADNc que codifican la cadena pesada de miosina-7a (HC), calmodulina, CALML4 y RLC en los vectores pACEBac1 utilizando un kit comercial siguiendo los protocolos del fabricante (consulte la Tabla de materiales; Figura 1A). Se inserta una etiqueta FLAG en el extremo C de la miosina-7a HC para ayudar en la purificación.
      NOTA: La miosina-7a de los mamíferos se produce como dos isoformas de empalme, que difieren solo en un segmento de 11 aminoácidos en el extremoN-terminal 23. Esta corta extensión N-terminal desempeña un papel fundamental en la regulación de la actividad ATPasa de la miosina-7a14. Se ha demostrado que la adición de una etiqueta N-terminal puede interrumpir la regulación normal por esta extensión N-terminal y reducir significativamente la actividad enzimática y la motilidad del motor14. Por lo tanto, se emplea una etiqueta FLAG C-terminal para evitar interrumpir la regulación natural de la proteína.
    2. Construya el casete de expresión multigénica para la holoenzima miosina-7a utilizando la multiplicación de endonucleasa homing/BstXI como se describe a continuación (Figura 1B).
      NOTA: La endonucleasa homing I-CeuI produce extremos cohesivos que son compatibles con los extremos generados por la digestión BstXI. Tras la ligadura, se crea un sitio de restricción híbrido endonucleasa/BstXI que no puede ser cortado por ninguna de las enzimas. El mismo procedimiento se puede repetir para integrar más módulos de multiplicación. Si hay varios sitios de restricción para I-CeuI y BstXI en las construcciones de inserción o vector, estos sitios adicionales deben eliminarse mediante mutagénesis dirigida al sitio para garantizar que los sitios de corte I-CeuI y BstXI sean únicos.
    3. Preparación del inserto: Digiera la construcción del inserto (p. ej., pACEBac-M7a HC) con la endonucleasa homing I-CeuI (consulte la tabla de materiales) y, a continuación, purifique el plásmido linealizado mediante un kit de purificación de PCR (consulte la tabla de materiales). Además, digiera el plásmido linealizado con BstXI (consulte la tabla de materiales), separe el fragmento que contiene el casete de expresión génica mediante electroforesis en gel y purifique con un kit de extracción en gel (consulte la tabla de materiales).
      NOTA: I-CeuI y BstXI requieren diferentes condiciones de búfer, de acuerdo con los protocolos del fabricante, para lograr el 100% de actividad. Además, un corte completo con I-CeuI requiere un mínimo de 3 h, mientras que BstXI requiere solo 15 min de tiempo de incubación. Por lo tanto, las digestiones deben realizarse secuencialmente.
    4. Preparación del vector: Linealizar la construcción del vector (por ejemplo, pACEBac-CaM) a través de la digestión BstXI. La fosfatasa alcalina se incluye en la preparación del vector para evitar que el plásmido vectorial se una a sí mismo (ver Tabla de Materiales). Obtener el producto de digestión por electroforesis y purificarlo con un Kit de Extracción en Gel.
    5. Ligadura: Ligar el inserto tratado con I-CeuI/BstXI y el vector tratado con BstXI con ADN ligasa T4 (ver Tabla de Materiales). Realizar reacciones de ligadura a temperatura ambiente (20 °C -25 °C) durante 10 min con una proporción de 1:1 en masa del ADN del inserto al ADN vectorial, manteniendo la masa total cercana a 100 ng en cada reacción de ligadura.
    6. Transformación y análisis de plásmidos: Transformar las mezclas de ligadura en células DH5α (ver Tabla de Materiales) siguiendo las recomendaciones del fabricante y examinar las colonias positivas para detectar resistencia a la gentamicina. Purifique los plásmidos utilizando un kit comercial (consulte la Tabla de materiales) y verifique los clones correctos (por ejemplo, plásmidos que contienen M7a HC y CaM) en función de los patrones de digestión de restricción específicos y la secuenciación del ADN de los insertos.
    7. Integración de múltiples casetes de expresión génica: Repita los pasos 1.1.2 a 1.1.6 para integrar casetes de genes adicionales que expresan otras subunidades de miosina-7a.
  2. Producción y purificación de ADN bacmid recombinante (4 días; Figura 1C).
    NOTA: Día 1 - Transformación bacteriana y crecimiento de colonias transformadas. Días 2-3 - Crecimiento de colonias y selección para una transformación exitosa. Día 3 - Selección y rayado de colonias positivas, comenzando la inoculación durante la noche. Día 4 - Purificación del ADN de bacmid.
    1. Transforme las células competentes DH10Bac (ver Tabla de Materiales) con 1 ng del plásmido pACE-M7aHC-RLC-CALML4-CaM secuenciado siguiendo las recomendaciones del fabricante.
    2. Colocar 20-200 μL de las células en una placa de agar que contenga 50 μg/mL de kanamicina, 7 μg/mL de gentamicina, 10 μg/mL de tetraciclina, 100 μg/mL de indolil-β-galactósido halogenado y 40 μg/mL de IPTG (ver Tabla de Materiales) e incubar la placa a 37 °C durante 48 h para permitir el desarrollo de un color azul intenso en clones negativos.
      NOTA: El indolil-β-galactósido halogenado tiñe las colonias que continúan expresando LacZ (lo que indica que la transposición no tuvo éxito), lo que permite la selección de colonias blancas donde la transposición fue exitosa.
    3. Seleccione cuidadosamente una colonia blanca aislada y cultive células durante la noche en 5 mL de medio LB que contenga 50 μg/mL de kanamicina, 7 μg/mL de gentamicina y 10 μg/mL de tetraciclina a 37 °C en un agitador orbital a 225 rpm.
    4. Centrifugar el cultivo a 2.465 x g durante 10 min para granular la E. coli. Deseche el sobrenadante y vuelva a suspender el pellet en 300 μL de tampón P1 del kit.
      NOTA: Si bien aquí se utilizan tampones del kit Miniprep, el protocolo para purificar el producto bacmid varía del protocolo proporcionado con el kit.
    5. Añada 300 μL del tampón P2 del kit. Mezcle invirtiendo los tubos unas cuantas veces y luego incube a temperatura ambiente durante 3 minutos.
    6. Añadir 300 μL del tampón N3 del kit y mezclar por inversión para detener la reacción de lisis. Centrifugar a 17.885 x g durante 10 min a 4 °C.
    7. Transfiera el sobrenadante a un tubo estéril limpio y repita la centrifugación durante otros 10 minutos.
    8. Transfiera 800 μL del sobrenadante a otro tubo de microcentrífuga estéril de 1,7 mL (ver Tabla de Materiales) y agregue 600 μL de isopropanol frío (ver Tabla de Materiales), mezclando por inversión rigurosa. A continuación, centrifugar a 17.885 x g durante 20 min a 4 °C.
    9. Deseche el sobrenadante y localice la pequeña bolita blanca. Lavar el pellet con 800 μL de etanol frío al 70% (ver Tabla de Materiales) y centrifugar a 17.885 x g durante 5 min a 4 °C. Agregue etanol con cuidado a lo largo de la pared del tubo para evitar perturbar el pellet.
    10. Deseche el sobrenadante y repita el lavado con etanol una vez. Seque el pellet al aire libre a temperatura ambiente durante 5 min. Aspire con cuidado el exceso de líquido, si es necesario.
    11. Disuelva el pellet con 20 μL de tampón EB del kit. Asegúrese de que el pellet se disuelva por completo moviendo el tubo o mezclando suavemente mediante pipeteo. Determine la concentración utilizando un espectrofotómetro (ver Tabla de Materiales).
    12. Ajuste el volumen del tampón según sea necesario para obtener la concentración de bacmid en aproximadamente 1 μg/μL. Almacene el ADN de bacmid a 4 °C hasta que esté listo para la producción del virus P0.
      NOTA: El bacmid purificado puede mantenerse a 4 °C y sigue siendo eficaz durante varios meses. Hemos visto transfecciones exitosas con productos bacmid de hasta 1 año de edad. Alternativamente, el bacmid puede ser alícuota y almacenado a -20 °C. Deben evitarse los ciclos múltiples de congelación/descongelación, ya que disminuyen la eficiencia de la transfección.
  3. Transfectar células de insecto Sf9 con bacmid para producir baculovirus recombinante (6 días; Figura 1D)
    NOTA: Día 1 - Transfección de células con ADN de bacmid. Días 2-6 - Observar el crecimiento y la expresión de las células. Día 6 - Recolección del virus P0.
    1. Agregue células Sf9 en medios de cultivo (consulte la Tabla de materiales) a una placa de 6 pocillos a una concentración de 0,33 x 106 células/mL con 3 mL por pocillo. Deje reposar la placa a temperatura ambiente durante 30 minutos para permitir que las células se adhieran a la parte inferior de la placa.
