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Artículo de método

Restricción para inducir estrés en ratones y ratas

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DOI:

10.3791/67387

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6 de diciembre de 2024

1Department of Psychological and Brain Sciences, Fairfield University

En este artículo

Resumen

Este artículo cubre los procedimientos para inducir respuestas al estrés utilizando el estrés de restricción física en ratones y ratas. Se discuten las consideraciones adicionales que deben observarse al seleccionar y usar el estrés de restricción en modelos de roedores.

Resumen

En todas las especies animales, la exposición a condiciones estresantes induce respuestas al estrés. Un método para estudiar los efectos del estrés utilizando modelos de roedores es el procedimiento de estrés de restricción. El estrés por restricción se ha utilizado durante décadas para investigar los cambios en la fisiología, la genética, la neurobiología, la inmunología y otros sistemas afectados por el estrés. Debido a la facilidad de realizar el procedimiento, el bajo costo y las numerosas modificaciones a escala para la intensidad y la duración de la exposición al estrés, una vasta literatura de estudios ha utilizado el estrés de restricción en ratones y ratas. A modo de ejemplo, este estudio presenta datos publicados anteriormente que muestran el impacto del estrés de restricción en ratones transgénicos sobre los niveles plasmáticos de corticosterona y la liberación de norepinefrina inducida optogenéticamente. El estrés agudo de restricción aumentó los niveles plasmáticos de corticosterona, sin embargo, este efecto se atenuó en los ratones después de repetir el estrés de restricción. Sin embargo, la liberación estimulada de norepinefrina en el núcleo del lecho de la estría terminal solo aumentó en el grupo de estrés de restricción repetida. Estos datos ponen de relieve consideraciones importantes sobre los parámetros de restricción en las medidas dependientes. También se incluyen descripciones adicionales del estrés de restricción en ratas para comparar. Finalmente, se discute la influencia de los parámetros de la restricción (e.g., agudo vs. crónico) y las características de los sujetos animales (cepa, sexo, edad).

Introducción

Debido a la experiencia universal del estrés, las investigaciones sobre los mecanismos de las respuestas alteradas después de la exposición al estrés han sido un área constante de investigación durantevarias décadas. Estas investigaciones han comenzado a analizar los aspectos del estrés que pueden ser beneficiosos para aumentar la adaptabilidad y la capacidad de respuesta a los factores estresantes agudos de las experiencias de estrés que inducen alteraciones desadaptativas de las funciones fisiológicas y conductuales, a menudo como resultado de la exposición prolongada a factores estresantes repetidos y/o impredecibles. Muchas de estas respuestas a los factores estresantes afectan la función cerebral, el eje hipotálamo-hipófisis-suprarrenal (HPA), las ramas simpática y parasimpática del sistema nervioso autónomo y el sistema inmunológico. La exposición a factores estresantes inicia el aumento de la liberación del factor liberador de corticotropina (CRF) para aumentar la hormona adrenocorticotrópica (ACTH) y las hormonas glucocorticoides, como el cortisol en primates y muchos otros mamíferos y la corticosterona en roedores. Además, la epinefrina y la norepinefrina se liberan en toda la periferia y el cerebro como parte de la respuesta del sistema nervioso simpático3. Estas señales químicas interactúan con una serie de sistemas fisiológicos, como la función inmunitaria, el metabolismo, la reproducción y la reactividad neuronal4.

Las experiencias estresantes se asocian con una gran cantidad de afecciones, que incluyen aumentos en la ansiedad y la depresión, alteraciones en el aprendizaje y la memoria, deficiencias en la toma de decisiones y la función ejecutiva, y susceptibilidad al trastorno por uso de sustancias, entre otras. Cada uno de estos efectos depende tanto de los parámetros del factor estresante como de las características del individuo que experimenta el estrés4. La naturaleza del factor estresante, ya sea agudo o crónico y controlable o impredecible, altera sustancialmente los resultados observados. Estos aspectos del estrés parecen ser consistentes entre las experiencias humanas y los modelos animales. Por lo tanto, para modelar el estrés en estudios con animales, se debe considerar cuidadosamente la selección de los parámetros de exposición al estrés que sean apropiados para la especie, el sexo y la condición.

