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Técnica quirúrgica para la inserción de catéter espinal lumbar en cerdos que permite el acceso continuo al saco tecal en una configuración terminal

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DOI:

10.3791/67907

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28 de febrero de 2025

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1Department of Neurosurgery, Aalborg University Hospital, 2Department of Infectious Diseases, Aalborg University Hospital, 3Department of Radiology, Aalborg University Hospital

En este artículo

Resumen

Presentamos una técnica para la inserción de un catéter espinal lumbar a nivel L4-L5 en un cerdo Landrace danés de 3 meses de edad como parte de un protocolo de investigación terminal, que permite la infusión continua o la toma de muestras de LCR del saco tecal.

Resumen

Los cerdos se utilizan cada vez más como modelo animal de gran tamaño para la investigación farmacológica del SNC debido a las similitudes anatómicas y fisiológicas entre el sistema nervioso central (SNC) porcino y humano. Sin embargo, el acceso al líquido cefalorraquídeo (LCR) en razas de cerdos más grandes mediante técnicas convencionales de punción lumbar puede ser un desafío debido a una orientación oblicua de las apófisis espinosas espinales y un espacio interlaminar limitado. En este trabajo, en este trabajo se describe minuciosamente un procedimiento quirúrgico abierto para la inserción de un catéter espinal lumbar para la toma continua de muestras de LCR a nivel de L4/L5 en cerdos. Después de posicionar al cerdo e identificar los puntos de referencia anatómicos, se realiza una incisión quirúrgica en la línea media dorsal para exponer las apófisis espinosas. Al avanzar la aguja introductora, el catéter espinal se inserta dentro del saco tecal del canal espinal dejando intactas las estructuras óseas de la columna. Este método permite la infusión continua o la toma de muestras del saco tecal porcino con un sangrado mínimo o fuga de líquido cefalorraquídeo. El procedimiento es simple, eficiente en el tiempo y reproducible en diferentes configuraciones experimentales, lo que ofrece un potencial significativo para varios estudios preclínicos, incluida la investigación farmacocinética, la capacitación quirúrgica y los modelos de lesiones de la médula espinal.

Introducción

Los modelos animales son esenciales cuando las limitaciones éticas o prácticas impiden el uso de sujetos humanos para investigar enfermedades o probar métodos quirúrgicos. Si bien los roedores se utilizan comúnmente debido a su bajo costo, su relevancia traslacional está limitada por diferencias significativas con los humanos1. Los cerdos, sin embargo, ofrecen varias ventajas en comparación con los roedores, incluyendo similitudes anatómicas y fisiológicas con los humanos, especialmente en el contexto de la investigación del SNC 1,2. Los modelos caninos han servido históricamente como modelos experimentales para la investigación del SNC, pero las consideraciones éticas han limitado el uso de perros en los últimos años3. Además, el tamaño comparable de los órganos porcinos con el de los seres humanos mejora su uso en la investigación quirúrgica y la formación en procedimientos4. El SNC y la columna vertebral porcinos son muy similares a los humanos, con similitudes en la arquitectura y funcionalidad del cerebro y la médula espinal 1,5,6. Es importante destacar que las dimensiones de la columna vertebral y el canal raquídeo de los cerdos los hacen adecuados para diversos estudios preclínicos 7,8, incluyendo el entrenamiento en procedimientos quirúrgicos 9,10, la penetración de fármacos 11,12,13 y las lesiones medulares14.

El acceso al LCR en modelos porcinos es crucial en muchos montajes experimentales. Si bien la punción lumbar proporciona un método para la toma de muestras singulares de LCR o la administración intratecal de fármacos, las punciones lumbares repetidas no son prácticas. Presentan un riesgo potencial de hematomas intraespinales, daño a los nervios y contaminación del LCR con sangre. En pacientes humanos, los microcatéteres espinales se utilizan habitualmente para el drenaje continuo del LCR lumbar en las hemorragias subaracnoideas aneurismáticas y, debido a las similitudes de tamaño, deberían ser igualmente adecuados para la toma continua de muestras de LCR en cerdos. Sin embargo, las diferencias anatómicas específicas de cada especie en los cerdos presentan desafíos únicos para el acceso a la peste porcina clásica. Por ejemplo, la presencia de láminas superpuestas, ligamentos osificados y abundante tejido adiposo epidural hace que las técnicas convencionales de punción lumbar percutánea sean menos fiables15. En los minicerdos de Göttingen se ha empleado un método percutáneo mínimamente invasivo, que permite la toma de muestras seriadas de LCR16. Este método se basa en la identificación manual de los espacios intervertebrales lumbares, y el cateterismo en sí se realiza sin visualización del introductor. Sin embargo, esta técnica es menos adecuada para cerdos de mayor tamaño, ya que las variaciones anatómicas en el tamaño de las vértebras, las apófisis espinosas y la cantidad de tejido adiposo epidural dificultan el cateterismo percutáneo15. Por lo tanto, es posible que se requieran métodos más invasivos que impliquen la exposición de la columna vertebral en modelos porcinos más grandes para garantizar la colocación confiable del catéter.

