Artículo de método

Evaluación de las propiedades antioxidantes y antihelmínticas de los extractos de Tithonia diversifolia contra los huevos de nematodos gastrointestinales mediante ensayos in vitro

845 vistas

⸱

DOI:

10.3791/67760

⸱

1 de agosto de 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Multidisciplinary Center for Technological Research, National University of Asunción (CEMIT - UNA), 2Centre of Marine Sciences (CCMAR/CIMAR LA), University of Algarve, 3Department of Food Biochemistry, Biodiversity, Food and Health Group (BIOALSA), Faculty of Chemical Sciences, National University of Asunción (FCQ - UNA), 4Carleton College

En este artículo

Resumen

Este estudio evaluó las actividades biológicas de los extractos de Tithonia diversifolia utilizando métodos basados en radicales y un ensayo in vitro de incubación de huevos (EHA) para evaluar sus efectos sobre los nematodos gastrointestinales en pequeños rumiantes. Se describe la metodología y los hallazgos clave, destacando el potencial de estos extractos para el control de parásitos.

Resumen

Las enfermedades parasitarias causadas por nematodos gastrointestinales (GIN) se consideran factores limitantes importantes para la producción ganadera en todo el mundo, ya que comprometen significativamente el bienestar animal y aumentan los costos de producción. Durante años, el control de parásitos se ha basado exclusivamente en el uso de drogas sintéticas. La resistencia de la ginebra a los antihelmínticos comerciales se ha informado cada vez más en todo el mundo. Por lo tanto, han surgido enfoques alternativos para controlar la GIN en animales de granja, incluida la exploración de plantas con potencial bioactivo. Tithonia diversifolia se puede cosechar durante todo el año y todas las partes de la planta se han utilizado en la medicina popular para una amplia gama de enfermedades. Este estudio evaluó las propiedades antioxidantes in vitro del agua y los extractos acuosos de acetona al 70% de las partes aéreas de T. diversifolia , incluidas hojas, ramas y flores, utilizando métodos basados en radicales, y evaluó su potencial antihelmíntico a través de un modelo de parásitos, empleando el ensayo de eclosión de huevos (EHA) con extractos de agua. Además, se determinó el contenido polifenólico total de los extractos. Estos hallazgos destacan a T. diversifolia como una fuente natural prometedora de compuestos antioxidantes y antihelmínticos.

Introducción

Las enfermedades parasitarias causadas por nematodos gastrointestinales (GIN) se consideran factores limitantes importantes para la producción ganadera en todo el mundo, ya que comprometen significativamente el bienestar animal y aumentan los costos de producción1. La relación entre el parásito y el ganado está influenciada por varios factores relacionados con el huésped, a saber, las características genéticas de resistencia y resiliencia de los animales, el estado nutricional de los animales, el nivel de parasitismo y la patogenicidad de las poblaciones de parásitos involucradas2.

Durante años, el control de parásitos se ha basado exclusivamente en medicamentos antiparasitarios sintéticos. Sin embargo, el uso prolongado y exclusivo ha llevado a la aparición de resistencias, reduciendo su efectividad e instando a la búsqueda de estrategias alternativas3. La resistencia de los nematodos a diversos antihelmínticos se ha descrito cada vez más en todo el mundo, presentando un escenario preocupante, especialmente en las regiones tropicales4. Además, los consumidores son cada vez más conscientes de la necesidad de reducir los residuos de medicamentos antiparasitarios en la carne animal y el medio ambiente5. Por lo tanto, han surgido enfoques alternativos para el control de parásitos nematodos en animales de granja6.