Aunque hay una serie de factores estresantes disponibles para estudios con roedores (incluyendo factores estresantes psicosociales como el estrés de aislamiento social o la derrota social, factores estresantes farmacológicos como la administración de cortisol o yohimbina, factores estresantes físicos como el choque de pies y la restricción, y factores estresantes multimodales que combinan o alternan entre condiciones), el enfoque de este manuscrito se centrará en el uso del estrés de restricción en ratones y ratas. El estrés de restricción puede elegirse sobre otros factores estresantes porque es fácil de realizar, económico, ajustable a varios tamaños de roedores, escalable tanto a períodos agudos como a largo plazo, y rara vez resulta en un daño adverso para el sujeto5. Aunque este manuscrito se centra en los cambios duraderos inducidos por la exposición al estrés por restricción, algunos estudios utilizan la restricción en roedores para examinar los mecanismos y comportamientos que ocurren durante la restricción, incluidas las conductas de afrontamiento activas involucradas en escapar del factor estresante 6,7,8,9. El objetivo de este manuscrito es proporcionar consideraciones metodológicas para evaluar el impacto del estrés de restricción en ratones o ratas.

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Protocolo

Los experimentos y protocolos han sido aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de Carolina del Norte en Chapel Hill (ratones) y la Universidad de Fairfield (ratas) y siguen las directrices de los NIH10.

1. Estrés de sujeción en ratones

NOTA: Los ratones ofrecen una serie de ventajas cuando se estudian los efectos del estrés en la fisiología y los sistemas neuronales. Con la prevalencia de líneas de ratones transgénicos, las investigaciones mecanicistas sobre las interacciones entre los genes y las exposiciones al estrés son fácilmente factibles. Ya sea que se utilicen ratones transgénicos o de tipo salvaje, se recomienda tener en cuenta la cepa de fondo. Además, debido a su tamaño y vivienda social, los ratones ofrecen una ventaja en la utilización del espacio sobre otras especies.