El propósito de este manuscrito es describir el procedimiento quirúrgico para insertar un catéter espinal en el saco tecal porcino a nivel L4/L5. El procedimiento consiste en posicionar al sujeto, planificar la incisión quirúrgica en función de los puntos de referencia anatómicos y acceder a las estructuras óseas posteriores de la columna vertebral antes del cateterismo.

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Protocolo

Los sujetos se alojaron de acuerdo con las regulaciones locales bajo la aprobación de la Inspección Danesa de Experimentos con Animales (licencia n.º 2020-15-0201-00401). Información sobre el tema: Porcino doméstico, hembra, aproximadamente 40 kg, 3 meses de edad.

1. Sujeto alojamiento y ayuno preoperatorio

  1. Aloje a los sujetos en grupos en ciclos de luz/oscuridad de 12 h en corrales de alojamiento aprobados durante al menos 14 días antes del procedimiento para garantizar una aclimatación adecuada y reducir el estrés17.
  2. Asegúrese de que los sujetos hayan estado en un régimen de retirada de alimentos durante 12 horas antes de la anestesia programada para reducir el riesgo de regurgitación. Si la dieta de los sujetos incluye alfalfa u otros tipos de heno, este debe ser excluido de la dieta 2-3 días antes del procedimiento, ya que esto puede retrasar aún más el tiempo de vaciado gástrico18.

2. Anestesia y monitorización

  1. Anestesiar al sujeto con una inyección intramuscular de 2 mL/10 kg de peso corporal de una mezcla de Ketamina 6,25 mg/mL, Zolazepam 6,25 mg/mL, Tiletamina 6,25 mg/mL, butorfanol 1,25 mg/mL y xilacina 6,25 mg/mL (Zoletil).
  2. Coloque al sujeto en posición supina sobre una manta térmica para apoyar la termorregulación.
  3. Intupar al sujeto con un tubo de tamaño 6,519 y ventilarlo mecánicamente con aire no humidificado, un volumen corriente de 8-10 mL/kg y una frecuencia respiratoria de 16-22 respiraciones/min según las concentraciones espiratorias de CO2 al final del espiraje < 6,0 kPa.
    NOTA: Las lecturas de CO2 confirman la ubicación intratraqueal correcta del tubo.
  4. Mantener la anestesia por inhalación de sevoflurano vaporizado al 3%-4%18.
  5. Aplique los ungüentos oftálmicos con cuidado bilateralmente para evitar la sequedad durante la anestesia.
  6. Asegure un grado suficiente de anestesia comprobando la relajación muscular y la ausencia de movimiento palpebral cada 10min 18.
  7. Inserte un catéter vesical con un termómetro en la vejiga del sujeto a través de la uretra19 para controlar la temperatura y recoger la orina en una bolsa de catéter adecuada.
  8. Insertar un catéter venoso periférico en una vena superficial del oído adecuada mediante punción percutánea y utilizarlo para la infusión continua de solución salina (NaCl, 0,9%), la infusión de fármacos y la eutanasia al final del estudio.
  9. Insertar un catéter de la arteria femoral (lámina de 6 Fr) en la arteria femoral derecha a través de una punción percutánea. Utilice este acceso para la monitorización invasiva continua de la presión arterial.
  10. Controle los signos vitales del sujeto cada 5 minutos durante todo el procedimiento.
    NOTA: Los signos vitales incluyen pulso, presión arterial invasiva continua, temperatura intravesical y concentración deCO2 al final de la espiración.