Tithonia diversifolia es un arbusto tropical originario de América Central, que posee características únicas que lo hacen valioso para los sistemas de producción de rumiantes. Se puede cosechar durante todo el año, y todas las partes de la planta han sido utilizadas tradicionalmente en la medicina popular por las comunidades indígenas para tratar una amplia gama de dolencias. Tópicamente, se ha aplicado para aliviar el dolor abdominal, las heridas, la dermatosis y los trastornos musculares, mientras que la administración oral se ha empleado para controlar infecciones, malaria, fiebre, hepatitis y diabetes. Estas diversas aplicaciones terapéuticas ponen de manifiesto su amplio potencial medicinal7.

El estrés oxidativo juega un papel importante en el desarrollo y progresión de las infecciones parasitarias, tanto en el organismo huésped como en el organismo parásito que lucha por sobrevivir8. Por esta razón, la detección de la actividad antioxidante es crucial para evaluar la actividad biológica de los extractos de plantas medicinales con potencial antihelmíntico. Debido a la infección parasitaria, la concentración de antioxidantes en el huésped disminuye, mientras que aumenta la concentración de productos de oxidación de los componentes celulares. En el caso de los parásitos, mantener el equilibrio oxidativo es fundamental para prolongar su interacción con el huésped y defenderse del estrés oxidativo generado en el organismo huésped9.

La evidencia del desarrollo y la rápida propagación de la resistencia a los antihelmínticos plantea preocupaciones de que los tratamientos comúnmente utilizados puedan volverse ineficaces. Por lo tanto, se utiliza una prueba in vitro llamada ensayo de eclosión de huevos (EHA) para evaluar la susceptibilidad o resistencia al benzimidazol (BZ) en nematodos gastrointestinales. Esta prueba se usa comúnmente para evaluar la actividad antihelmíntica de los extractos de plantas en los huevos y para comparar su actividad en función de la dosis. Una de las principales limitaciones de este ensayo es la variabilidad en la eclosión de huevos entre las pruebas. La viabilidad de los huevos se limita a un máximo de 3 h, lo que requiere una rápida recuperación y un inicio rápido. A pesar de esto, el porcentaje de eclosión puede variar. Por esta razón, se establece que al menos el 70% de los huevos deben eclosionar en el grupo control para que el resultado se considere válido10,11. Es una prueba barata, rápida, fácil y reproducible 12,13,14.

El uso de extractos de plantas para explorar alternativas para el control de GIN se basa en la presencia de metabolitos secundarios y su potencial bioactivo. Uno de los desafíos en esta área de investigación es la cantidad y estabilidad de los metabolitos secundarios, ya que estos varían según factores bióticos y abióticos, así como debido al estrés químico inducido por el proceso de extracción 15,16,17.

Este estudio planteó la hipótesis de que podrían ocurrir diferencias en las actividades biológicas (efectos antioxidantes y antihelmínticos) dependiendo del tipo de solvente utilizado para la extracción, lo que podría influir en la composición de los polifenoles y, en consecuencia, en su bioactividad. El objetivo de este manuscrito fue delinear los pasos dados en la evaluación de extractos utilizando un modelo in vitro que pudiera ser fácilmente replicado.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

El comité de ética animal del CEMIT aprueba todos los experimentos que involucran manipulación animal. Los animales donantes de óvulos pertenecen a granjas que colaboran con el CEMIT proporcionando muestras fecales con fines de diagnóstico preventivo. Estos animales son ovejas o cabras (sin raza específica), de ambos sexos, mayores de un año de edad, y no deben haber sido desparasitados dentro de los 15 días anteriores a la recolección de muestras. Todas las granjas participantes son informadas sobre el uso de las muestras con fines de investigación y dan su consentimiento para formar parte del estudio. Para la recolección de huevos, primero se notifica a los establecimientos cercanos y, al recibir el permiso, se organizan visitas de campo para recolectar muestras fecales frescas, asegurando el procesamiento dentro de las tres horas. Los reactivos y equipos utilizados en este estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Preparación de material vegetal

  1. Seleccione un lugar adecuado para recolectar las especies de plantas.
  2. Recolecte al menos dos especímenes de Tithonia diversifolia para identificación taxonómica y preparación de herbario.
  3. Recolecte un mínimo de 1000 g de partes aéreas de T. diversifolia .
  4. Seque la biomasa recolectada a temperatura ambiente (aproximadamente 26 ° C; ver Figura 1).
  5. Muele la biomasa seca con un molinillo eléctrico.
  6. Almacene el material molido en un refrigerador a 4 ° C.