  1. Restricción Exposición al estrés
    1. Asigne aleatoriamente a los ratones a grupos de control de jaula en casa, estrés de restricción agudo o estrés de restricción crónica.
    2. Determine la duración de la exposición al estrés. En el caso de los factores estresantes agudos, utilice una sola sesión de 5 minutos hasta 12 horas confinado en el aparato de sujeción. En el caso de los factores estresantes crónicos, asegúrese de que la sesión coincida con la duración del factor estresante agudo, pero que se repita diariamente durante un período de 3 días y un máximo de 21 días.
      NOTA: Debido a que los ratones no tendrán acceso a comida y agua mientras estén en las condiciones de restricción, considere si los animales de control de jaulas caseras también deben carecer de acceso a comida y agua.
    3. Modifique los tubos cónicos de 50 mL para agregar orificios de ventilación.
      1. Use un taladro eléctrico con una broca de 1/8" para espaciar uniformemente los orificios alrededor de cada tubo cónico para garantizar el flujo de aire en todas las áreas del tubo.
      2. Coloque estos orificios para permitir que el mouse acceda al aire, independientemente de la dirección en la que esté orientado el mouse en el tubo. Asegúrese de que no queden bordes afilados después de la modificación.
        NOTA: Estos tubos cónicos modificados deberían ser efectivos para la mayoría de los ratones adultos (~ 20-40 g), pero es posible que no restrinjan a los ratones pequeños/jóvenes ni a las cepas más grandes.
    4. En una sala de pruebas, separada del alojamiento de animales y de las pruebas de comportamiento, coloque al animal asignado a la restricción en el tubo cónico modificado con la tapa adjunta para confinar al ratón en el tubo durante la longitud designada de sujeción.
      NOTA: Los detalles del diseño de la sala de pruebas pueden variar según el espacio disponible en la instalación; La sala puede incluir campanas extractoras y otros equipos de laboratorio y/o mesas/bancos de laboratorio o ser una sala de procedimientos vacía. Sin embargo, independientemente de la configuración de la sala, el entorno de la sala de contención debe permanecer constante durante las exposiciones repetidas a la contención para evitar alteraciones inducidas por el contexto en las respuestas al estrés11.
    5. Coloque el tubo de sujeción horizontalmente sobre una superficie plana. Si es necesario, asegure el tubo con cinta de laboratorio o con un depósito de pipeta/reactivo para que no ruede con el ratón dentro.
      NOTA: En condiciones de estrés, los ratones producen vocalizaciones ultrasónicas. Considerar si el diseño del estudio requiere aislamiento acústico de otros sujetos restringidos12. La corticosterona y otros marcadores de las respuestas al estrés siguen los ritmos circadianos. Como tal, se deben tener en cuenta las condiciones de iluminación y el tiempo de estrés. En todos los grupos de estrés, la restricción debe ocurrir en un momento constante del día, preferiblemente al principio del ciclo de luz 13,14,15. Para el estudio que se presenta aquí, los ratones fueron inmovilizados durante aproximadamente 3 horas después de encender las luces.
    6. Monitoree a cada animal durante el estrés de sujeción al menos cada 20 minutos. Determine visualmente si el animal muestra respuestas inusuales (respiración lenta, falta de movimiento). Si se observa, retire al ratón del tubo de sujeción, póngase en contacto con un veterinario y excluya al ratón del estudio.
    7. Regrese el ratón a la jaula de inicio y bríndele acceso a la comida y al agua.

2. Estrés de restricción en ratas

NOTA: Como roedores más grandes, las ratas tienen ventajas a tener en cuenta al investigar los efectos del estrés. Al igual que los ratones, las ratas tienen varias cepas con respuestas diferenciales a la exposición al estrés16,17. Además, el aumento del tamaño de las ratas hace que las ratas sean más fáciles de usar con ciertas medidas de comportamiento, por ejemplo, la autoadministración de medicamentos.

  1. Restricción Exposición al estrés
    1. Asigne aleatoriamente a la rata a los grupos de control de jaula doméstica, estrés de restricción agudo o estrés de restricción crónica.
    2. Determine la duración de la exposición al estrés. En el caso de los factores estresantes agudos, utilice una sola sesión de 5 minutos hasta 12 horas confinado en el aparato de sujeción. En el caso de los factores estresantes crónicos, asegúrese de que la sesión coincida con la duración del factor estresante agudo, pero que se repita diariamente durante un período de 3 días y un máximo de 21 días.
      NOTA: Debido a que las ratas no tendrán acceso a comida y agua mientras estén en la condición de restricción, considere si los animales de control de jaulas caseras también deben carecer de acceso a comida y agua.
    3. Para un tubo de sujeción disponible en el mercado, siga los pasos que se describen a continuación.
      NOTA: Hay tubos de sujeción disponibles en el mercado para ratas. Estos dispositivos tienen una variedad de diseños, que incluyen alambre de metal, contenedores y tubos de plástico/plexiglás con opciones de fondo redondeado y plano. Cada opción es fácil de usar.
      1. Inserte la rata en el dispositivo, luego agregue un enchufe ajustado al tamaño del sujeto y bloquéelo en su lugar. Cuando se coloque en el tubo de sujeción, asegúrese de que la rata esté bien confinada para evitar que gire la cabeza hacia la cola, pero que pueda respirar fácilmente.
        NOTA: Estos dispositivos están diseñados para sujetar a las ratas y no necesitan modificación para la respiración. En este estudio se utiliza el sistema de retención de venas de cola (Tabla de Materiales), que incluye ventosas en una plataforma debajo del tubo para asegurar el dispositivo. Un beneficio adicional de este dispositivo es que se puede acceder a la cola fuera del dispositivo para controlar al sujeto durante la inserción y la extracción del tubo o la extracción de sangre de la vena de la cola durante la inmovilización.
    4. En una sala de pruebas separada del alojamiento de animales y las pruebas de comportamiento, coloque las ánimas asignadas a la restricción en el tubo de restricción durante la longitud designada de sujeción. Coloque el tubo de sujeción horizontalmente sobre una superficie plana.
      NOTA: En condiciones de estrés, las ratas también producen vocalizaciones ultrasónicas. Considere si el diseño del estudio requiere un aislamiento acústico de otros sujetos restringidos.
    5. Monitoree a cada animal durante el estrés de sujeción al menos cada 20 minutos. Determine visualmente si el animal muestra respuestas inusuales (respiración lenta, falta de movimiento). Si se observa, retire a la rata del tubo de sujeción, comuníquese con un veterinario y excluya a la rata del estudio.
    6. Regrese la rata a la jaula de la casa y bríndele acceso a comida y agua.