    2. Para cada pocillo, prepare una mezcla de transfección combinando 10 μL de reactivo de transfección de lípidos catiónicos (ver Tabla de Materiales) con 250 μL de medio de Medio Mínimo Esencial (MEM) mejorado (ver Tabla de Materiales) en un tubo de microcentrífuga estéril. Mezclar por inversión e incubar a temperatura ambiente durante 5 min.
    3. Añadir 1 μg (sobre la base de la concentración determinada en el paso 1.2.12) de miosina-7a bacmid sin diluir a la mezcla de transfección. Mezclar por inversión e incubar a temperatura ambiente durante 5 min.
    4. Distribuya uniformemente toda la mezcla de ADN y lípidos gota a gota en los pocillos. Deje un pozo para las células no transfectadas como control negativo.
    5. Selle la placa de 6 pocillos con una película (consulte la Tabla de materiales) e incube a 27 °C durante 6 días. Observa el crecimiento y el desapego a lo largo de este tiempo. Si hay una etiqueta fluorescente presente en la construcción, verifique el desarrollo de fluorescencia (Figura 2).
    6. Cuando las células transfectadas muestren signos de infección en etapa tardía, transfiera el medio que contiene el virus de los pocillos infectados a un tubo cónico de 15 mL y centrifugue a 805 x g durante 10 min.
    7. Transfiera el sobrenadante a un tubo cónico limpio de 15 mL, envuélvalo en papel de aluminio y guárdelo a 4 °C. Según nuestra experiencia, este producto es ahora el virus P0 y puede almacenarse y usarse de manera efectiva hasta por cuatro meses.
  4. Amplificar el stock de baculovirus (3-5 días; Figura 1E)
    1. Prepare 100 mL (o el volumen deseado) de células Sf9 a una concentración de 2 x 106 células/mL en un medio de cultivo celular Sf9 en un matraz Erlenmeyer de 250 mL (ver Tabla de Materiales).
    2. Añadir una proporción 1:100 (v/v) de material del virus P0 al cultivo en suspensión de células Sf9 e incubar a 27 °C en un agitador orbital a 135 rpm.
    3. Controle el crecimiento cada 24 h hasta que las células alcancen ~90% de muerte celular. Una vez en este rango, centrifugar la suspensión celular a 500 x g durante 10 min y recoger el sobrenadante que contiene el virus P1.
    4. Filtre el sobrenadante mediante una filtración al vacío de 0,22 μm (consulte la tabla de materiales). Mantenga el producto filtrado en la oscuridad y guárdelo a 4 °C. Este producto es ahora el virus P1.
      NOTA: El título del virus disminuye con el almacenamiento a largo plazo a 4 °C. Considere la posibilidad de hacer caldo de virus fresco si se ha almacenado durante más de 4 meses, o valorar el caldo de virus antes de usarlo en la expresión34.
  5. Expresión de proteínas (60 -72 h entre el inicio de la expresión y la recolección de la célula pellet; Figura 1E)
    1. Prepare células Sf9 en crecimiento en fase logarítmica a una concentración de 2 x 106 células/mL y agregue el virus P1 en una proporción de 12 mL de virus por 300 mL de suspensión celular.
      NOTA: El rendimiento de proteína es de aproximadamente 1 mg/L. Se recomienda utilizar un mínimo de 1,5 L de suspensión celular para la expresión de esta proteína.
    2. Cultivar las células a 27 °C en un agitador orbital a 135 rpm durante aproximadamente 60 h.
      NOTA: Se pueden recolectar muestras pequeñas en diferentes puntos de tiempo y analizarlas utilizando geles SDS para evaluar los niveles de expresión de proteínas. Además, si las proteínas se fusionan con etiquetas fluorescentes, los niveles de expresión se pueden evaluar mediante microscopía de fluorescencia. Las células deben recolectarse a más tardar al inicio de la muerte celular.
    3. Centrifugar la suspensión celular a 3.735 x g durante 5 min a 4 °C para peletizar las celdas. Los pellets pueden almacenarse a -80 °C hasta su uso posterior o conservarse para su almacenamiento a largo plazo. Por lo general, usamos gránulos celulares en semanas, pero hemos recuperado la proteína activa varios meses después de la congelación.
  6. Purificación de proteínas (2 días; Figura 1F)
    NOTA: Día 1 - Extracción y purificación de proteínas mediante cromatografía de afinidad FLAG. Día 2 - Alícuota y congelación de muestras después de la diálisis nocturna. El protocolo que se describe a continuación es para purificar la miosina-7a a partir de gránulos de celdas de 1,5 L.
    1. Prepare el tampón maestro que contiene 10 mM de MOPS (pH 7,2), 500 mM de NaCl, 10 mM de MgCl2, 1 mM de EGTA, 1 μg/mL de leupeptina y 100 μg/mL de fluoruro de fenilmetilsulfonilo (PMSF). Fíltrelo con un filtro de tamaño de poro de 0,22 μm y almacene el tampón a 4 °C (consulte la tabla de materiales).
      NOTA: PMSF es inestable en soluciones acuosas. Prepare la solución madre de PMSF como 1 M en etanol al 100% y almacene a -20 °C durante un máximo de 6 meses.
    2. Prepare 75 mL de tampón de extracción complementando el tampón maestro con 3 comprimidos de inhibidores de la proteasa sin EDTA, 2 mM de ATP y 0,1 mM de ditiotreitol (DTT; ver Tabla de Materiales).
    3. Agregue 75 mL de tampón de extracción al pellet mientras aún está congelado. Deje el pellet en el tampón de extracción sobre hielo hasta que se descongele. Utilice una pipeta serológica para romper el pellet y acelerar el proceso de descongelación.
    4. Con una punta de 1/2 pulgada (13 mm), sonique la resuspensión en hielo durante 10 minutos al 50% de amplitud, 5 segundos encendidos, 5 segundos apagados.
    5. Centrifugar el lisado total a 33.746 x g durante 30 min a 4 °C. Durante la centrifugación, prepare 1,5 mL de resina FLAG lavando 3 mL de la suspensión al 50% de resina de afinidad Anti-FLAG (ver Tabla de Materiales) con 40 mL de PBS. Granular la resina centrifugando a 800 x g durante 2 min a 4 °C. Retire con cuidado el PBS sin alterar la resina.
    6. Añadir el sobrenadante de la centrifugación del lisado a la resina lavada e incubar con rotación continua a 4 °C durante 1 h.
    7. Granular la resina centrifugando a 800 x g durante 2 min a 4°C. Sin alterar la resina, retire el sobrenadante.
    8. Vuelva a suspender la resina en 40 mL de Master Buffer y centrifugue a 800 x g durante 2 min a 4 °C. Retire con cuidado el sobrenadante sin alterar la resina. Repite el lavado 1 vez.
    9. Transfiera la resina lavada a dos columnas de centrifugado de polipropileno (consulte la tabla de materiales). Lave cada columna 1 vez con 2 ml de tampón maestro. Retire el tampón maestro centrifugando la columna a 1.400 x g durante 2 min a 4 °C. La resina se empaquetará en la parte inferior.
    10. Prepare un tampón de elución añadiendo 100 μg/mL de péptido FLAG (consulte la tabla de materiales) al tampón maestro.
    11. Añade 300 μL de tampón de elución a la resina empaquetada en cada columna y mezcla suavemente mediante pipeteo para asegurarte de que la resina esté completamente hidratada por el tampón de elución. Deja que la resina se incube con el tampón de elución en hielo durante 10 min.
    12. Centrifugar las columnas a 1.400 x g durante 2 min a 4 °C. Transfiera el flujo a un tubo de microcentrífuga limpio y manténgalo en hielo. Esta es la primera fracción.
    13. Repita los pasos 1.6.11-1.6.12 de modo que se recojan 4 fracciones de cada columna.
    14. Realizar electroforesis en gelSDS-PAGE 35 con las fracciones de elución para determinar sus concentraciones relativas. Mientras el gel funciona, prepare un tampón de diálisis que contenga 500 mM de NaCl, 10 mM de MOPS, 2 mM de MgCl2, 0,1 mM de EGTA y 1 mM de DTT.
    15. Combina las fracciones más concentradas. Transfiera la muestra a un casete de diálisis MWCO de 10K (consulte la tabla de materiales) y dialice durante la noche a 4 °C. Utilice 1 L de tampón de diálisis para aproximadamente 500 μL de proteína. Realice al menos tres cambios del tampón de diálisis.
      NOTA: La columna de centrifugación y el método de elución por centrifugación permiten eluir las proteínas a altas concentraciones (0,5-1 mg/mL). Por lo general, no se requieren pasos de concentración adicionales. Sin embargo, si se desean proteínas más concentradas, cargue las muestras en tubos concentradores de 100.000 MWCO (consulte la tabla de materiales) y centrifugue a 1.400 x g durante 5 minutos a 4 °C. Repita este proceso hasta alcanzar el volumen deseado de solución proteica.
    16. Al día siguiente, descargue con cuidado la muestra del casete de diálisis. Alícuota 15 μL por tubo de PCR y coloque los tubos en un recipiente de nitrógeno líquido para la congelación instantánea. Las proteínas congeladas pueden almacenarse a -80 °C para su uso futuro (Figura 3A).
      NOTA: El rendimiento de miosina-7a utilizando este método suele estar entre 0,5 y 1 mg/L.