3. Posicionamiento de los animales

  1. Coloque el sujeto en posición prona en el centro de la mesa de operaciones. Asegúrese de que la columna vertebral del sujeto esté recta para evitar cualquier escoliosis.
  2. Coloque un saco de arena debajo de la cara lumbar de la columna vertebral para aumentar la angulación entre las láminas.
  3. Afeita el vello del sitio quirúrgico con una recortadora.
  4. Aplique la solución de yodo en el sitio quirúrgico en patrones centrífugos. Repita este proceso hasta cubrir todo el sitio quirúrgico.
  5. Incline el sujeto ligeramente a una posición vertical.

4. Preparación del equipo quirúrgico

  1. Prepare el equipo quirúrgico enumerado en la Tabla de Materiales.

5. Identificación de puntos de referencia anatómicos clave

  1. Identifique la cresta ilíaca a cada lado de la columna lumbar del sujeto y siga los contornos medialmente hasta que se identifique el sacro (Figura 1).
  2. Identificar el espacio intervertebral en la línea media entre la cara craneal del sacro y la apófisis espinosa de L6.
  3. Identificar las apófisis espinosas de L6, L5 y L4 (Figura 1, Figura 2).

6. Exponer las apófisis espinosas

  1. Hacer una incisión en la línea media a lo largo de las apófisis espinosas L4-L6 con el bisturí n.º 24, cortando la piel y la subcutis.
  2. Use un monopolar para cauterizar el sangrado pequeño de las venas y arteriolas superficiales.
  3. Limpie la sangre con un pantano quirúrgico y verifique si hay sangrado activo; Utilice el monopolar en consecuencia.
    NOTA: Es importante detener incluso el sangrado leve para evitar hematomas.
  4. Inserte el retractor quirúrgico y expanda la abertura.
  5. Identificar el ligamento supraespinoso dorsal a las apófisis espinosas.
  6. Expandir la incisión gradualmente con el monopolar a lo largo de la cara lateral de las apófisis espinosas hasta que se vea aproximadamente 1 cm de las apófisis espinosas (Figura 3).
    NOTA: Si la persona que realiza el procedimiento es diestra, se debe considerar seguir la cara lateral derecha de la apófisis espinosa del sujeto para facilitar la inserción del introductor más adelante.
  7. Identificar el ligamento interespinoso entre L4/L5 (Figura 3).
  8. Compruebe si hay sangrado activo y aplique el monopolar para cauterizar en consecuencia.

7. Acceso al saco tecal

  1. Identificar el espacio intervertebral L4/L5 entre la lámina de las apófisis espinosas mediante palpación manual.
  2. Coloque el introductor con su bisel y lumen orientados en una dirección craneal inclinada hacia el espacio intralaminar L4/L5 (Figura 2, Figura 4, Figura 5).
  3. Asegúrese de que el introductor se mantenga con una inclinación horizontal de 30° y craneal de 45° (Figura 5).
    NOTA: Apunte hacia el espacio intralaminar entre L4/L5.
  4. Avance gradualmente el introductor hasta que se sienta una resistencia suave; Esto representa el ligamento flavo.
    NOTA: La sensación de resistencia roma indica que el introductor está detenido por la apófisis espinosa. Si esto ocurre, retraiga el introductor 1 cm y avance de nuevo con una inclinación ligeramente diferente.
  5. Aplicar una presión firme pero muy cuidadosa y hacer avanzar el introductor milímetro a mililitro por el ligamento flavum hasta que se sienta una pérdida brusca de resistencia.
    NOTA: Si el sujeto presenta reflejos motores en la musculatura lumbar o en las patas traseras, se debe al contacto directo con las raíces nerviosas y no a una anestesia insuficiente.
  6. Siga cada avance del introductor retirando el trócar para verificar si hay flujo visible de líquido cefalorraquídeo.
  7. Confirmar la correcta colocación del introductor dentro del canal raquídeo mediante la confirmación visual del flujo de líquido cefalorraquídeo del introductor después de que haya penetrado en el ligamento flavum y, posteriormente, en la duramadre.
    NOTA: El flujo espontáneo de líquido cefalorraquídeo puede ser lento. La confirmación puede acelerarse llenando el introductor con solución salina estéril y observando la pulsación.
  8. Vuelva a insertar el trócar en el introductor para evitar la pérdida excesiva de líquido cefalorraquídeo mientras prepara el catéter.