3. Evaluaciones del estrés

  1. Medición de la activación de HPA
    1. Si es apropiado, después de la exposición al estrés de restricción o la remoción de la jaula doméstica, decapitar rápidamente a los sujetos para recolectar la sangre del tronco en tubos heparinizados.
    2. Aísle el plasma mediante centrifugación y almacene las muestras de plasma a -80 °C. Analice la corticosterona en sangre con un kit de ensayo de inmunoabsorción ligado a enzimas (ELISA).
      NOTA: Aunque la corticosterona se utiliza a menudo como una lectura de la gravedad de la exposición al estrés, especialmente el estrés agudo, los niveles de corticosterona no siempre se correlacionancon los cambios de comportamiento inducidos por el estrés. Además, la respuesta del eje HPA que regula la liberación de corticosterona se habitúa a la exposición repetida al mismo factor estresante18. Alternativamente, la hormona adrenocorticotrófica (ACTH) puede ser una medida más fiable de la intensidad de un factor estresante agudo4. Permanece elevado durante aproximadamente una hora después del cese de la exposición al factor estresante, pero el estrés severo y prolongado (aproximadamente > 2 h) puede fatigar su producción.
  2. Efectos conductuales
    1. Si corresponde, después de la exposición al estrés de restricción o la retirada de la jaula doméstica, evalúe el rendimiento conductual del roedor con la tarea conductual adecuada.
      NOTA: Se puede encontrar más información sobre los efectos de la restricción en varios modelos de comportamiento en la sección de discusión.
  3. Neurobiología
    1. Alternativamente o adicionalmente, evalúe la función neurobiológica después de la restricción, la exposición al estrés o el control. Una amplia gama de ensayos puede investigar los efectos de la tensión de restricción en los circuitos celulares, sinápticos y celulares. Dependiendo del ensayo, implante un dispositivo de medición in vivo o extraiga tejido cerebral para realizar el análisis seleccionado.
      NOTA: Los efectos del estrés en los cambios específicos del tipo de célula en la síntesis de proteínas y las modificaciones epigenéticas han sido revisados minuciosamente por McEweny sus colegas. Estas modificaciones genéticas y proteicas inducen plasticidad para alterar las conexiones sinápticas y los circuitos. Para llevar a cabo estos estudios, se recolecta tejido cerebral después de la exposición al estrés y se realizan análisis genómicos, proteómicos, de fisiología ex vivo y otros. Alternativamente, evalúe los cambios neurobiológicos a través de mediciones in vivo como la microdiálisis, la voltamperometría cíclica de barrido rápido (FSCV), la fotometría de fibra y otras. Estos enfoques registran la liberación neuroquímica y la activación neuronal, tanto después de la exposición al estrés de restricción 2,19 como ahora durante la restricción 8,9,20. La caja de herramientas para evaluar los mecanismos neurobiológicos que subyacen a los efectos del estrés de restricción se está expandiendo rápidamente, lo que permite nuevos conocimientos sobre las complejidades del estrés.