2. Purificación de las cadenas ligeras RLC y CALML4 utilizando el sistema E. coli His6-SUMO (7 días)

NOTA: Días 1-4 - Clonación y purificación de los plásmidos. Día 5 - Transformación bacteriana. Días 6-7 - Purificación, alícuota y congelación de proteínas finales.

  1. Clone los ADNc que codifican RLC y CALML4 en un vector pET-SUMO, que contiene una secuencia His6 antes de SUMO para ayudar en la purificación. Cuando es necesario, el dominio His6-SUMO puede separarse de la proteína de fusión utilizando una proteasa SENP226,36.
  2. Para cada proteína de cadena ligera, transforme las células BL21 de E. coli competentes (consulte la Tabla de materiales) con el plásmido e inicie un cultivo líquido de 5 ml durante la noche con las células transformadas.
  3. Al día siguiente, inocular los 5 mL de cultivo durante la noche en 1 L de caldo Luria-Bertani (LB) que contenga 50 μg/mL de kanamicina. Deje que el cultivo crezca a 37 °C con agitación continua a 270 rpm hasta que la densidad óptica (O.D.) alcance 0,6 - 1,0.
    NOTA: El valor de O.D. se duplica aproximadamente cada 20 minutos una vez que llega a 0,2. Monitoree el diámetro exterior con frecuencia.
  4. Iniciar la expresión de proteínas añadiendo 250 μM de isopropil b-D-1-tiogalactopiranósido (IPTG) al cultivo. Incubar durante 3-5 h a 37 °C o 16 °C durante la noche con agitación continua a 270 rpm.
  5. Granular la E. coli centrifugando la suspensión celular a 4.347 x g durante 15 min a 4 °C. Deseche el sobrenadante.
  6. Prepare el tampón de resuspensión que contiene 50 mM de Tris-HCl, 1 M de NaCl, 5 mM de Imidazol y 10% de glicerol, pH 7.4 (ver Tabla de Materiales). Mantener en hielo.
  7. Vuelva a suspender el pellet en 15-25 mL de tampón de resuspensión y transfiera la suspensión a un vaso de precipitados limpio, ajustando el volumen total a 35 mL. Añada DNasa y RNasa a la suspensión en una proporción de 1:1000 (v/v) para una concentración final de 1 μg/mL y 2 μg/mL, respectivamente. Agregue una tableta de inhibidor de proteasa sin EDTA, 4 mM de 2-mercaptoetanol y Triton X al 1% a la suspensión (ver Tabla de Materiales). Mantener en hielo durante 20 min.
  8. Sonicar la suspensión de pellets en agua helada con 1 s encendido y 1 s apagado durante un total de 1 min al 100% de amplitud. Dejar el lisado homogeneizado a 4 °C con rotación continua durante 2 h.
    NOTA: La adición de Triton X ayuda a lisar las células en preparación para la sonicación.
  9. Centrifugar los lisados a 26.900 x g durante 45 min a 4 °C. Mientras esto ocurre, comience a preparar la resina de cobalto (consulte la Tabla de materiales). Utilice 500 μL de resina de cobalto para 1 L de cultivo de E. coli . Lavar la resina 2 veces con agua ultrapura y una vez con Suspension Buffer centrifugando a 4.347 x g durante 2 min a 4 °C.
  10. Después de la centrifugación del lisado, combine el sobrenadante con la resina lavada y mece suavemente a 4 °C durante 30 min.
  11. Centrifugar la suspensión de resina lisada a 4.347 x g durante 2 min a 4 °C. La resina se empaquetará en la parte inferior del tubo. Sin alterar la resina, retire el sobrenadante.
  12. Lavar la resina con Resuspension Buffer centrifugando a 4.347 x g durante 2 min a 4 °C. Retire el sobrenadante. Repita los lavados hasta que el sobrenadante esté incoloro.
  13. Prepare un tampón de elución que contenga 50 mM de Tris HCl, 300 mM de NaCl, 5 mM de imidazol, 10% de glicerol, 4 mM de 2-mercaptoetanol y 0,25 μM de proteasa SENP2 (ver Tabla de Materiales). Manténgalo en hielo.
  14. Vuelva a suspender la resina en 1 mL de tampón de resuspensión e incube durante la noche a 4 °C con rotación continua.
  15. Al día siguiente, centrifugar a 4.347 x g durante 2 min para granular la resina. Recoja el sobrenadante, que contiene la proteína de cadena ligera escindida y la proteasa.
  16. Agregue 1 mL de tampón de elución a la resina. Repita la centrifugación y recoja el sobrenadante.
  17. Eliminación de la proteasa mediante cromatografía líquida rápida de proteínas (FPLC). Brevemente, prepare la columna de exclusión de tamaño (consulte la Tabla de materiales) con un tampón que contenga 50 mM de Tris-HCl, 300 mM de NaCl, 10% de glicerol y 5 mM de DTT (pH 7,4). Concentrar el sobrenadante a 500 μL utilizando un tubo concentrador de 10.000 MWCO. Cargue la muestra concentrada en una columna conectada a un sistema de cromatografía automatizado mediante una jeringa, fluya con un tampón que contenga 50 mM de Tris-HCl, 300 mM de NaCl, 10% de glicerol y 5 mM de DTT (pH 7,4). Monitorizar las fracciones recogidas mediante espectrofotometría ultravioleta. Recoger las fracciones proteicas con un peso molecular correspondiente a las cadenas ligeras.
    NOTA: La proteasa también se puede eliminar por cromatografía de afinidad si se diseña una etiqueta de purificación (por ejemplo, una etiqueta GST) en la proteasa.
  18. Ejecute un gel SDS-PAGE con las fracciones de elución para determinar la pureza y las concentraciones relativas de las proteínas de cadena ligera en cada fracción. Las fracciones deseadas son aquellas que contienen proteínas de cadena ligera concentradas sin bandas de proteasas visibles. Combine las fracciones de proteína deseadas y concéntrelas utilizando un tubo concentrador de 10.000 MWCO35.
  19. Congele rápidamente las alícuotas de proteína en nitrógeno líquido y transfiéralas inmediatamente a -80 °C para su almacenamiento a largo plazo (Figura 3B).
    NOTA: El rendimiento de RLC y CALML4 utilizando el sistema His6-SUMO de E. coli es de aproximadamente 1-2 mg/L.