2. Preparación de extractos

  1. Prepara el extracto de agua:
    1. Mezclar 10 g de biomasa seca con 100 ml de agua destilada a 100 °C.
    2. Dejar macerar la mezcla durante 24 h bajo agitación continua a 120 rpm.
    3. Filtrar el extracto a través de papel de filtro (Whatman no. 5 o equivalente).
    4. Liofilice el extracto filtrado.
  2. Prepara el extracto de acetona:
    1. Mezclar 10 g de material vegetal seco con acetona acuosa al 70% en una proporción de 1:3.
    2. Dejar macerar la mezcla durante 24 h bajo agitación continua a 120 rpm.
    3. Filtrar el extracto a través de papel de filtro (Whatman no. 5 o equivalente).
    4. Liofilice el extracto filtrado.
      NOTA: Almacenar los extractos liofilizados a -20 °C para una mejor conservación (ver Figura 2). Asegúrese de obtener al menos 5 g de extractos liofilizados.

3. Preparación de la solución madre

  1. Para el ensayo antioxidante:
    1. Solubilizar los extractos secos en los disolventes correspondientes (agua destilada o acetona acuosa al 70%) hasta una concentración final de 10 mg/mL.
  2. Para el ensayo de eclosión de huevos:
    1. Diluir 12 mg de extractos liofilizados en 5 mL de agua destilada para obtener una solución madre de 2,4 mg/mL.
    2. Prepare cinco concentraciones: 1,2 mg/ml, 0,6 mg/ml, 0,3 mg/ml y 0,15 mg/ml (véase la figura 3).
      NOTA: Ajuste el volumen de la solución madre en función del número de pocillos y placas utilizados. Por ejemplo, si se utilizan 48 pocillos en lugar de 12, reduzca el volumen en consecuencia; prepare 6 mg en 2,5 ml en lugar de 12 mg en 5 ml.

4. Composición fitoquímica

  1. Contenido fenólico total de extractos (TPC)
    1. Mezclar 5 μL de las muestras con 100 μL de reactivo Folin-Ciocalteu (F-C) diluido al 10× en agua destilada en placas de plástico transparente de 96 pocillos.
    2. Incubar a temperatura ambiente (RT) durante 10 min.
    3. Añadir 100 μL de solución de carbonato sódico (75 g/L en agua).
    4. Incubar a temperatura ambiente durante 90 min.
    5. Mida la absorbancia a 650 nm.
      NOTA: Exprese TPC como equivalentes de ácido gálico (GAE). Construya una curva de calibración utilizando al menos cinco concentraciones de ácido gálico.
  2. Contenido total de flavonoides (TFC)
    1. Mezcle 50 μL de los extractos con 50 μL de cloruro de aluminio al 2% en metanol en placas de plástico transparente de 96 pocillos.
    2. Incubar durante 10 min a temperatura ambiente.
    3. Mida la absorbancia a 405 nm.
      NOTA: Exprese TFC como equivalentes de quercetina (QE). Construya una curva de calibración utilizando al menos cinco concentraciones de quercetina.
  3. Contenido total de taninos (TTC)
    1. Mezcle 10 μL de los extractos con 200 μL de DMACA al 1% en metanol y 100 μL de HCl al 37% en placas de plástico transparente de 96 pocillos.
    2. Incubar durante 15 min a temperatura ambiente.
    3. Mida la absorbancia a 640 nm.
      NOTA: Exprese TTC en términos de mg / ml de catequina.

