Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

Artículo de método

Cuantificación de la respiración mitocondrial en células enteras de levadura

2K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/67186

⸱

8 de noviembre de 2024

 ,  ,  , 
1School of Chemistry, Universidad Autónoma de Querétaro, 2Department of Biochemical Engineering, Tecnológico Nacional de México/Instituto Tecnológico de Morelia, 3Department of Biochemical Engineering, Tecnológico Nacional de México/Instituto Tecnológico Superior de Ciudad Hidalgo

En este artículo

Resumen

La respiración mitocondrial en células enteras de levadura es un indicador valioso de la bioenergética celular. En este trabajo se presenta un protocolo para cuantificar este fenotipo aplicable a diferentes especies de levaduras.

Resumen

El metabolismo está coordinado principalmente por la disponibilidad de energía celular y las condiciones ambientales. Los ensayos para conocer cómo las células adaptan el metabolismo energético a diferentes condiciones nutricionales y ambientales proporcionan información valiosa para dilucidar los mecanismos moleculares. La fosforilación oxidativa es la fuente principal de ATP en la mayoría de las células, y la actividad de la respiración mitocondrial es un componente clave de la fosforilación oxidativa, manteniendo el potencial de la membrana mitocondrial para la síntesis de ATP. La respiración mitocondrial a menudo se estudia en mitocondrias aisladas que carecen del contexto celular. Aquí, presentamos un método para cuantificar la respiración mitocondrial en células intactas de levadura. Este método se aplica a cualquier especie de levadura, aunque generalmente se ha utilizado para las células de Saccharomyces cerevisiae. Primero, se prueba el crecimiento de la levadura en condiciones específicas. Luego, las células se lavan y se resuspenden en agua desionizada con una proporción de 1:1 (p/v). A continuación, las células se colocan en una cámara de oxímetro con agitación constante y se utiliza un electrodo Clark para cuantificar el consumo de oxígeno. Algunas moléculas se colocan secuencialmente en la cámara y se seleccionan de acuerdo con este efecto en la cadena de transporte de electrones o síntesis de ATP. El inhibidor de la ATPasa, la oligomicina, se añade primero para medir la respiración acoplada a la síntesis de ATP. Posteriormente, se utiliza un desacoplador para medir la capacidad respiratoria máxima. Finalmente, se añade una mezcla de inhibidores de la cadena de transporte de electrones para descartar el consumo de oxígeno no relacionado con la respiración mitocondrial. Los datos se analizan mediante una regresión lineal para obtener la pendiente, que representa la tasa de consumo de oxígeno. La ventaja de este método es que es específico para la respiración mitocondrial de la levadura, manteniendo el contexto celular. Es fundamental destacar que los inhibidores utilizados en la cuantificación de la respiración mitocondrial podrían variar entre especies de levaduras.

Introducción

Las mitocondrias juegan un papel fundamental en la bioenergética celular ya que son la principal fuente de ATP para la mayoría de las células, y varias vías convergen y dependen de la actividad de las vías mitocondriales1. La fosforilación oxidativa es necesaria para la síntesis de ATP que combina el transporte de electrones a través de la cadena de transporte de electrones para reducir el oxígeno y la actividad de F1F 0-ATPasa, sintetizando ATP utilizando el potencial de membrana mitocondrial producido debido al flujo de electrones2. Así, la respiración mitocondrial forma parte de la fosforilación oxidativa3.

La cadena de respiración mitocondrial comprende cuatro complejos o, en algunos casos, deficiente en el complejo I de levadura (por ejemplo, Saccharomyces cerevisiae), tres complejos y tres proteínas deshidrogenasas4. Los complejos respiratorios se localizan en la membrana mitocondrial interna; algunas levaduras presentan la cadena de transporte de electrones canónica con complejo I (NADH deshidrogenasa) o tres NADH deshidrogenasa, ubiquinona (Co Q), complejo II (succinato ubiquinona oxidorreductasa), complejo III (ubiquinona citocromo oxidorreductasa), citocromo c (Cyt c) y complejo IV (citocromo c oxidasa)5,6. El transporte de electrones a través de los complejos permite el bombeo de protones desde la matriz mitocondrial hasta el espacio intermembrana, formando un potencial de membrana mitocondrial7. Los protones ubicados en el espacio intermembrana son bombeados a la inversa, hacia la matriz mitocondrial por F1F0 -ATPasa para sintetizar una molécula de ATP por cada cuatro protones bombeados8.