3. Ensayo de deslizamiento de filamento de actina adaptado a la miosina-7a (3 h)

NOTA: Los métodos utilizados en esta sección son similares a los descritos para otras miosinas31 , con las principales modificaciones siendo la incubación y aplicación de miosina en un tampón de alta fuerza iónica y el largo intervalo requerido para lograr una medición precisa de los desplazamientos de fotograma a fotograma.

  1. Preparar 20 μM de actina filamentosa (F-actina) polimerizando actina globular (G-actina) en tampón de polimerización (50 mM KCl, 25 mM MOPS, 2 mM MgCl2, 1 mM DTT (pH 7,0)) a 4 °C durante la noche. Etiquete la F-actina añadiendo 1,2 veces el exceso molar de rodamina-faloidina (ver Tabla de Materiales). Cubrir con papel de aluminio e incubar en hielo durante al menos 2 h.
    NOTA: La G-actina se puede comprar a proveedores comerciales (ver Tabla de Materiales) o purificada a partir de polvo de acetona muscular de conejo31,37. La F-actina marcada puede almacenarse a 4 °C durante un máximo de 2 meses a esta concentración.
  2. Prepare una cámara de flujo como se describió anteriormente31. Brevemente, coloque dos tiras de cinta adhesiva de doble cara a 2-3 mm de distancia en un portaobjetos de microscopio limpio y tratado con nitrocelulosa (consulte la tabla de materiales). Coloque el cubreobjetos con el lado de nitrocelulosa hacia abajo sobre las tiras, creando una cámara de flujo con un volumen aproximado de 10 μL (Figura 4).
  3. Realización de un ensayo de deslizamiento de filamento de actina
    1. A la cámara de flujo, agregue un volumen de cámara de proteína de miosina-7a humana purificada de 0,2 mg/mL en tampón de motilidad de NaCl de 500 mM (500 mM de NaCl, 20 mM de MOPS, 5 mM de MgCl2, 0,1 mM de EGTA (pH 7,4)). Deje incubar durante 5 minutos a temperatura ambiente.
      NOTA: Es fundamental agregar miosina-7a en un tampón con alto contenido de sal, ya que esto alivia el estado autoinhibido y permite que la miosina-7a se adhiera a la superficie en la conformación activada.
    2. Lave la cámara de flujo con volúmenes de tres cámaras de 1 mg/mL de BSA (consulte la Tabla de materiales) con un tampón de motilidad de NaCl de 150 mM (150 mM de NaCl, 20 mM de MOPS, 5 mM de MgCl2, 0,1 mM de EGTA, 1 mM de DTT (pH 7,4)) y aspire el líquido con una toallita limpia en la salida para absorber el exceso de líquido. Incubar durante 1 minuto después del3º lavado.
    3. Fluya un volumen de cámara de 10 nM de F-actina marcada con rodamina faloidina en un tampón de motilidad de NaCl de 150 mM a través de la cámara de flujo. Monitoree la unión de los filamentos de actina a la superficie bajo un microscopio fluorescente con un objetivo 100x. La densidad de los filamentos de actina debe ser óptima (Figura 5A), asegurando suficientes filamentos en el campo de visión para el seguimiento, pero lo suficientemente escasa como para evitar la superposición de múltiples filamentos, lo que complica el seguimiento.
    4. Lave la cámara de flujo con volúmenes de tres cámaras de 150 mM de tampón de motilidad de NaCl para eliminar los filamentos de actina no unidos y el exceso de rodamina-faloidina.
    5. Inicie la motilidad añadiendo un volumen de cámara del tampón final (200 mM de NaCl, 20 mM de MOPS, 5 mM de MgCl2, 0,1 mM de EGTA, 50 mM de DTT, 2 mM de ATP, 2,5 mg/ml de glucosa, 100 μg/mL de glucosa oxidasa, 2 μM RLC, 2 μM CaM, 2 μM CALML4).
    6. Grabe imágenes en un microscopio de fluorescencia utilizando una excitación de 561 nm para visualizar la actina marcada con rodamina faloidina. Encuentre un área en el portaobjetos con la densidad de actina deseada (Figura 5A) y capture imágenes cada 30 s durante 30 minutos.
      NOTA: La velocidad de la miosina-7a de los mamíferos es de aproximadamente 5 nm/s. Al establecer la velocidad de fotogramas de adquisición, es importante asegurarse de que los desplazamientos de los filamentos entre fotogramas sean lo suficientemente largos (más de un píxel) para permitir un seguimiento preciso. Los movimientos de subpíxeles entre fotogramas pueden provocar una sobreestimación de la velocidad. La velocidad de fotogramas de 30 s permite que los filamentos de actina se muevan unos 150 nm entre fotogramas, lo que corresponde a más de dos píxeles en el microscopio. Sin embargo, se debe tener cuidado de que se pueda observar un desplazamiento significativo en el microscopio que se está utilizando. Si está disponible, se puede utilizar la grabación de múltiples posiciones para recopilar simultáneamente varios campos de visión para el análisis.
  4. Análisis del movimiento de los filamentos de actina mediante el programa FAST (instalado en un Mac)38.
    NOTA: El programa FAST utilizado aquí es solo una de las muchas opciones para cuantificar el movimiento del filamento. Elegimos usar FAST porque está automatizado, es rápido y no requiere software de pago. Otras opciones incluyen algoritmos basados en MATLAB, como FIESTA, métodos basados en ImageJ/FIJI, como MTrack2 y Manual Tracking, y métodos basados en Python, como Philament39.
    1. Descargue e instale el programa FAST (github.com/NeilBillington/FASTrack3 - versión compatible con python3 con un módulo adicional para la conversión de archivos nd2. NB: La versión original de python2 se puede encontrar en github.com/turalaksel/FASTrack).
    2. Ejecute el programa FAST como se describe en38 utilizando un valor de tolerancia de 33 para retener solo los filamentos que se mueven suavemente.
      NOTA: Si las imágenes contienen desviaciones debido a problemas mecánicos con el escenario o a la recopilación de varias series al mismo tiempo, primero se deben estabilizar las películas. Para ello, recomendamos el plugin FIJI Image Stabilizer, disponible para su descarga en la siguiente dirección - (https://www.cs.cmu.edu/~kangli/code/Image_Stabilizer.html).
    3. Utilice el programa FAST para analizar las imágenes de .tif recién creadas configurando primero los valores -xmax y -ymax. Estos establecen los parámetros para la salida del diagrama de dispersión por el programa y representan la longitud de filamento más larga (en nm) y la velocidad máxima del filamento (en nm/s). En este ejemplo, utilizamos 20.000 nm para -xmax y 20 nm/s para -ymax para garantizar que se capturen todos los datos (Figura 5D).
    4. Utilice -px para establecer el tamaño de píxel de la imagen adquirida, que aquí será de 65 nm, y -minv para establecer la velocidad mínima (en nm/s) requerida de un filamento para su inclusión en el análisis. Para la baja velocidad de la miosina-7a en este ejemplo, utilice 0,1 nm/s.
    5. Utilice -maxd para establecer la distancia máxima permitida entre fotogramas para que los filamentos se vinculen. Esto se establece para evitar vincular filamentos separados entre marcos y, en este ejemplo, usamos el valor predeterminado de 2000 nm.
    6. Use-pt para establecer la tolerancia a las fluctuaciones en las velocidades de los filamentos y solo incluya filamentos con movimientos suaves. En este ejemplo se utiliza un umbral de tolerancia del 33%. Esto significa que los filamentos con una desviación estándar de velocidad superior al 33% de la media de velocidad se excluirán del análisis posterior.
    7. Por último, use -d para indicar la carpeta que contiene las pilas de .tif para el análisis. La cadena de comando completa con los parámetros y valores dados será: fast -xmax 20000 -ymax 20 -px 65 -minv 0.1 -maxd 2000 -pt 33 -d [nombre de la carpeta que contiene películas].
      NOTA: El programa FAST generará diagramas de dispersión (Figura 5D) con sus datos brutos asociados, que se pueden extraer para su análisis y visualización en otros programas (Figura 5C). También generará un gráfico de las trayectorias de los filamentos rastreados (Figura 5B), que debe usarse para verificar que el seguimiento funciona como se espera. A continuación se incluyen ejemplos de los gráficos y otras posibles visualizaciones de datos.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El complejo de miosina-7a purificado y las proteínas de cadena ligera se pueden evaluar mediante electroforesis en gel SDS-PAGE, como se muestra en la Figura 3. La banda por encima del marcador de 200 kDa corresponde a la cadena pesada de miosina-7a (255 kDa). Las tres bandas que migran entre los marcadores de 22 y 14 kDa de arriba a abajo son RLC (20 kDa), calmodulina y CALML4, respectivamente. Mientras que la calmodulina y la CALML4 tienen un peso molecular similar de aproximadamente 17 kDa, las dos proteínas se pueden separar utilizando un gel de tris-glicina al 16%.