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Resultados

En un estudio previamente publicado21, se utilizaron los procedimientos de estrés de restricción descritos en este manuscrito para evaluar el impacto del estrés de restricción en la regulación del cortisol y la norepinefrina, cayendo dentro de las amplias posibilidades de cambios en la neurobiología inducidos por el estrés mencionados en el protocolo 3.3. En este estudio, se utilizó el protocolo descrito anteriormente para la contención de ratones. En el manuscrito referenciado se pueden encontrar...

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Discusión

Para investigar los efectos del estrés en las funciones fisiológicas, neurobiológicas y conductuales en modelos de roedores, se deben utilizar las condiciones que producen estrés para los roedores. Entre estas consideraciones se encuentran las condiciones que producen respuestas de estrés en el sujeto. La restricción es un procedimiento validado para producir respuestas fisiológicas y conductuales en roedores que coinciden con los efectos del estrés en lo...

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Divulgaciones

No hay conflictos de intereses que denunciar.

Agradecimientos

Agradezco los comentarios editoriales proporcionados por Holly Rahurahu y Sam Shaffer.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
50 mL Tubo cónico con tapón de rosca de uso generalGlobe Scientific6288
Cuenca de pipeta desechableFisher Scientific13-681-500
Kit ELISA para ensayos de corticosteronaArborK014-H
Tubo de restricción de venasde cola Braintree ScientificRTV