5. Ensayo antioxidante - ABTS

  1. Agregue 0,003514 g de persulfato de potasio y 0,0203 g de ABTS a 5 ml de agua destilada.
  2. Envuelva la solución en papel de aluminio e incube a 4 °C en un refrigerador durante 12-16 h.
  3. Mida la absorbancia a 734 nm y ajústela a aproximadamente 0,7 agregando etanol. Como punto de partida, mezcle 5 μL de solución ABTS con 195 μL de etanol.
  4. En placas de plástico transparente de 96 pocillos, mezcle 10 μL de los extractos con 190 μL de solución ABTS.
  5. Para el control positivo (C+), mezcle 10 μL de Trolox (determine la concentración utilizando una curva estándar basada en la absorbancia de la muestra) con 190 μL de solución ABTS.
  6. Para el control negativo (C-), mezcle 10 μL del disolvente utilizado para disolver los extractos (agua o acetona acuosa) con 190 μL de solución ABTS.
  7. Incube las placas durante 6 min a temperatura ambiente (RT).
  8. Mida la absorbancia a 734 nm.
    NOTA: La Figura 4 muestra un ejemplo de un ensayo ABTS.

6. Procedimientos parasitológicos

  1. Recolecte muestras fecales directamente del recto de cabras infectadas naturalmente.
    NOTA: Recoja muestras fecales directamente del recto de cabras y ovejas infectadas naturalmente para garantizar la frescura y evitar la contaminación ambiental. Sujete suavemente a los animales con personal capacitado para minimizar el estrés. Con guantes desechables limpios, inserte un dedo enguantado y lubricado en el recto y recupere aproximadamente 5-10 g de material fecal. Coloque las muestras en recipientes de plástico limpios y etiquetados y guárdelas a 4-8 °C. Procese todas las muestras dentro de las 3 h posteriores a la recolección para preservar la viabilidad de los huevos de helmintos. Siga las pautas institucionales de bienestar animal y obtenga el consentimiento informado de los propietarios de las granjas.
  2. Identificar las especies animales asociadas a cada muestra.
  3. Mezcle 30 g de cada muestra fecal con 50 ml de solución salina saturada (densidad = 1,2) para preparar los ensayos de coprología.
  4. Use una diapositiva McMaster para contar los huevos.
    1. Homogeneizar 3 g de muestra fecal en 50 ml de solución saturada de NaCl. Filtra la mezcla a través de una gasa, llena ambas cámaras de un portaobjetos y déjala reposar durante 5 min.
    2. Examine el portaobjetos bajo un microscopio con un aumento del 10× y cuente los huevos tipo estróngilo. Calcule los huevos por gramo (EPG) usando la fórmula: EPG = (recuento de huevos) × 50. Este método estandariza la cuantificación de nematodos gastrointestinales en pequeños rumiantes.
  5. Exprese el recuento de huevos como huevos por gramo (EPG).
  6. Seleccione muestras fecales con una EPG de al menos 800 para la preparación del cultivo fecal.
  7. Obtener larvas L3 de cultivos fecales e identificar sus géneros o especies.
    NOTA: Los huevos de nematodos gastrointestinales se depositan en el pasto durante el ciclo de vida (ver Figura 5). Los pequeños rumiantes de ganado comúnmente exhiben poliparasitismo. La Figura 6 muestra los pasos para realizar análisis coprológicos.