El video 1 y la figura 5 muestran un ensayo de deslizamiento de filamento de actina característico con miosina-7a de mamíferos. Una característica inmediata revelada por este ensayo es la motilidad lenta de la miosina-7a. El video se reproduce a 500 veces la velocidad normal para visualizar mejor el movimiento de los filamentos de actina impulsados por esta miosina. Este ensayo se puede modificar para estudiar más a fondo cómo los factores externos como la temperatura, la fuerza iónica y la viscosidad de la solución influyen en la actividad de la miosina-7a. Además, las proteínas de unión a la miosina-7a pueden introducirse en la celda de flujo para investigar sus efectos sobre las interacciones y la motilidad de la actomiosina.

figure-results-1
Figura 1: Flujo de trabajo para la producción de holoenzimas de miosina-7a basada en el sistema MultiBac. (A) Inserte los ADNc que codifican la cadena pesada de miosina-7a, RLC, CALML4 y calmodulina en los sitios de clonación múltiple (MCS) del vector pACEBac1. (B) Construir el casete de expresión multigénica para codificar el complejo miosina-7a mediante la ligadura iterativa de los vectores pACEBac1 que contienen los ADNc de la cadena pesada de miosina-7a, RLC, CALML4 y calmodulina. (C) Integrar el casete multigénico de miosina-7a en el genoma del baculovirus a través de la transposición del elemento mini-Tn7 del vector pACEBac1 al sitio objetivo mini-attTn7 en el genoma. (D) Producir baculovirus que expresen el complejo miosina-7a mediante la transfección de células Sf9 con el bacmid recombinante que contiene el casete multigénico de miosina-7a. (E) El baculovirus puede amplificarse inoculando el virus P0 en un cultivo de suspensión celular Sf9 y recolectando el sobrenadante. El producto resultante, el virus P1, puede utilizarse para la expresión de proteínas a gran escala. (F) Flujo de trabajo para la purificación basada en columnas de afinidad FLAG del complejo miosina-7a. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-2
Figura 2: Imágenes fluorescentes representativas de células Sf9 transfectadas con bacmid que expresan miosina-7a con una etiqueta GFP C-terminal. Las imágenes muestran la progresión normal de la infección por baculovirus: las células comienzan a expresar miosina-7a alrededor del día 4 después de la transfección, y casi todas las células se infectan en una semana. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-3
Figura 3: SDS-gels de complejo de miosina-7a purificado y proteínas de cadena ligera. (A) Holoenzima miosina-7a humana de longitud completa purificada utilizando el sistema MultiBac. Se indican la cadena gruesa (HC) y las cadenas ligeras. (B) RLC y CALML4 purificados utilizando el sistema His6-SUMO. Se compra calmodulina (CaM) (ver Tabla de Materiales) y se purifica del cerebro bovino. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-4
Figura 4: Flujo de trabajo para el ensamblaje de la cámara de flujo y los ensayos de deslizamiento de actina. Un cubreobjetos tratado con nitrocelulosa se fija a un portaobjetos de microscopio mediante dos piezas de cinta adhesiva de doble cara. Esto crea una cámara de flujo con un volumen de aproximadamente 10 μL. Las proteínas se agregan secuencialmente a la cámara, mientras que el exceso de soluciones se absorbe a través del canal con papel de seda. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-5
Figura 5: Resultados representativos de los ensayos de filamentos de actina deslizantes y el análisis de seguimiento. (A) Fotograma de ejemplo de una grabación de lapso de tiempo que muestra el movimiento del filamento de actina impulsado por motores de miosina-7a decorados en la superficie. (B) Salida de imagen de seguimiento de filamento del programa FAST para el mismo campo de visión que se muestra en (A). (C) Histograma representativo de la velocidad de deslizamiento de la actina generada por la miosina-7a de los mamíferos: 4,2 ± 1,4 nm/s (media ± desviación estándar; el número de huellas = 550). (D) Ejemplo de salida autogenerada del programa FAST que muestra la longitud y las velocidades del filamento calculadas. %STUCK muestra el porcentaje de filamentos que se consideran atascados en función del límite de velocidad mínima proporcionado por el usuario. MVEL representa la velocidad media de todos los filamentos no adheridos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Video 1: Ensayo de deslizamiento de filamento de actina realizado con miosina-7a. La miosina-7a humana purificada de longitud completa se adhiere a la superficie. Esta película se adquirió a 1 fotograma cada 30 s con una exposición de 200 ms. Haga clic aquí para descargar este video.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aquí se presenta un protocolo detallado para la producción de la proteína miosina-7a humana recombinante a partir de células de insectos. Aunque el sistema Sf9/baculovirus se ha utilizado para producir una variedad de miosinas 40,41,42,43, sólo recientemente la miosina-7a de mamíferos se ha purificado con éxito utilizando el sistema de baculovirus MultiBac 14. Se ha descubierto que la miosina-7a de los mamíferos se asocia con tres tipos de cadenas ligeras, todas las cuales son esenciales parala integridad estructural y funcional de la proteína. Esto contrasta con su homólogo invertebrado y la mayoría de las otras miosinas, que generalmente se unen a solo uno o dos tipos de cadenas ligeras44,45. Esto significa que para sintetizar la holoenzima miosina-7a humana, al menos cuatro genes diferentes deben expresarse simultáneamente en cada célula Sf9. En este caso, el sistema MultiBac ofrece beneficios significativos sobre la coinfección con múltiples baculovirus, ya que garantiza proporciones reproducibles de las subunidades del complejo miosina-7a en cada célula infectada. De hecho, Belyaev et al. lo han demostrado estadísticamente: a medida que aumenta el número de tipos de virus, la probabilidad de que las células reciban una proporción igual de virus disminuye drásticamente46. Por ejemplo, con dos tipos de virus, solo el 12,78% de las células alcanzan una proporción igual, mientras que este porcentaje se reduce al 0,29% cuando se utilizan cuatro tipos de virus, suponiendo que cada tipo de virus se distribuya entre las células de forma independiente. Esta variabilidad puede ser problemática cuando las proteínas de la subunidad necesitan ensamblarse en una proporción constante para producir el rendimiento máximo del complejo. Si bien este artículo se centra en la miosina-7a de los mamíferos, es cada vez más evidente que el sistema MultiBac ofrece un enfoque más optimizado para la producción de complejos multiméricos que el método de coinfección, particularmente para proteínas con más subunidades y producidas con bajos rendimientos.

