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Artículo de método

Caracterización conductual de las convulsiones inducidas por pentilenetetrazol: más allá de la escala de Racine

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DOI:

10.3791/68112

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8 de julio de 2025

 ,  , 
1Brain Institute, Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN

En este artículo

Resumen

El protocolo presenta un método innovador para analizar y visualizar los comportamientos asociados con las convulsiones inducidas por pentilenetetrazol en ratones. Este enfoque se extiende más allá de las puntuaciones tradicionales de Racine, proporcionando una evaluación más completa de la diversidad y la dinámica temporal de los comportamientos ictales.

Resumen

La caracterización detallada del comportamiento de las convulsiones es esencial en los modelos animales de epilepsia. Aunque existen varios protocolos para inducir convulsiones, la escala de Racine sigue siendo el método más ampliamente adoptado para su cuantificación. Inicialmente desarrollada para puntuar el reclutamiento progresivo de comportamientos durante el encendido eléctrico de las estructuras límbicas, la escala se ha convertido desde entonces en el estándar para clasificar las convulsiones en modelos con diversas etiologías.

Sin embargo, un examen cuidadoso del comportamiento después de la administración de pentilenetetrazol (PTZ), un modelo de convulsiones comúnmente utilizado, revela que la escala de Racine no puede capturar el espectro completo de alteraciones del comportamiento inducidas por este antagonista GABAérgico. Después de una sola inyección subcutánea de PTZ de alta dosis, los ratones primero exhiben comportamientos no convulsivos como hipotonía, disminución de la deambulación, detención conductual y temblores. A estos les suceden los comportamientos ictales, como espasmos, sacudidas mioclónicas y convulsiones límbicas, aunque solo estas últimas se cuantifican mediante la escala de Racine.

Para superar estas limitaciones, se emplea un enfoque refinado que combina el etiquetado de video con el seguimiento de animales para distinguir los espasmos y las mioclonías como expresiones conductuales distintas de las convulsiones límbicas. Estos comportamientos tempranos pueden facilitar el reclutamiento de estructuras límbicas, lo que eventualmente desencadena convulsiones límbicas. El método es fácil de implementar y permite una evaluación más completa de las convulsiones agudas inducidas por PTZ. Su utilidad es aún más evidente en el protocolo de encendido de PTZ, en el que dosis bajas repetidas de PTZ dan lugar a cambios temporales en los espasmos, mioclonías y la gravedad de las convulsiones límbicas. Este enfoque tiene potencial para mejorar la reproducibilidad en la investigación de las convulsiones y la epilepsia.

Introducción

La caracterización conductual de las convulsiones es la lectura más empleada en los estudios de la fisiopatología de la epilepsia y la actividad convulsiva, y es ampliamente utilizada para el cribado de nuevos medicamentos anticonvulsivos 1,2. La mayoría de los trabajos publicados en los últimos 50 años utilizaron el sistema de puntuación progresiva desarrollado por Ronald J. Racine para describir la gravedad de las convulsiones conductuales durante la ignición de la amígdala y el hipocampo3. La escala de Racine mostró una fuerte correlación entre el comportamiento y la actividad paroxística electrofisiológica en ratas3 y gatos4. Clasifica la expresión conductual de la convulsión en cinco etapas progresivas: "(i) movimientos bucales y faciales, (ii) cabeceo con la cabeza, (iii) clonus de las extremidades anteriores, (iv) crianza y (v) crianza y caída"3. Debido a su simplicidad, facilidad de uso e interpretación, velocidad de puntuación y reproducibilidad, el uso de la escala de Racine en estudios de epilepsia y convulsiones continúa creciendo incluso hoy en día (Figura 1).