7. Pruebas in vitro - Ensayo de eclosión de huevos (EHA)

  1. Recolecte muestras fecales frescas.
  2. Filtre las heces dos veces con una gasa estéril.
  3. Filtre la suspensión resultante y transfiérala a un colador.
  4. Lave el material en el tamiz con agua destilada.
  5. Recoja la suspensión lavada en tubos de 15 ml.
  6. Centrifugar las muestras a ~4800 × g durante 5 min a temperatura ambiente utilizando una centrífuga de mesa equipada con un rotor de cubo oscilante. Centrifugar dos veces con agua destilada y una vez con solución salina saturada para concentrar los huevos en el fondo (ver Figura 7 para la morfología del huevo).
  7. Vuelva a suspender los huevos en PBS.
  8. Ajuste la concentración de huevos a 100 huevos / ml para la configuración del ensayo.
  9. Prepare el control positivo disolviendo tiabendazol (TBZ) en PBS a 0,025 mg/ml.
  10. Prepare el control negativo usando la suspensión de huevo en PBS.
  11. Utilice placas multipocillos de 48 pocillos para el ensayo.
  12. Preparar un volumen final de 250 μL en cada pocillo utilizando una mezcla 50/50 (v/v) de extracto y suspensión de huevo.
  13. Agregue aproximadamente 100 huevos / ml a cada pocillo.
  14. Pruebe cada concentración por cuadruplicado (cuatro repeticiones).
  15. Cuente los huevos bajo un microscopio invertido con un aumento del 40×.
  16. Utilice solo placas con una tasa de sombreado del ≥70%.
  17. Cuente las larvas (L1), los huevos no eclosionados (UnE), los huevos que contienen larvas (LFE) y los huevos morulados (ME) para cada concentración.
    NOTA: En la Figura 8 se muestra un resumen representativo del protocolo de ensayo de eclosión de huevos.

8. Análisis estadístico

  1. Realice análisis estadísticos descriptivos utilizando Excel.
  2. Utilice el análisis de varianza unidireccional (ANOVA) y las pruebas t para evaluar las diferencias entre concentraciones a un nivel de significación de 0,05.
  3. Calcule la concentración efectiva del 50% (EC50) utilizando el análisis Probit basado en datos de concentración transformados logarítmicos10 (consulte el Archivo complementario 1).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

Contenido fenólico total (TPC), contenido total de flavonoides (TFC) y contenido total de taninos (TTC)
Los resultados de TPC, TTC, TFC y ABTS en Tithonia diversifolia se muestran en la Tabla 1. Los valores se expresan como mg de equivalentes de ácido gálico por gramo de materia seca (mg GAE/g MS) para TPC, mg de equivalentes de quercetina por gramo de materia seca (mg QE/g MS) para TFC y mg de equivalentes de catequina por gramo de materia s...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

Este artículo describe varios pasos esenciales para avanzar en la investigación sobre plantas medicinales. Las pruebas in vitro, como el ensayo de eclosión de huevos (EHA), son particularmente atractivas porque se pueden realizar en condiciones de laboratorio controladas. La EHA está diseñada para evaluar la actividad de extractos de plantas en diversas concentraciones en huevos de nematodos, comparando los resultados con controles positivos y negativos. Los resultados obtenidos...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

Los autores declaran no tener ningún conflicto de intereses.

Agradecimientos

A todos los productores que confían en nosotros para realizar el muestreo con sus animales. Luísa Custódio recibió fondos nacionales portugueses de la Fundación para la Ciencia y la Tecnología (FCT) a través de proyectos UIDB/04326/2020( D O I: 1 0 . 5 4 4 9 9 / U I D B / 0 4 3 2 6 / 2 0 2 0 ), U I D P / 0 4 3 2 6 / 2 0 2 0 (DOI:10.54499/UIDP/04326/2020), LA/P/0101/2020(DOI:10.54499/LA/P/0101/2020) y CEECIND/00425/2017. Rocío Ávila recibió el Fondo de Pasantías de Nini por hacer posible este proyecto al brindarme apoyo financiero y al Centro de Carreras de Carleton para orientación y apoyo profesional. Griselda Meza recibió una Beca de Investigación BINV02 -52 CONACYT -2ª convocatoria para viajar a Portugal y realizar ensayos fitoquímicos. Ismael Llano recibió la Beca Movility PINV01 -306, CONACYT, para realizar el ensayo de eclosión de huevos en Brasil.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Tubos de 15 mLIn situ
Placa de 48 orificiosIn situ
Placas de 96 pozosVWR 734-0126
ABTSEnzimáticoA1088.0005In situ
Microscopio óptico académico y microscopio invertidoIn situ
AcetonaEnzimáticoA/0600/17
Cloruro de aluminio ySigma Aldrich6911
Reactivo DMACASigma Aldrich49825
Etanol 96%EnzimáticoVR11202
Heces de animalesRecogida en granjas cercanas a la universidad
Folin CiocalteauSigma AldrichF9252
Ácido galoSigma Aldrich91215
HClSigma Aldrich258148
Cámara McMasterIn situ
MetanolEnzimáticoM/4000/17
PBSIn situ
Extractos de plantasIn situ
Persulfato de potasio Sigma Aldrich216224
QuercetinaSigma AldrichP4951
SalIn situ
Carbonato de sodio  Sigma Aldrich1063920500
TiabendazoleIn situ
TroloxSigma Aldrich648471In situ
AguaIn situ
Whatmann nº 5VWR WHAT97039654