Varios factores son críticos para lograr una producción de alto rendimiento de la proteína miosina-7a utilizando este método. En primer lugar, es crucial determinar el momento óptimo para la recolección de células Sf9 . Esto permite la máxima producción de proteínas al tiempo que minimiza los efectos perjudiciales de la lisis celular y la muerte causada por el virus. La producción de complejos proteicos basados en MultiBac a menudo exhibe un pico retardado en la expresión en comparación con los sistemas monocistrónicos de baculovirus o cuando se expresan proteínas más pequeñas. Descubrimos que el mejor momento para recolectar células infectadas con el virus MultiBac de miosina-7a es entre 60 y 65 horas después de la infección. Se recomienda encarecidamente la monitorización continua de los niveles de expresión de proteínas durante todo el proceso. Esto se puede lograr mediante microscopía fluorescente si se fusiona una marca de proteína fluorescente o mediante el análisis SDS-PAGE en caso contrario. Además, es importante monitorear la viabilidad celular simultáneamente para identificar el momento óptimo para lograr el mayor rendimiento de proteínas con una muerte celular mínima.

La miosina-7a es una miosina monomérica de gran tamaño susceptible a la degradación de proteínas14. Para evitar la degradación durante el proceso de purificación, es importante asegurarse de que todos los tampones estén preenfriados y que todos los procedimientos se realicen a 4 °C. Además, es fundamental minimizar la exposición de la miosina-7a a las proteasas. Además de utilizar cócteles de inhibidores de la proteasa, recomendamos mantener la incubación del lisado celular con resina FLAG a solo 1 h. No se ha demostrado que la prolongación de esta duración mejore significativamente la unión de la resina o aumente el rendimiento total de proteínas, y puede suponer un mayor riesgo de degradación de las proteínas.

Una característica distintiva de la miosina-7a de los mamíferos, en comparación con las isoformas de la especieinferior 44, es su combinación de componentes únicos de cadena ligera. Estas cadenas ligeras desempeñan importantes papeles reguladores en la función de la miosina-7a. Por ejemplo, la calmodulina interactúa dinámicamente con la cadena pesada de miosina de una manera dependiente de Ca2+ 47, modulando su motilidad y salida mecánica, un mecanismo que parece específicamente adaptado a las células ciliadas auditivas de los mamíferos14. Si bien las afinidades exactas de unión de la calmodulina a los motivos IQ individuales aún no se han determinado en el contexto de la molécula completa, hemos observado que parte de la calmodulina se disocia gradualmente a medida que se eliminan el exceso de cadenas ligeras en el lisado celular durante la purificación. Esto puede alterar las propiedades mecánicas de la miosina-7a. Para mitigar esto, empleamos columnas de centrifugación combinadas con una centrifugación suave para la etapa de elución. Esto permite que las proteínas se eluyan en un volumen pequeño y a una alta concentración, lo que puede obviar la necesidad de pasos de concentración. Esta práctica acorta el proceso total de purificación de proteínas y minimiza el riesgo de disociación de cadenas ligeras. En los ensayos de deslizamiento de actina, incluimos el exceso de proteínas de cadena ligera en el tampón final para garantizar que las cadenas ligeras nativas permanezcan unidas con la cadena pesada de miosina-7a.

El requisito de exceso de cadenas ligeras representa una de varias diferencias entre el ensayo de deslizamiento de actina con miosina-7a y el de otras miosinas bien estudiadas como la miosina-2. Los ensayos de miosina-2 se realizan normalmente con una fuerza iónica baja (por ejemplo, 50 mM). A medida que la fuerza iónica se eleva hacia la fisiológica (150 mM), los filamentos de actina tienden a desprenderse y la motilidad se ralentiza. En el caso de la miosina-7a, la motilidad se detiene a baja fuerza iónica y el deslizamiento solo se observa a una velocidad mayor o igual a 150 mM. Debido a la autoinhibición de la miosina-7a de longitud completa, se aplica al cubreobjetos en una solución de alta fuerza iónica de una manera similar a cómo se disuelven los filamentos de miosina antes de la aplicación para permitir que las proteínas se unan en una orientación y conformación que permita el deslizamiento posterior.

La baja velocidad observada en los ensayos de deslizamiento de actina con miosina-7a presenta algunos desafíos en la adquisición y análisis de datos de motilidad. De hecho, la translocación es varios órdenes de magnitud más lenta en comparación con la miosina del músculo esquelético, que se utilizó cuando se desarrolló originalmente este ensayo30. Esta baja velocidad puede provocar dificultades en la medición precisa y una sobreestimación de la velocidad que escala con la velocidad de fotogramas48. La precisión de localización de cualquier método de seguimiento es finita, e incluso un objeto estático tiene un cambio aparente de posición entre imágenes sucesivas. A medida que aumenta la frecuencia de muestreo, esto conduce a un valor artificialmente alto para la velocidad. Este efecto es válido para cualquier tipo de ensayo de motilidad, pero el efecto relativo es muy pequeño para los ensayos en los que se produce un gran movimiento de varios píxeles entre fotogramas. Al tomar puntos de datos a intervalos muy largos (cada 60 s, 90 s, etc.), se puede verificar que la velocidad medida es precisa, ya que el valor no debe verse afectado por la frecuencia de muestreo. Dado que el intervalo de grabación de la miosina-7a es tan largo, se puede aprovechar el retardo para grabar desde varias posiciones durante la misma adquisición. Esto permite efectivamente la grabación de varias películas a la vez. Una desventaja de este método es que las imperfecciones mecánicas de la platina provocarán una deriva adicional debido al cambio de posiciones. Esto se puede explicar utilizando la estabilización de imagen como se describe anteriormente.

En la versión original Python2 del software FAST (github.com/turalaksel/FASTrack), cada punto de datos de salida representa una velocidad para un filamento dentro de una ventana de N fotogramas (5 fotogramas por defecto). Una versión modificada de Python3 del software (github.com/NeilBillington/FASTrack3) incluye una salida adicional en la que los puntos de datos se basan en filamento por filamento. Los gráficos predeterminados producidos por el software se basan en el conjunto de datos de tipo ventana N. Ambos tipos de salida son igualmente válidos, y aunque la salida original producirá muchos más puntos de datos por película, normalmente utilizamos los datos basados en filamentos, ya que son más directamente comparables con los métodos existentes para cuantificar el deslizamiento del filamento y proporcionan información más intuitiva sobre el número de filamentos con velocidades específicas en una película en particular. Tenga en cuenta que incluso en este análisis de tipo filamento, el número de puntos de datos no se corresponderá exactamente con el número real de filamentos, ya que el seguimiento se detiene cuando los filamentos se cruzan, y luego se detectan nuevas pistas a medida que emergen después de cruzar.

Las limitaciones de los métodos descritos en este trabajo son que la proteína de los mamíferos se expresa en las células de los insectos. Aunque muchas de estas proteínas, incluida esta, se han expresado con éxito de esta manera, existen otros sistemas de expresión que pueden imitar más de cerca el entorno nativo de la proteína. Los sistemas de expresión de los mamíferos podrían introducir importantes modificaciones postraduccionales en la proteína que están ausentes en el sistema de los insectos. Lo mismo es cierto en mayor medida para la expresión en un sistema bacteriano, como se usa aquí para producir cadenas ligeras de miosina. Sin embargo, creemos que la relativa simplicidad y el alto rendimiento en estos casos superan las posibles limitaciones. El ensayo de motilidad in vitro que se utiliza para caracterizar la proteína está limitado en la cantidad de información que puede proporcionar sobre la proteína. Por ejemplo, muchos aspectos de la regulación de la miosina están enmascarados o eludidos por el ensayo y, por lo tanto, no se pueden investigar con esta técnica. Existen muchos otros tipos de ensayos, como la motilidad de una sola molécula, el atrapamiento óptico y las técnicas bioquímicas y biofísicas, para investigar las propiedades de la miosina in vitro, pero el ensayo de deslizamiento de filamentos se elige aquí como método para medir la actividad de la miosina porque requiere menos proteínas que muchos ensayos bioquímicos, es fácil de realizar y donde se puede demostrar una motilidad exitosa. nos dice que la proteína es tanto bioquímica como mecánicamente activa.