Referencias

  1. McEwen, B. S., et al. Mechanisms of stress in the brain. Nat Neurosci. 18 (10), 1353-1363 (2015).
  2. Snyder, A. E., Silberman, Y. Corticotropin releasing factor and norepinephrine related circuitry changes in the bed nucleus of the stria terminalis in stress and alcohol and substance use disorders. Neuropharmacology. 201, 108814(2021).
  3. Morilak, D. A., et al. Role of brain norepinephrine in the behavioral response to stress. Prog Neuropsychopharmacol Biol Psychiatry. 29 (8), 1214-1224 (2005).
  4. Bali, A., Jaggi, A. S. Preclinical experimental stress studies: protocols, assessment and comparison. Eur J Pharmacol. 746, 282-292 (2015).
  5. Buynitsky, T., Mostofsky, D. I. Restraint stress in biobehavioral research: Recent developments. Neurosci Biobehavior Rev. 33 (7), 1089-1098 (2009).
  6. Grissom, N., Kerr, W., Bhatnagar, S. Struggling behavior during restraint is regulated by stress experience. Behav Brain Res. 191 (2), 219-226 (2008).
  7. Patel, S., Roelke, C. T., Rademacher, D. J., Hillard, C. J. Inhibition of restraint stress-induced neural and behavioural activation by endogenous cannabinoid signalling. Eur J Neurosci. 21 (4), 1057-1069 (2005).
  8. Luchsinger, J. R., et al. Delineation of an insula-BNST circuit engaged by struggling behavior that regulates avoidance in mice. Nat Commun. 12 (1), 3561(2021).
  9. Joffe, M. E., et al. Acute restraint stress redirects prefrontal cortex circuit function through mGlu5 receptor plasticity on somatostatin-expressing interneurons. Neuron. 110 (6), 1068-1083.e5 (2022).
  10. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , National Academies Press. Washington, DC. (2011).
  11. Grissom, N., Iyer, V., Vining, C., Bhatnagar, S. The physical context of previous stress exposure modifies hypothalamic-pituitary-adrenal responses to a subsequent homotypic stress. Horm Behav. 51 (1), 95-103 (2007).
  12. Fetterly, T. L., et al. α2A-Adrenergic receptor activation decreases parabrachial nucleus excitatory drive onto BNST CRF neurons and reduces their activity in vivo. J Neurosci. 39 (3), 472-484 (2019).
  13. Barriga, C., Martín, M. I., Tabla, R., Ortega, E., Rodríguez, A. B. Circadian rhythm of melatonin, corticosterone and phagocytosis: effect of stress. J Pineal Res. 30 (3), 180-187 (2001).
  14. Rybkin, I. I., Zhou, Y., Volaufova, J., Smagin, G. N., Ryan, D. H., Harris, R. B. S. Effect of restraint stress on food intake and body weight is determined by time of day. Am J Physiol. 273 (5), R1612-R1622 (1997).
  15. Bartlang, M. S., et al. Time matters: pathological effects of repeated psychosocial stress during the active, but not inactive, phase of male mice. J Endocrinol. 215 (3), 425-437 (2012).
  16. McElligott, Z. A., et al. Noradrenergic synaptic function in the bed nucleus of the stria terminalis varies in animal models of anxiety and addiction. Neuropsychopharmacology. 38 (9), 1665-1673 (2013).
  17. Pardon, M. -C., et al. Stress reactivity of the brain noradrenergic system in three rat strains differing in their neuroendocrine and behavioral responses to stress: implications for susceptibility to stress-related neuropsychiatric disorders. Neuroscience. 115 (1), 229-242 (2002).
  18. Grissom, N., Bhatnagar, S. Habituation to repeated stress: Get used to it. Neurobiol Learn Mem. 92 (2), 215-224 (2009).
  19. Ma, M., Chang, X., Wu, H. Animal models of stress and stress-related neurocircuits: A comprehensive review. Stress Brain. 1 (2), 108-127 (2021).
  20. Williford, K. M., et al. BNST PKCδ neurons are activated by specific aversive conditions to promote anxiety-like behavior. Neuropsychopharmacology. 48 (7), 1031-1041 (2023).
  21. Schmidt, K. T., et al. Stress-induced alterations of norepinephrine release in the bed nucleus of the stria terminalis of mice. ACS Chem Neurosci. 10 (4), 1908-1914 (2019).
  22. Cecchi, M., Khoshbouei, H., Javors, M., Morilak, D. A. Modulatory effects of norepinephrine in the lateral bed nucleus of the stria terminalis on behavioral and neuroendocrine responses to acute stress. Neuroscience. 112 (1), 13-21 (2002).