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Figura 1: Número de citas anuales recibidas por el estudio de Racine de 1972. Nótese el aumento constante en el número de citas en los últimos 50 años. Una búsqueda en Web of Science realizada el 27 de noviembre de 2024 reveló 6.040 citas, y 91 registros no contenían información en el campo "año de publicación". Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

A continuación, la escala se aplicó a otros modelos animales de epilepsia y convulsiones, incluidos los que utilizaban fármacos para inducir convulsiones. Las primeras descripciones de las convulsiones inducidas por ácido káínico5 y el estado epiléptico (SE)6, así como las convulsiones locales7 y sistémicas inducidas por pilocarpina8, utilizaron la escala de Racine para cuantificar las convulsiones inducidas y espontáneas. Curiosamente, estos fármacos no sólo indujeron convulsiones límbicas, como se observó en los animales estimulados eléctricamente y descritos por Racine, sino que también provocaron un conjunto diferente de comportamientos que fueron descritos con poca o menor frecuencia9.

Las limitaciones de la escala de Racine para comprender la diversidad de comportamientos ictales han sido identificadas tempranamente por investigadores que utilizan modelos de convulsiones en los que el foco de las convulsiones se encuentra en otras regiones del cerebro además del sistema límbico. Por ejemplo, García-Cairasco fue uno de los primeros en utilizar herramientas etológicas para evaluar el comportamiento en las convulsiones audiogénicas10, revelando la complejidad y progresión temporal de las conductas ictales 10,11. Recientemente, Ivan Soltesz utilizó un sofisticado análisis de profundidad de video y una codificación temporal detallada para revelar "huellas dactilares de comportamiento ocultas" en ratas encendidas eléctricamente12. Sobre la base de estos enfoques, se presenta aquí un nuevo sistema de codificación para las convulsiones agudas inducidas por pentilenetetrazol en ratones.

El pentatilenetetrazol (PTZ) conduce a convulsiones al inhibir la neurotransmisión GABAérgica13, lo que resulta en un aumento de la excitabilidad neuronal y la activación sincrónica de las poblaciones neuronales 14,15. Después de una sola dosis alta (40-80 mg/kg) de PTZ sistémico, los roedores exhiben movilidad reducida, movimientos de bigotes inespecíficos, espasmos de todo el cuerpo y sacudidas mioclónicas, clonus orofacial y de patas, y convulsiones límbicas en toda regla16. A diferencia de los modelos de estado epiléptico, el comportamiento anormal después de la PTZ dura hasta 1 h y remite espontáneamente 16,17,18. Autores anteriores han propuesto una versión revisada de la escala de Racine para ratas17 y ratones18. A pesar de su intento de proporcionar nuevos conocimientos sobre la diversidad de los comportamientos ictales, su nueva escala incorpora uno o dos nuevos niveles, asociados con la carrera y/o los saltos salvajes (nivel 6, van Erum et al.18) y la extensión tónica que conduce a un paro respiratorio (nivel 7, van Erum et al.18).

Este protocolo presenta un nuevo enfoque para cuantificar y representar los comportamientos ictales inducidos por PTZ, con un enfoque específico en los espasmos y las mioclonías. Estos comportamientos se encuentran entre los más prevalentes después de la administración sistémica de PTZ, sin embargo, a menudo se pasan por alto en los estudios de convulsiones y epilepsia. Por lo tanto, este enfoque aborda una brecha metodológica crítica al proporcionar criterios específicos para identificar los espasmos y las mioclonías y distinguirlos conductualmente de las convulsiones límbicas. Demuestra que los espasmos y las mioclonías exhiben una dinámica temporal distinta después de la administración de PTZ única y repetida. Este sistema de codificación es fácil de implementar, integra nuevos parámetros de actividad anormal en las metodologías existentes y ofrece nuevos conocimientos sobre los mecanismos de generación de convulsiones. Por último, esta nueva estrategia tiene el potencial de estandarizar la cuantificación del comportamiento ictal en todos los laboratorios, mejorar la reproducibilidad y ampliar las perspectivas sobre los mecanismos de las convulsiones.

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Protocolo

Todos los procedimientos experimentales fueron aprobados por el comité local de ética de la Universidad Federal de Rio Grande do Norte (Número de Protocolo 043/2022, Número de Licencia 307.043/2022). En este protocolo se utilizaron ratones machos C57BL/6 con edades comprendidas entre los 3 y 4 meses de edad, con un tamaño de muestra recomendado de 6 a 10 animales de acuerdo con los protocolos de inducción de PTZ establecidos16.