El flujo de trabajo descrito aquí representa una serie de métodos para producir proteína de miosina-7a de alta calidad y caracterizar sus propiedades mecánicas. Aunque estos métodos están específicamente diseñados para esta clase de miosinas, los procedimientos de expresión y purificación son más útiles en general como guía sobre cómo producir este tipo de proteína lábil, que consta de varios polipéptidos distintos y con tendencia a la disociación y degradación. Además, los métodos de caracterización son útiles para todos los tipos de proteínas motoras y, en particular, las consideraciones sobre los parámetros de adquisición y análisis de datos están destinadas a ser útiles para cualquier persona que mida la tasa de translocación de motores moleculares de baja velocidad.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores declaran no tener ningún conflicto de intereses.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Agradecemos al Centro de Imágenes de Microscopía y al Núcleo de Función Visual y Morfología de la Universidad de West Virginia por la discusión y la ayuda con el análisis de imágenes. Este trabajo cuenta con el apoyo de los fondos de la Facultad de Medicina de la Universidad de West Virginia para R.L. Este trabajo también cuenta con el apoyo del Centro de Excelencia en Investigación Biomédica (Vs-CoBRE) (P20GM144230) del Instituto Nacional de Ciencias Médicas Generales (NIGMS) y la Red de Excelencia en Investigación Biomédica de Virginia Occidental (WV-INBRE) (P20GM103434).

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Tubos de microcentrífuga de 1,7 mLVWR87003-294
1X FLAG PeptideGenScriptN/ASíntesis de péptidos personalizada
22x22mm Nº 1.5 cubreobjetosVWR48366-227
Tubos de centrífuga cónicos de 250 mLNunc376814
250 mL Matraz agitador Erlenmyer ventiladoIntelixBioDBJ-SF250VP
2-MercaptoetanolVWRM131
75x25x1 mm Portaobjetos de microscopio VistavisionVWR16004-42
Proteína de actina (>99% pura)CitoesqueletoAKL99
Amicon Ultra-0.5 Unidad de filtro centrífugoMillipore SigmaUFC510024
Amicon Ultra-4 Unidad de filtro centrífugoMillipore SigmaUFC801024
ANTI-FLAG M2 Gel de afinidadMillipore SigmaA2220
ATPMillipore SigmaA7699
ATPMillipore SigmaA7699
Bio-Spin Columna de cromatografía desechable Bio-Rad732-6008
BL21 E. coli competenteNew England BiolabsC2530H
Bluo-GalThermo Fisher
Albúmina sérica bovinaMillipore Sigma5470
BstXI EnzimaNew England BiolabsR0113S
CalmodulinaMillipore Sigma208694
CatalasaMillipore SigmaC40
Champion Sistema de expresión pET-SUMOThermo FisherK30001
Cóctel de inhibidores de proteasa completo y sin EDTARoche Diagnostics5056489001
Cutsmart BufferNew England BiolabsB6004S
DL-DithiothreitolMillipore SigmaDO632
DL-DithiothreitolMillipore SigmaDO632
DNasa I, Espectro QuímicoFisher Scientific18-610-304
Cinta adhesiva de doble caraOffice Depot909955
EGTA, Biología Molecular GradoMillipore Sigma324626-25GM
EGTA, Biología Molecular GradoMillipore Sigma324626-25GM
EtanolThermo FisherBP2818
ExpiFectamine Sf Reactivo de TransfecciónGibcoA38915
ProgramaFASThttp://spudlab.stanford.edu/fast-for-automatic-motility-measurements; 
Fisherbrand  Modelo 505 Desmembradorsónico Fisher ScientificFB505110
Solución reactiva de gentamicinaGibco15710-06410 mg/mL en agua destilada
GlucosaMillipore SigmaG5767
Glucosa OxidasaMillipore SigmaG2133
GlicerolInvitrogen15514-011
Resinade cobalto HisPurThermo Fisher89966
I-CeuI EnzymeNew England BiolabsR0699S
imagenhttps://www.cs.cmu.edu/~kangli/code/Image_Stabilizer.html
ImageJ FIJIhttps://imagej.net/Fiji/Downloads
ImidazolMillipore SigmaI2399
In-Fusion Snap Assembly Master MixTaKaRa638948
IPTGThermo Fisher 15529019
IsopropanolFisher ScientificA451SK
KanamicinaFisher Scientific AAJ67354AD
Puntas de pipeta de orificio grandeFisher Scientific02-707-134 1-200uL
LB Agar, polvo listo para usarThermo FisherJ75851-A1
Inhibidor de la proteasa de leupeptinaThermo Fisher78435
Cloruro de magnesioThermo FisherJ61014.=E1M
Cloruro de magnesioThermo FisherJ61014.=E1M
Eficiencia máxima DH10Bac Células competentesGibco10361012
Tubos de microcentrífuga, 1,7 mlVWR87003-294
Tubos de microcentrífuga, 1,7 mlVWR87003-294
Tubos de microcentrífuga, 1,7 mlVWR87003-294
Nikon: Eclipse Ti con sistema H-TIRF con objetivo
Cámara de microscopioORCA-Fusion BT
Unidad láser de microscopioAndor iXon Ultra
Miller' s LB CaldoCorning46-050-CM
MOPSMillipore SigmaM3183
MOPSMillipore SigmaM3183
NanoDrop One/OneC Microvolumen Espectrofotómetro UV-VisThermo FisherND-ONE-W
NanoDrop One/OneC Microvolumen Espectrofotómetro UV-VisThermo FisherND-ONE-W
NEB 5-alpha E.coli competente (alta eficiencia)New England BiolabsC2987H
NEBuffer r3.1New England BiolabsB6003S
NIS ElementsNikon
NIS-ElementsNikon
NitrocelulosaLADD Research Industries53152
Opti-MEM I Medio de suero reducidoGibco31985070
pACEBac1 VectorGeneva Biotech
ParafilmMillipore SigmaP7793
PMSFMillipore Sigma78830
PureLink RNasa A (20 mg/mL)Invitrogen12091021
QIAprep Spin Miniprep Kit (250)QIAGEN27106
QIAquick Kit de extracción de gel (50)QIAGEN28704
QIAquick PCR Kit de purificación (50)QIAGEN28104
Quick CIPNew England BiolabsM0525S
Rhodamine phalloidinInvitrogenR415
S.O.C. MedioInvitrogen15544034
SENP2 proteasaPMID:17591783Purificado en el laboratorio
Células Sf9Thermo Fisher11496015
Sf-900 III SFM (1X) - Medios Libres de SueroCompleto Gibco12658-027
Slide-A-Lyzer G3 Casetes de Diálisis, 10K MWCO, 3 mLThermo FisherA52971
Cloruro de sodioMillipore SigmaS7653
Cloruro de sodioMillipore SigmaS7653
Sistema de filtración desechable al vacío de liberación rápida StericupMillipore SigmaS2GPU01RE
Superdex 75 Increase 10/300 GLCytiva29148721
T4 DNA LigaseEngland BiolabsM0202S
T4 DNA Ligase Buffer - 10X con 10mM ATPNew England BiolabsB0202A
Clorhidrato de tetraciclinaMillipore SigmaT7660-5G
TrisMillipore Sigma 10708976001
Triton XBioanalítico Americano9002-93-1
15519028 Complemento de estabilizador de Microscopio Modelo TIRF 100X New