  23. López-Moraga, A., Beckers, T., Luyten, L. The effects of stress on avoidance in rodents: An unresolved matter. Front Behav Neurosci. 16, 983026(2022).
  24. Mantsch, J. R., Baker, D. A., Funk, D., Lê, A. D., Shaham, Y. Stress-induced reinstatement of drug seeking: 20 years of progress. Neuropsychopharmacology. 41 (1), 335-356 (2016).
  25. Molina, P., Andero, R., Armario, A. Restraint or immobilization: A comparison of methodologies for restricting free movement in rodents and their potential impact on physiology and behavior. Neurosci Biobehav Rev. 151, 105224(2023).
  26. Burstein, O., Doron, R. The unpredictable chronic mild stress protocol for inducing anhedonia in mice. J Vis Exp. (140), e58184(2018).
  27. Haile, C. N., GrandPre, T., Kosten, T. A. Chronic unpredictable stress, but not chronic predictable stress, enhances the sensitivity to the behavioral effects of cocaine in rats. Psychopharmacology. 154 (2), 213-220 (2001).
  28. Marin, M. T., Cruz, F. C., Planeta, C. S. Chronic restraint or variable stresses differently affect the behavior, corticosterone secretion and body weight in rats. Physiol Behav. 90 (1), 29-35 (2007).
  29. Kikusui, T., Winslow, J. T., Mori, Y. Social buffering: relief from stress and anxiety. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 361 (1476), 2215-2228 (2006).
  30. Watanabe, S. Social factors modulate restraint stress induced hyperthermia in mice. Brain Res. 1624, 134-139 (2015).
  31. DeVries, A. C., Glasper, E. R., Detillion, C. E. Social modulation of stress responses. Physiol Behav. 79 (3), 399-407 (2003).
  32. Martinez, M., Calvo-Torrent, A., Pico-Alfonso, M. A. Social defeat and subordination as models of social stress in laboratory rodents: A review. Aggr Behav. 24 (4), 241-256 (1998).
  33. Golden, S. A., Covington, H. E., Berton, O., Russo, S. J. A standardized protocol for repeated social defeat stress in mice. Nat Protoc. 6 (8), 1183-1191 (2011).
  34. Koolhaas, J. M., De Boer, S. F., Buwalda, B., Meerlo, P. Social stress models in rodents: Towards enhanced validity. Neurobiol Stress. 6, 104-112 (2017).
  35. Albonetti, M. E., Farabollini, F. Behavioural responses to single and repeated restraint in male and female rats. Behav Processes. 28 (1-2), 97-109 (1992).
  36. Glaser, R., Kiecolt-Glaser, J. K. Stress-induced immune dysfunction: implications for health. Nat Rev Immunol. 5 (3), 243-251 (2005).
  37. Olave, F. A., et al. Chronic restraint stress produces sex-specific behavioral and molecular outcomes in the dorsal and ventral rat hippocampus. Neurobiol Stress. 17, 100440(2022).
  38. Zalaquett, C., Thiessen, D. The effects of odors from stressed mice on conspecific behavior. Physiol Behav. 50 (1), 221-227 (1991).
  39. Sterley, T. -L., et al. Social transmission and buffering of synaptic changes after stress. Nat Neurosci. 21 (3), 393-403 (2018).
  40. Bartolomucci, A., et al. Individual housing induces altered immuno-endocrine responses to psychological stress in male mice. Psychoneuroendocrinology. 28 (4), 540-558 (2003).
  41. Krohn, T., Sørensen, D., Ottesen, J., Hansen, A. The effects of individual housing on mice and rats: a review. Anim Welf. 15 (4), 343-352 (2006).
  42. Chadda, R., Devaud, L. L. Differential effects of mild repeated restraint stress on behaviors and GABAA receptors in male and female rats. Pharmacol Biochem Behav. 81 (4), 854-863 (2005).
  43. Perrot-Sinal, T. S., Gregus, A., Boudreau, D., Kalynchuk, L. E. Sex and repeated restraint stress interact to affect cat odor-induced defensive behavior in adult rats. Brain Res. 1027 (1-2), 161-172 (2004).
  44. Ter Horst, G. J., Wichmann, R., Gerrits, M., Westenbroek, C., Lin, Y. Sex differences in stress responses: Focus on ovarian hormones. Physiol Behav. 97 (2), 239-249 (2009).
  45. Bowman, R. E. Stress-induced changes in spatial memory are sexually differentiated and vary across the lifespan. J Neuroendocrinol. 17 (8), 526-535 (2005).