Referencias

  1. Vineer, H. R., et al. Increasing importance of anthelmintic resistance in European livestock: Creation and meta-analysis of an open database. Parasite. 27, 69(2020).
  2. Ribeiro, W. L. C., Vilela, V. L. R. Editorial: Alternatives for the control of parasites to promote sustainable livestock. Front Vet Sci. 9, 1097432(2023).
  3. Hodgkinson, J. E., et al. Refugia and anthelmintic resistance: Concepts and challenges. Int J Parasitol Drugs Drug Resist. 10, 51-57 (2019).
  4. Molento, M. B. Parasite control in the age of drug resistance and changing agricultural practices. Vet Parasitol. 163 (3), 229-234 (2009).
  5. Morgan, E. R., van Dijk, J. Climate and the epidemiology of gastrointestinal nematode infections of sheep in Europe. Vet Parasitol. 189 (1), 8-14 (2012).
  6. Hoste, H., Torres-Acosta, J. F. J. Non-chemical control of helminths in ruminants: Adapting solutions for changing worms in a changing world. Vet Parasitol. 180 (1-2), 144-154 (2011).
  7. Mabou Tagne, A., Marino, F., Cosentino, M. Tithonia diversifolia (Hemsl.) A. Gray as a medicinal plant: A comprehensive review of its ethnopharmacology, phytochemistry, pharmacotoxicology and clinical relevance. J Ethnopharmacol. 220, 94-116 (2018).
  8. Pawłowska, M., Mila-Kierzenkowska, C., Szczegielniak, J., Woźniak, A. Oxidative stress in parasitic diseases-reactive oxygen species as mediators of interactions between the host and the parasites. Antioxidants. 13 (1), 38(2024).
  9. Maldonado, E., Rojas, D. A., Morales, S., Miralles, V., Solari, A. Dual and opposite roles of reactive oxygen species (ROS) in Chagas disease: Beneficial on the pathogen and harmful on the host. Oxid Med Cell Longev. 2020, 8867701(2020).
  10. Adamu, M., Naidoo, V., Eloff, J. N. Efficacy and toxicity of thirteen plant leaf acetone extracts used in ethnoveterinary medicine in South Africa on egg hatching and larval development of Haemonchus contortus. BMC Vet Res. 9, 38(2013).
  11. Molan, A. L. Effect of purified condensed tannins from pine bark on larval motility, egg hatching and larval development of Teladorsagia circumcincta and Trichostrongylus colubriformis (Nematoda: Trichostrongylidae). Folia Parasitol. 61 (4), 371-376 (2014).
  12. Eguale, T., Tadesse, D., Giday, M. In vitro anthelmintic activity of crude extracts of five medicinal plants against egg-hatching and larval development of Haemonchus contortus. J Ethnopharmacol. 137 (1), 108-113 (2011).
  13. von Samson-Himmelstjerna, G., et al. Standardization of the egg hatch test for the detection of benzimidazole resistance in parasitic nematodes. Parasitol. Res. 105, 825-834 (2009).
  14. Robles-Pérez, D., Martínez-Pérez, J. M., Rojo-Vázquez, F. A., Martínez-Valladares, M. Screening anthelmintic resistance to triclabendazole in Fasciola hepatica isolated from sheep by means of an egg hatch assay. BMC Vet Res. 11, 5(2015).