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hartman, M. A., Spudich, J. A. The myosin superfamily at a glance. J Cell Sci. 125 (Pt 7), 1627-1632 (2012).
  2. Sellers, J. R. Myosins: a diverse superfamily. Biochim Biophys Acta. 1496 (1), 3-22 (2000).
  3. Titus, M. A. Myosin-driven intracellular transport. Cold Spring Harb Perspect Biol. 10 (3), a021972(2018).
  4. Quintanilla, M. A., Hammer, J. A., Beach, J. R. Non-muscle myosin 2 at a glance. J Cell Sci. 136 (5), jcs.260890(2023).
  5. Peckham, M. Coiled coils and SAH domains in cytoskeletal molecular motors. Biochem Soc Trans. 39 (5), 1142-1148 (2011).
  6. Batters, C., Veigel, C., Homsher, E., Sellers, J. R. To understand muscle you must take it apart. Front Physiol. 5, 90(2014).
  7. Friedman, T. B., Sellers, J. R., Avraham, K. B. Unconventional myosins and the genetics of hearing loss. Am J Med Genet. 89 (3), 147-157 (1999).
  8. Geeves, M. A., Holmes, K. C. The molecular mechanism of muscle contraction. Adv Protein Chem. 71, 161-193 (2005).
  9. Batters, C., Veigel, C. Mechanics and activation of unconventional myosins. Traffic. 17 (8), 860-871 (2016).
  10. Houdusse, A., Sweeney, H. L. How myosin generates force on actin filaments. Trends Biochem Sci. 41 (12), 989-997 (2016).
  11. Odronitz, F., Kollmar, M. Drawing the tree of eukaryotic life based on the analysis of 2,269 manually annotated myosins from 328 species. Genome Biol. 8 (9), R196(2007).
  12. Moreland, Z. G., Bird, J. E. Myosin motors in sensory hair bundle assembly. Curr Opin Cell Biol. 79, 102132(2022).
  13. Williams, D. S., Lopes, V. S. The many different cellular functions of MYO7A in the retina. Biochem Soc Trans. 39 (5), 1207-1210 (2011).
  14. Hollo, A., et al. Molecular regulatory mechanism of human myosin-7a. J Biol Chem. 299 (10), 105243(2023).
  15. Choi, M. S., et al. The small EF-hand protein CALML4 functions as a critical myosin light chain within the intermicrovillar adhesion complex. J Biol Chem. 295 (28), 9281-9296 (2020).
  16. Ebrahim, S., et al. Stereocilia-staircase spacing is influenced by myosin III motors and their cargos espin-1 and espin-like. Nat Commun. 7, 10833(2016).
  17. Whatley, M., et al. Usher syndrome: Genetics and molecular links of hearing loss and directions for therapy. Front Genet. 11, 565216(2020).
  18. Ahmed, Z. M., et al. USH1H, a novel locus for type I Usher syndrome, maps to chromosome 15q22-23. Clin Genet. 75 (1), 86-91 (2009).
  19. Liu, X., Ondek, B., Williams, D. S. Mutant myosin VIIa causes defective melanosome distribution in the RPE of shaker-1 mice. Nat Genet. 19 (2), 117-118 (1998).
  20. Gibbs, D., Kitamoto, J., Williams, D. S. Abnormal phagocytosis by retinal pigmented epithelium that lacks myosin VIIa, the Usher syndrome 1B protein. Proc Natl Acad Sci U S A. 100 (11), 6481-6486 (2003).
  21. Houdusse, A., Titus, M. A. The many roles of myosins in filopodia, microvilli and stereocilia. Curr Biol. 31 (10), R586-R602 (2021).
  22. Schwander, M., Kachar, B., Muller, U. Review series: The cell biology of hearing. J Cell Biol. 190 (1), 9-20 (2010).
  23. Li, S., et al. Myosin-VIIa is expressed in multiple isoforms and essential for tensioning the hair cell mechanotransduction complex. Nat Commun. 11 (1), 2066(2020).
  24. Fitzgerald, D. J., et al. Protein complex expression by using multigene baculoviral vectors. Nat Methods. 3 (12), 1021-1032 (2006).
  25. Sari, D., et al. The MultiBac baculovirus/insect cell expression vector system for producing complex protein biologics. Adv Exp Med Biol. 896, 199-215 (2016).
  26. Courtney, K. C., et al. Synaptotagmin-7 outperforms synaptotagmin-1 to promote the formation of large, stable fusion pores via robust membrane penetration. Nat Commun. 14 (1), 7761(2023).
  27. Courtney, K. C., et al. The complexin C-terminal amphipathic helix stabilizes the fusion pore open state by sculpting membranes. Nat Struct Mol Biol. 29 (2), 97-107 (2022).
  28. Courtney, K. C., et al. Synaptotagmin 1 oligomerization via the juxtamembrane linker regulates spontaneous and evoked neurotransmitter release. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (48), e2113859118(2021).
  29. Yu, I. M., et al. Myosin 7 and its adaptors link cadherins to actin. Nat Commun. 8, 15864(2017).
  30. Kron, S. J., Spudich, J. A. Fluorescent actin filaments move on myosin fixed to a glass surface. Proc Natl Acad Sci U S A. 83 (17), 6272-6276 (1986).
  31. Sellers, J. R. In vitro motility assay to study translocation of actin by myosin. Curr Protoc Cell Biol. Chapter 13, 13.2(2001).
  32. Tripathi, A., Bond, C., Sellers, J. R., Billington, N., Takagi, Y. Myosin-specific adaptations of in vitro fluorescence microscopy-based motility assays. J Vis Exp. (168), e62180(2021).
  33. Yang, Y., et al. A FERM domain autoregulates Drosophila myosin 7a activity. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (11), 4189-4194 (2009).
  34. Jorio, H., Tran, R., Kamen, A. Stability of serum-free and purified baculovirus stocks under various storage conditions. Biotechnol Prog. 22 (1), 319-325 (2006).
  35. JoVE Science Education Database. Separating protein with SDS-PAGE. Basic methods in cellular and molecular biology. , JoVE, Cambridge, MA. (2023).
  36. Mikolajczyk, J., et al. Small ubiquitin-related modifier (SUMO)-specific proteases: profiling the specificities and activities of human SENPs. J Biol Chem. 282 (36), 26217-26224 (2007).
  37. Pardee, J. D., Spudich, J. A. Purification of muscle actin. Methods Enzymol. 85 Pt B, 164-181 (1982).
  38. Aksel, T., Choe Yu, E., Sutton, S., Ruppel, K. M., Spudich, J. A. Ensemble force changes that result from human cardiac myosin mutations and a small-molecule effector. Cell Rep. 11 (6), 910-920 (2015).
  39. Bowser, R. M., Farman, G. P., Gregorio, C. C. Philament: A filament tracking program to quickly and accurately analyze in vitro motility assays. Biophys Rep. 4 (1), 100147(2024).
  40. Bird, J. E., et al. Chaperone-enhanced purification of unconventional myosin 15, a molecular motor specialized for stereocilia protein trafficking. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (34), 12390-12395 (2014).
  41. Billington, N., Wang, A., Mao, J., Adelstein, R. S., Sellers, J. R. Characterization of three full-length human nonmuscle myosin II paralogs. J Biol Chem. 288 (46), 33398-33410 (2013).
  42. Billington, N., et al. Myosin 18A coassembles with nonmuscle myosin 2 to form mixed bipolar filaments. Curr Biol. 25 (7), 942-948 (2015).
  43. Lu, W., et al. Competition between kinesin-1 and myosin-V defines Drosophila posterior determination. Elife. 9, 54216(2020).
  44. Liu, R., et al. A binding protein regulates myosin-7a dimerization and actin bundle assembly. Nat Commun. 12 (1), 563(2021).
  45. Heissler, S. M., Sellers, J. R. Myosin light chains: Teaching old dogs new tricks. Bioarchitecture. 4 (6), 169-188 (2014).
  46. Belyaev, A. S., Hails, R. S., Roy, P. High-level expression of five foreign genes by a single recombinant baculovirus. Gene. 156 (2), 229-233 (1995).
  47. Li, J., et al. Ca(2+)-induced rigidity change of the myosin VIIa IQ motif-single alpha helix lever arm extension. Structure. 25 (4), 579-591.e4 (2017).
  48. Persson, M., Bengtsson, E., ten Siethoff, L., Mansson, A. Nonlinear cross-bridge elasticity and post-power-stroke events in fast skeletal muscle actomyosin. Biophys J. 105 (8), 1871-1881 (2013).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Myosin 7a PurificationMultiBac SystemBiophysical CharacterizationHuman Myosin 7aActin Based MotorUsher SyndromeProtein ExpressionIn Vitro MotilityFluorescence MicroscopyMotor Protein Complex

Related Articles