  46. Beery, A. K., Holmes, M. M., Lee, W., Curley, J. P. Stress in groups: Lessons from non-traditional rodent species and housing models. Neurosci Biobehav Rev. 113, 354-372 (2020).
  47. Armario, A., et al. Differential hypothalamic-pituitary-adrenal response to stress among rat strains: Methodological considerations and relevance for neuropsychiatric research. Curr Neuropharmacol. 21 (9), 1906-1923 (2023).
  48. O'Mahony, C. M., Clarke, G., Gibney, S., Dinan, T. G., Cryan, J. F. Strain differences in the neurochemical response to chronic restraint stress in the rat: Relevance to depression. Pharmacol Biochem Behav. 97 (4), 690-699 (2011).
  49. O'Mahony, C. M., Sweeney, F. F., Daly, E., Dinan, T. G., Cryan, J. F. Restraint stress-induced brain activation patterns in two strains of mice differing in their anxiety behaviour. Behav Brain Res. 213 (2), 148-154 (2010).
  50. Mozhui, K., et al. Strain differences in stress responsivity are associated with divergent amygdala gene expression and glutamate-mediated neuronal excitability. J Neurosci. 30 (15), 5357-5367 (2010).
  51. Fox, M. E., Studebaker, R. I., Swofford, N. J., Wightman, R. M. Stress and drug dependence differentially modulate norepinephrine signaling in animals with varied HPA axis function. Neuropsychopharmacology. 40 (7), 1752-1761 (2015).
  52. Novais, A., Monteiro, S., Roque, S., Correia-Neves, M., Sousa, N. How age, sex and genotype shape the stress response. Neurobiol Stress. 6, 44-56 (2017).
  53. McEwen, B. S., Morrison, J. H. The brain on stress: Vulnerability and plasticity of the prefrontal cortex over the life course. Neuron. 79 (1), 16-29 (2013).
  54. Sadler, A. M., Bailey, S. J. Repeated daily restraint stress induces adaptive behavioural changes in both adult and juvenile mice. Physiol Behavi. 167, 313-323 (2016).
  55. Doremus-Fitzwater, T. L., Varlinskaya, E. I., Spear, L. P. Social and non-social anxiety in adolescent and adult rats after repeated restraint. Physiol Behav. 97 (3-4), 484-494 (2009).
  56. Brown, G. R., Spencer, K. A. Steroid hormones, stress and the adolescent brain: A comparative perspective. Neuroscience. 249, 115-128 (2013).
  57. Arnsten, A. F. T. Stress signalling pathways that impair prefrontal cortex structure and function. Nat Rev Neurosci. 10 (6), 410-422 (2009).
  58. Hurtubise, J. L., Howland, J. G. Effects of stress on behavioral flexibility in rodents. Neuroscience. 345, 176-192 (2017).
  59. Giovanniello, J., Bravo-Rivera, C., Rosenkranz, A., Matthew Lattal, K. Stress, associative learning, and decision-making. Neurobiol Learn Mem. 204, 107812(2023).
  60. Sinha, R., Shaham, Y., Heilig, M. Translational and reverse translational research on the role of stress in drug craving and relapse. Psychopharmacology. 218 (1), 69-82 (2011).
  61. Carter, J. S., et al. Long-term impact of acute restraint stress on heroin self-administration, reinstatement, and stress reactivity. Psychopharmacology. 237 (6), 1709-1721 (2020).
  62. Cecchi, M., Khoshbouei, H., Morilak, D. A. Modulatory effects of norepinephrine, acting on alpha 1 receptors in the central nucleus of the amygdala, on behavioral and neuroendocrine responses to acute immobilization stress. Neuropharmacology. 43 (7), 1139-1147 (2002).
  63. Khoshbouei, H., Cecchi, M., Morilak, D. A. Modulatory effects of galanin in the lateral bed nucleus of the stria terminalis on behavioral and neuroendocrine responses to acute stress. Neuropsychopharmacology. 27 (1), 25-34 (2002).
  64. Yankelevitch-Yahav, R., Franko, M., Huly, A., Doron, R. The forced swim test as a model of depressive-like behavior. J Vis Experiments. (97), e52587(2015).
  65. Molendijk, M. L., De Kloet, E. R. Immobility in the forced swim test is adaptive and does not reflect depression. Psychoneuroendocrinology. 62, 389-391 (2015).
  66. Mao, Y., Xu, Y., Yuan, X. Validity of chronic restraint stress for modeling anhedonic-like behavior in rodents: a systematic review and meta-analysis. J Int Med Res. 50 (2), 03000605221075816(2022).

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