Las mediciones de la respiración mitocondrial proporcionan información valiosa sobre la integridad mitocondrial, la bioenergética celular y la capacidad respiratoria mitocondrial9. La función de la respiración mitocondrial puede ser analizada in vitro o in situ utilizando diversas técnicas. Sin embargo, el análisis de la respiración mitocondrial en células intactas podría presentar una serie de ventajas, ya que comprende todo el metabolismo celular, ya que se consideran las interacciones de las células con su entorno y el metabolismo intracelular cuando se emplean células enteras10. Además, el uso de células intactas permite una fácil evaluación de diversas condiciones experimentales y detecta cambios mínimos que no se pudieron observar en mitocondrias aisladas10,11. Otra ventaja de la cuantificación de la respiración mitocondrial en células intactas es que se conservan los efectos de la proliferación y localización mitocondrial12.

La respiración de las mitocondrias de los mamíferos en células intactas ha sido descrita con gran detalle12, dejando de lado el estudio de otros organismos eucariotas, como las levaduras. En este trabajo se propone una técnica para cuantificar la respiración mitocondrial adaptada a levaduras a partir de protocolos de mamíferos. Por lo tanto, en esta técnica se han utilizado conceptos de la cuantificación de la respiración mitocondrial en mamíferos. Por ejemplo, esta técnica se divide en varias etapas según el protocolo de los mamíferos: 1) respiración basal (dependiente del sustrato), 2) respiración ligada al ATP (a través de la inhibición de la ATP sintasa), 3) capacidad respiratoria máxima (empleando un desacoplador que permite la permeabilidad de los protones a través de la membrana mitocondrial interna), 4) inhibición de la respiración mitocondrial (utilizando una mezcla de inhibidores de la cadena respiratoria para descartar el consumo de oxígeno por otras fuentes diferentes a respiración mitocondrial)11,13. Por lo tanto, este trabajo tiene como objetivo presentar un protocolo para cuantificar la respiración mitocondrial en levaduras.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

1. Medios de cultivo y preparación de inóculo

  1. Prepare 100 mL de medio de extracto de levadura-peptona-dextrosa (YPD) agregando 1 g de extracto de levadura, 2 g de peptona de caseína y 2 g de glucosa en 95 mL de agua destilada. Distribuya 3 mL en tubos de ensayo de vidrio de 10 mL, esterilice a 121 °C y 1,5 psi durante 15 min.
    NOTA: El medio puede almacenarse a 4 - 8 °C durante un máximo de 1 mes.
  2. Inocular un tubo de ensayo de vidrio de 10 mL que contenga 3 mL de medio YPD con 250 μL de células de levadura conservadas con glicerol de -20 °C. Incubar durante la noche con agitación constante a 200 rpm y 30 °C.
    NOTA: La temperatura de incubación puede variar en algunas especies de levadura (por ejemplo, Kluyveromyces marxianus tiene una temperatura óptima de crecimiento de 37 °C).
  3. Llene una placa de Petri (60 x 15mm2) con agar YPD estéril al 2% (agregue 10 g de extracto de levadura, 20 g de peptona de caseína, 20 g de glucosa y 20 g de agar bacteriológico a 950 mL de agua destilada) y raye la placa de Petri con las células de levadura cultivadas en el tubo de ensayo de vidrio de 10 mL usando un asa estéril. Incubar la placa de Petri a 30 °C hasta que aparezcan colonias aisladas.
  4. Prepare un preinóculo inoculando un tubo de ensayo de vidrio estéril de 10 mL que contenga 3 mL de medio YPD al 2% de glucosa con dos o tres colonias aisladas de levadura de la placa de Petri. Incubar durante la noche con agitación constante a 30 °C.