  15. War, A. R., Paulraj, M. G., War, M. Y., Ignacimuthu, S., Sharma, H. C. Mechanisms of plant defense against insect herbivores. Plant Signal Behav. 7, 1306-1320 (2012).
  16. Veeresham, C. Natural products derived from plants as a source of drugs. J Adv Pharm Technol Res. 3, 200-201 (2012).
  17. Barthwal, R., Mahar, R. Exploring the significance, extraction, and characterization of plant-derived secondary metabolites in complex mixtures. Metabolites. 14, 119(2024).
  18. Vargas-Magaña, J. J., et al. Anthelmintic activity of acetone-water extracts against Haemonchus contortus eggs: Interactions between tannins and other plant secondary compounds. Vet Parasitol. 206, 199-206 (2014).
  19. Gertrude, M., et al. In vitro anthelmintic activity of Bidens pilosa Linn. (Asteraceae) leaf extracts against Haemonchus contortus eggs and larvae. Eur J Med Plants. 4, 1325-1333 (2014).
  20. Castañeda-Ramírez, G. S., et al. Bio-guided fractionation to identify Senegalia gaumeri leaf extract compounds with anthelmintic activity against Haemonchus contortus eggs and larvae. Vet Parasitol. 270, 13-19 (2019).
  21. Chan-Pérez, J. I., et al. In vitro susceptibility of ten Haemonchus contortus isolates from different geographical origins towards acetone:water extracts of two tannin-rich plants. Vet Parasitol. 217, 53-60 (2016).
  22. Alonso-Díaz, M. A., Torres-Acosta, J. F. J., Sandoval-Castro, C. A., Hoste, H. Comparing the sensitivity of two in vitro assays to evaluate the anthelmintic activity of tropical tannin-rich plant extracts against Haemonchus contortus. Vet Parasitol. 181 (2-4), 360-364 (2011).
  23. Meza Ocampos, G., et al. Two in vitro anthelmintic assays of four Paraguayan medicinal plants for proof of concept of the role of polyphenols in their biological activities and LC-HRMS analysis. J Ethnopharmacol. 312, 116453(2023).
  24. Babják, M., Königová, A., Urda Dolinská, M., Vadlejch, J., Várady, M. Anthelmintic resistance in goat herds-In vivo versus in vitro detection methods. Vet Parasitol. 254, 10-14 (2018).
  25. Elfawal, M. A., et al. High-throughput screening of more than 30,000 compounds for anthelmintics against gastrointestinal nematode parasites. ACS Infect Dis. 11 (1), 1-11 (2025).
  26. de Araújo Sanchez, C., et al. In vivo anthelmintic activity of hydroethanolic extract of Piper cubeba fruits in sheep naturally infected with gastrointestinal nematodes. Vet Parasitol. 333, 110348(2025).
  27. Hördegen, P., Cabaret, J., Hertzberg, H., Langhans, W., Maurer, V. In vitro screening of six anthelmintic plant products against larval Haemonchus contortus with a modified methyl-thiazolyl-tetrazolium reduction assay. J Ethnopharmacol. 108 (1), 85-89 (2006).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este artículo de JoVE

Solicitar permiso

Etiquetas

Propiedades antioxidantesnematodos gastrointestinalesensayo de eclosi n de huevoscontenido polifen licocontrol de par sitoshuevos de tipo estrongilorespuesta a la dosis

Artículos relacionados