8. Inserción del catéter en el saco tecal

  1. Inserte la guía en el catéter.
  2. Retire el trocar del introductor.
  3. Inserte el catéter, que contiene la guía, en el introductor hasta que sienta una resistencia suave.
  4. Mida 5 cm distalmente desde el introductor y marque con el marcador quirúrgico.
  5. Aplique una presión suave pero firme a medida que el catéter avanza hacia el saco tecal hasta que la marca previamente medida llegue al introductor.
    NOTA: Debido a los reflejos medulares, el sujeto puede contraerse/moverse a pesar de estar suficientemente anestesiado.
  6. Retraiga el introductor con cuidado mientras mantiene el catéter en su posición.
    NOTA: Aplique un agarre firme sobre el catéter tan pronto como sea visible por encima de la piel para evitar extravíos mientras se retira el introductor.
  7. Retire la guía mientras mantiene un agarre firme del catéter a nivel de la piel (Figura 6).
  8. Conecte una jeringa de plástico de un solo uso de 2 ml al catéter.
  9. Confirmar la ubicación dentro del canal espinal mediante aspiración de líquido cefalorraquídeo desde el catéter.
  10. En el caso de que falte líquido cefalorraquídeo en la jeringa, retraiga suavemente el catéter unos milímetros para restaurar la permeabilidad.
  11. Asegure el catéter espinal al retractor quirúrgico y a la piel con cinta adhesiva para evitar que se extravíe.

9. Administración de lipopolisacárido

  1. Administrar 400 μg de lipopolisacárido de E. coli (LPS) (OH:143) en la lámina venosa central.
  2. Inicie un temporizador.

10. Muestreo de LCR

  1. Obtenga muestras de LCR cada hora durante las siguientes 24 h para medir el recuento total de leucocitos, la albúmina en LCR y la IgG en LCR. Extraiga un máximo de 0,5 ml de líquido cefalorraquídeo en cada muestra.

11. Eutanasia

  1. Administrar un bolo de pentobarbital (50 mg/kg) a través del catéter venoso periférico.
  2. Observe el pulso, la presión arterial y las curvas de concentración de CO2 al final de la espiración en el respirador para ver si hay una línea plana como confirmación del paro cardíaco.

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Resultados

La posición prona del cerdo optimiza el acceso quirúrgico a las vértebras lumbares. El uso de sacos de arena de soporte aumenta la angulación entre las apófisis espinosas lumbares adyacentes, mejorando así el acceso al canal espinal.

El presente estudio tuvo como objetivo investigar la respuesta inflamatoria dentro del compartimento del LCR después de la inoculación intraventricular con lipopolisacárido de E. coli . Un total de 10 cerdos se sometieron al procedimiento, y los análisis ...

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Discusión

El procedimiento demostrado para la inserción de catéteres lumbares para la toma continua de muestras de LCR en cerdos implica varios pasos cruciales. En primer lugar, se debe exponer el nivel vertebral correcto para garantizar las condiciones óptimas para un cateterismo exitoso. La médula espinal porcina se extiende caudalmente en comparación con los humanos, alcanzando el nivel S2-S315, en contraste con el cono medular humano, que termina en el nivel L1-L2

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Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.

Agradecimientos

Los autores desean expresar su sincero agradecimiento por la experiencia compartida por el personal del Laboratorio Biomédico del Hospital Universitario de Aalborg, Dinamarca.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Mesa de operaciones ajustable N/AN/A
Calefactor Bair Hugger3M 
Manta térmica Bair Hugger3MB5005241003
Tubo endotraqueal tamaño 6.5DVMedDVM-107860Tubo endotraqueal con manguito 
Euthasol Vet Dechra Veterinary Products A/S380019fentobarbital para euthanazia, 400 mg/mL 
Catéter Foley 12F Catéter D175812E Becton, Dickinson and Companycon termosensor incorporado 
Catéter periférico intravenosoAvantor BDAM381344Tamaño G18
Vaina intravenosa Coris AvantiAvanti Cordis Vaina Femoral 6F
Monopolar, Sistema ForceTriad
, 2 mL Becton, Dickinson and Company300928
respirador Primus Drä ger Respirador con vaporizador incorporado para anesthisa suplementaria de Sevofluran 
Retractor autorretenedorWorld Precission Instruments501722Weitlander retractor, autoretenedor, 14 cm romo 
Catéter lumbar de silicona incl. IntroductorIntegraNL8508330
solución salina estéril Fresnius Kabi8055411000 mL 
Permutas quirúrgicas estériles
Bisturí quirúrgico n.º 24Swann Morton5.03396E+12Swann Morton Bisturí desechable estéril n.º 24
Zoletil Vet VirbacMezcla médica para la inducción de la anestesia
B5005241003 Jeringa de plástico Medtronic

Referencias

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