2. Condiciones de crecimiento y diseño del experimento

  1. Inocular un matraz Erlenmeyer de 500 mL que contiene 100 mL de medio sintético completo estéril (medio SC; 0,18 g de base nitrogenada de levadura sin aminoácidos, 0,5 g de sulfato de amonio, 0,2 g de fosfato dipotásico, 1 g de suplementos de abandono sintético de levadura y glucosa según el diseño experimental, en 98,02 mL de agua destilada) con cultivo de levadura a DO inicial600 ~ 0,1, es decir, aproximadamente 3 mL del preinóculo durante la noche (OD600 ~ 3). Establezca la condición ambiental o complemente con el desafío químico que se probará en la respiración mitocondrial (por ejemplo, agregando 100 μM de resveratrol). Prepare un control del vehículo en un matraz separado para el desafío químico. Pruebe al menos tres réplicas biológicas.
    NOTA: Se recomienda utilizar un medio mínimo para descartar el ruido nutrimental en el ensayo, y el medio mínimo propuesto en este punto se utiliza para S. cerevisiae y podría diferir para otras especies de levadura. Por último, la concentración de glucosa suplementada en los medios de cultivo es fundamental para evitar la represión de la glucosa o el efecto Crabtree que inhibe la respiración mitocondrial; concentraciones inferiores al 0,5% (p/v) dieron buenas respuestas en la respiración mitocondrial acompañadas de altas tasas de crecimiento en S. cerevisiae. En las levaduras Crabtree negativas, las altas concentraciones de glucosa no afectaron la respiración mitocondrial (por ejemplo, K. marxianus).
  2. Pese un tubo cónico vacío de 50 mL y utilícelo para recolectar células en la fase de registro medio (OD600 ~ 0,5) por centrifugación a 4000 x g durante 5 min.
    NOTA: La fase mid-log se recomienda para probar la respiración mitocondrial, ya que es la fase de crecimiento en la que el metabolismo energético está más activo.
  3. Deseche el sobrenadante y lave el pellet 3 veces con 25 mL de agua desionizada. Pesar el tubo cónico con las celdas de pellets (peso húmedo) y restar el peso del tubo cónico para obtener el peso húmedo celular.
  4. Vuelva a suspender el pellet en 2 mL de agua desionizada.
  5. Registre la concentración celular dividiendo el peso húmedo por 2 para obtener mg de células/mL. Este valor es esencial para determinar cuánto volumen se debe agregar para tener 50 mg de células para el ensayo.

3. Ensayo de consumo de oxígeno (polarografía)

  1. Emplee un electrodo de oxígeno tipo Clark conectado a un monitor de YSI5300A y una computadora para la adquisición de datos.
    1. Colocar 5 mL de ácido morfoetanol sulfónico ajustado a pH 6 con trietanolamina (tampón MES-TEA; 10 mM) y 50 mg de células (peso húmedo) en la cámara del polarógrafo. Coloque suavemente el electrodo, teniendo cuidado de que no haya burbujas.
    2. Encienda el monitor de YSI5300A, la computadora para la adquisición de datos y la cámara para agitar. Configure el monitor YSI5300A seleccionando el dial de configuración del canal 1 en AIR. Ajuste el canal 1 al 100% con el dial de calibración del canal 1 y estabilice la señal durante 5 minutos al 100%.
    3. Comience a registrar datos en la computadora y a medir el tiempo con un cronómetro.
      NOTA: El monitor YSI5300A no tiene una computadora o programa de adquisición de datos; Esto puede ser implementado externamente por el usuario.
    4. Utilice la canalización lateral del electrodo en la cámara del oxímetro para agregar el sustrato oxidable, la oligomicina, el desacoplador y la mezcla de inhibidores de la cadena respiratoria secuencialmente.
  2. Añadir el sustrato oxidable (glucosa, glicerol, L-lactato u otra fuente de carbono según el diseño experimental) hasta una concentración final de 10 mM con una jeringa de cromatografía. Mantenga la cámara cerrada todo el tiempo y con agitación constante. Registre el consumo porcentual de aire durante 2-3 minutos para determinar la respiración basal.
    NOTA: La glucosa, el glicerol y el L-lactato se utilizan para analizar la cadena de transporte de electrones en diferentes sitios de la cadena respiratoria: el metabolismo de la glucosa reduce el NAD+ para formar NADH y se utiliza para analizar toda la cadena respiratoria; el glicerol transfiere electrones a la ubiquinona y se utiliza para evaluar la cadena respiratoria de la ubiquinona; finalmente, el L-lactato cede sus electrones al citocromo c y se emplea para determinar el efecto del citocromo c14. Estos sustratos pueden variar en función de la capacidad enzimática de las especies de levadura.
  3. Añadir oligomicina para obtener una concentración final de 0,01 mM en la cámara del oxímetro utilizando una jeringa de cromatografía para evaluar la respiración ligada al ATP y registrar el consumo porcentual de aire durante 2-3 min.
  4. Complemente el desacoplador, cianuro de carbonilo de 3-clorofenilhidrazona (CCCP) para obtener una concentración final de 0,015 mM en la cámara del oxímetro con una jeringa de cromatografía para determinar la capacidad respiratoria máxima y registrar el consumo porcentual de aire durante 2-3 min.
  5. Utilice una jeringa de cromatografía para añadir los inhibidores de la cadena de transporte de electrones: primero, 2-tenoiltrifluoroacetona (TTFA) y luego, antimicina A (AA) a concentraciones finales de 1 mM y 1 mg/mL, respectivamente. Mida cada inhibidor durante 2-3 min.
    NOTA: Los inhibidores de la cadena de transporte de electrones pueden diferir entre las especies de levadura; Esto debe tenerse en cuenta en este paso.
  6. Examine cada fuente de carbono de forma independiente (es decir, glucosa, glicerol o L-lactato). Repita los pasos 3.3 a 3.5 para cada fuente de carbono. Lave la cámara 3 veces con etanol al 70% y 3 veces con agua desionizada después de cada uso.

4. Tratamiento de datos

  1. Utilice curvas de consumo de oxígeno (trazando el porcentaje de aire en función del tiempo) para calcular las pendientes del sustrato oxidable (respiración basal), oligomicina (respiración ligada al ATP), CCCP (respiración máxima), AA y TTFA (no respiración mitocondrial; Figura 1). Calcule las pendientes individuales para cada compuesto suplementado utilizando la regresión lineal como se describe a continuación.
    1. Cree un nuevo archivo de proyecto en el software estadístico. Elija XY en la sección Crear. Seleccione la opción Introducir o Importar datos en una nueva tabla en la sección Tabla de datos.
    2. Seleccione Números en la subsección X de la sección Opciones. Haga clic en Introducir 3 valores replicados en subcolumnas en paralelo en la subsección Y de la sección Opciones.
      NOTA: El formato de tabla tiene una columna X y varias columnas Y, cada una con 3 subcolumnas denominadas A: Y1 y A: Y2.
    3. Introduzca los datos de tiempo en X columnas (por ejemplo, 0, 2, 4, 6, 8 s o 0, 1, 2, 3 min). Escribe el porcentaje de aire en las columnas Y.
    4. Realice una aptitud de regresión lineal. Haga clic en Analizar en la barra de menú. En la opción Análisis, seleccione Regresión lineal simple en análisis XY y haga clic en Aceptar.
    5. Obtenga el valor de la pendiente de las tablas Resultados en datos en la parte izquierda de la pantalla.
  2. Escriba los valores de pendiente en una hoja de datos y reste el valor de pendiente obtenido de la mezcla de inhibidores respiratorios (AA y TTFA) de las pendientes obtenidas del sustrato oxidable, oligomicina y CCCP para descartar el consumo de oxígeno de fuentes diferentes a la respiración mitocondrial.
  3. Multiplique los valores obtenidos por 237 μM deO2. Este valor se considera la solubilidad deO2 en un medio mitocondrial tamponado equilibrado con aire (20,9%O2) a 25 °C; Este valor varía según la temperatura, la altitud y la zona de influencia empleada.
  4. Convertir a minuto; los valores obtenidos son μM de O2 por tiempo, dependiendo de cómo se represente el tiempo, para obtener μM de O2 / min.
  5. Dividir por 50, es decir, los mg de células utilizadas; El mg celular puede variar según el diseño experimental. Por último, el consumo de oxígeno se expresa como μM de O2/mg de células x min

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

Esta técnica de respiración mitocondrial se puede utilizar para otras especies de levaduras distintas a S. cerevisiae, como Scheffersomyces stipitis15 y K. marxianus16. Sin embargo, para fines representativos, solo presentamos resultados de S. cerevisiae. Es bien sabido que S. cerevisiae presenta un metabolismo respiratorio predominante en bajas concentraciones de glucosa (por debajo de 0,8 mM)17,18

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

La fosforilación de la respiración mitocondrial juega un papel fundamental en varias vías que dependen del potencial de la membrana mitocondrial y mantienen los niveles de ATP a través de la fosforilación oxidativa. Comprender cómo las condiciones ambientales y nutricionales afectan la respiración mitocondrial de las levaduras sirve como herramienta para dilucidar los mecanismos moleculares.

Es esencial tener en cuenta los siguientes pasos críticos para obtene...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo contó con el apoyo del Tecnológico Nacional de México (Subvención 20026.24-PD) otorgado a LAMP.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
2-tenoiltrifluoroacetona (TTFA)MerckT27006Inhibidor del complejo II
3-clorofenilhidrazona, cianuro de carbonilo (CCCP)MerckC2759Desacoplador de la respiración mitocondrial   
Etanol AbsolutMerck 107017Para disolver quercetina 
AgarMerckA1296YPD preparación de agar
Sulfato de amonio granular (NH4)2SO4J.T. Baker0792-05SC preparación de caldo
Antimicina A (AA)MerckA8674Inhibidor complejo III
aYSI5300A--------Monitor 
CentrífugaHermleZ 206 APara centrifugación
de células de oxígeno--------Electrodo tipo Clark 
Computadora--------Para la adquisición de datos 
Fosfato dipotásico K2HPO4J.T. Baker3252-05SC preparación de caldo
GlucosaMerckG7021YPD preparación de caldo
GlicerolMerckG5516Suplementación con sustrato y medio 
LactatoMerckL1250Suplementación con sustrato medio 
Oligomicina de Streptomyces diastatochromogenesMerckO4876Inhibición de la ATP sintasa mitocondrial
Agitador orbitalThermo FisherSHKE6000Incubación de inóculo tubos de vidrio y matraz
Peptona de caseína, digesto enzimáticoMerck82303YPD preparación de caldo
Quercetina Merck337951Para disminuir la respiración mitocondrial
Uracil Preparación de caldoMerckU0750
Extracto de levadura PreparaciónMerckY1625YPD
Base de nitrógeno de levadura sin aminoácidos ni sulfato de amonioPreparación de caldoMerckY1251
Levadura sintética Suplementos de medio de abandono sin uraciloPreparación de caldoMerckY1501
; SC de caldo SC SC

Referencias

  1. Jang, D. H., Seeger, S. C., Grady, M. E., Shofer, F. S., Eckmann, D. M. Mitochondrial dynamics and respiration within cells with increased open pore cytoskeletal meshes. Biol Open. 6 (12), 1831-1839 (2017).
  2. Duvezin-Caubet, S., Caron, M., Giraud, M. F., Velours, J., di Rago, J. P. The two rotor components of yeast mitochondrial ATP synthase are mechanically coupled by subunit delta. Proc Natl Acad Sci. 100 (23), 13235-13240 (2003).
  3. Vakifahmetoglu-Norberg, H., Ouchida, A. T., Norberg, E. The role of mitochondria in metabolism and cell death. Biochem Biophys Res Comm. 482 (3), 426-431 (2017).
  4. Matus-Ortega, M. G., et al. New complexes containing the internal alternative NADH dehydrogenase (Ndi1) in mitochondria of Saccharomyces cerevisiae. Yeast. 32 (10), 629-641 (2015).
  5. Avéret, N., Jobin, M. L., Devin, A., Rigoulet, M. Proton pumping complex I increases growth yield in Candida utilis. Biochim Biophys. 1847 (10), 1320-1326 (2015).
  6. Schägger, H. Respiratory chain supercomplexes. IUBMB Life. 52 (3-5), 119-128 (2001).
  7. Lasserre, J. P., et al. Yeast as a system for modeling mitochondrial disease mechanisms and discovering therapies. Dis Model Mech. 8 (6), 509-526 (2015).
  8. Turina, P., Samoray, D., Gräber, P. H+/ATP ratio of proton transport-coupled ATP synthesis and hydrolysis catalysed by CF0F1-liposomes. EMBO J. 22 (3), 418-426 (2003).
  9. Zhang, J., et al. Measuring energy metabolism in cultured cells, including human pluripotent stem cells and differentiated cells. Nat Prot. 7 (6), 1068-1085 (2012).
  10. Kuznetsov, A. V., Javadov, S., Margreiter, R., Hagenbuchner, J., Ausserlechner, M. J. Analysis of mitochondrial function, structure, and intracellular organization in situ in cardiomyocytes and skeletal muscles. Int J Mol Sci. 23 (4), 2252(2022).
  11. Divakaruni, A. S., Jastroch, M. A practical guide for the analysis, standardization and interpretation of oxygen consumption measurements. Nat Metab. 4 (8), 978-994 (2022).
  12. Brand, M. D., Nicholls, D. G. Assessing mitochondrial dysfunction in cells. Biochem J. 435 (2), 297-312 (2011).
  13. Mookerjee, S. A., Gerencser, A. A., Nicholls, D. G., Brand, M. D. Quantifying intracellular rates of glycolytic and oxidative ATP production and consumption using extracellular flux measurements. J Biol Chem. 292 (17), 7189-7207 (2017).
  14. Rosenfeld, E., Beauvoit, B. Role of the non-respiratory pathways in the utilization of molecular oxygen by Saccharomyces cerevisiae. Yeast. 20 (13), 1115-1144 (2003).
  15. Granados-Arvizu, J. A., Canizal-García, M., Madrigal-Pérez, L. A., González-Hernández, J. C., Regalado-González, C. Inhibition of alternative respiration system of Scheffersomyces stipitis and effect on glucose or xylose fermentation. FEMS Yeast Res. 21 (2), foab005(2021).
  16. Carrillo-Garmendia, A., et al. Snf1p/Hxk2p/Mig1p pathway regulates hexose transporters transcript levels, affecting the exponential growth and mitochondrial respiration of Saccharomyces cerevisiae. Fungal Genet Biol. 161, 103701(2022).
  17. Maslanka, R., Zadrag-Tecza, R. Reproductive potential of yeast cells depends on overall action of interconnected changes in central carbon metabolism, cellular biosynthetic capacity, and proteostasis. Int J Mol Sci. 21 (19), 7313(2020).
  18. Olivares-Marin, I. K., et al. Interactions between carbon and nitrogen sources depend on RIM15 and determine fermentative or respiratory growth in Saccharomyces cerevisiae. Appl Microbiol Biotechnol. 102 (10), 4535-4548 (2018).
  19. Malecki, M., Kamrad, S., Ralser, M., Bähler, J. Mitochondrial respiration is required to provide amino acids during fermentative proliferation of fission yeast. EMBO Rep. 21 (11), e50845(2020).
  20. Carrillo-Garmendia, A., et al. Cytotoxicity of quercetin is related to mitochondrial respiration impairment in Saccharomyces cerevisiae. Yeast. 39 (11-12), 617-628 (2022).
  21. Hagman, A., Sall, T., Piskur, J. Analysis of the yeast short-term Crabtree effect and its origin. FEBS J. 281 (21), 4805-4814 (2014).
  22. Gancedo, J. M. Yeast carbon catabolite repression. Microbiol Mol Biol Rev. 62 (2), 334-361 (1998).
  23. Katzmann, D. J., et al. Expression of an ATP-binding cassette transporter-encoding gene (YOR1) is required for oligomycin resistance in Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell Biol. 15 (12), 6875-6883 (1995).
  24. Madrigal-Perez, L. A., Nava, G. M., Gonzalez-Hernandez, J. C., Ramos-Gomez, M. Resveratrol increases glycolytic flux in Saccharomyces cerevisiae via a SNF1-dependet mechanism. J Bioenerr Biomemb. 47 (4), 331-336 (2015).
  25. Gueguen, N., et al. Resveratrol directly binds to mitochondrial complex I and increases oxidative stress in brain mitochondria of aged mice. PloS One. 10 (12), e0144290(2015).
  26. Lagoa, R., Graziani, I., Lopez-Sanchez, C., Garcia-Martinez, V., Gutierrez-Merino, C. Complex I and cytochrome c are molecular targets of flavonoids that inhibit hydrogen peroxide production by mitochondria. Biochim Biophys Acta. 1807 (12), 1562-1572 (2011).
  27. de Oliveira, M. R., et al. Quercetin and the mitochondria: A mechanistic view. Biotechnol Adv. 34 (5), 532-549 (2016).
  28. Carrillo-Garmendia, A., Madrigal-Perez, L. A., Regalado-Gonzalez, C. The multifaceted role of quercetin derived from its mitochondrial mechanism. Mol Cell Biochem. , (2023).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Explorar más artículos

Consumo de OxígenoElectrodo de ClarkFosforilación OxidativaCadena de Transporte de ElectronesSíntesis de ATPRegresión LinealCámara de OximetríaSaccharomyces cerevisiae
Cuantificación de la respiración mitocondrial en células enteras de levadura
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Términos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.