1. Preparación del campo de observación

  1. Utilice una arena cuadrada o circular con una superficie mínima de 10 x 10 cm y una altura de pared de 30 cm. Asegúrate de que la arena esté bien iluminada. Si es necesario, utilice iluminación infrarroja para garantizar la adquisición de imágenes saturadas (Figura 2A).
  2. Coloque al menos una cámara de video sobre la arena, con una vista de arriba hacia abajo de todo el piso de la arena y al menos 10 cm de la pared (para capturar el comportamiento de crianza sin recortar la cabeza del ratón, Figura 2B).
  3. Si lo desea, coloque una segunda cámara de video con una vista frontal de la arena. En este caso, asegúrese de que una de las paredes de la arena sea transparente.
  4. Asegúrese de que la temperatura (21-24 °C) y la humedad (50-70%) coincidan con las condiciones del animalario, controlándolas con un termohigrómetro y ajustándolas según sea necesario.
  5. Coloque la ropa de cama necesaria para cubrir el fondo de la arena y asegúrese de que el animal sea visible desde el fondo. Haga que el agua y los gránulos de comida estén disponibles libremente durante toda la duración del experimento.
  6. Comience los experimentos preferiblemente al comienzo de la fase de luz (por ejemplo, entre las 7:00 y las 10:00 a.m.). Mantenga una iluminación constante en la sala experimental (900-1.100 lux) con un ciclo de luz/oscuridad de 12/12 h, con las luces encendidas a las 6 a.m. Utilice un luxómetro para verificar las condiciones de iluminación cerca del lugar de grabación, lo que garantiza una calidad de grabación de vídeo uniforme.
  7. Conecte la cámara al dispositivo de grabación de vídeo para adquirir el vídeo con al menos 24 fotogramas por segundo (fps).

2. Preparación de la solución PTZ

NOTA: Los comportamientos ictales (es decir, espasmos) se pueden inducir con dosis a partir de 40 mg/kg. Se observan convulsiones límbicas a dosis de 60 mg/kg y superiores. Las convulsiones tónicas asociadas con paro respiratorio y muerte se observan comúnmente a partir de una dosis de 80 mg/kg o más. Para el protocolo de encendido, se utilizó una dosis de 40 mg/kg.

La dosis puede variar para las diferentes cepas de ratones. Se recomienda realizar un experimento piloto para definir la dosis de PTZ que mejor se aplica a la pregunta de investigación.

  1. Administrar 10 mL/kg mediante inyecciones sistémicas a los ratones. Por lo tanto, disuelva el polvo de PTZ en agua desionizada para alcanzar la concentración final de 4 o 6 mg/mL (para las dosis de 40 y 60 mg/kg, respectivamente).
    NOTA: Para reducir la variabilidad, prepare una sola solución PTZ para todo el lote experimental.

3. Administración de PTZ

  1. Antes de colocar al animal en la arena, mida su peso corporal con una báscula.
  2. Calcule el volumen de solución PTZ necesario para cada animal en función de su peso corporal.
    NOTA: Para una dosis de 60 mg/kg y un peso corporal de 30 g, inyectar al animal 0,3 mL de una solución PTZ de 6 mg/mL.
  3. Registre el comportamiento durante al menos 1 h antes de la inyección de PTZ.
    NOTA: Este período de habituación disminuye la deambulación y la ansiedad inducidas por la novedad, mientras que también se puede utilizar para extraer la actividad basal.
  4. Administrar PTZ por vía intraperitoneal (i.p.) o subcutánea (s.c.)15,16. Para la administración de s.c., asegure al animal con una mano, pellizcando suavemente la piel entre sus omóplatos (Figura 2C).
  5. Con una jeringa de 1 ml conectada a una aguja de 26 1/2 G, inserte la aguja dentro del espacio subcutáneo, paralela a la orientación del cuerpo, e inyecte lentamente la solución en el espacio subcutáneo. Retire suavemente la aguja cuando se complete la inyección, sosteniendo la piel en la salida de la aguja para evitar que la solución se derrame debido a la presión de la cavidad (Figura 2C).
    NOTA: Las inyecciones no deben administrarse demasiado rápido, ya que la acumulación rápida de la solución puede provocar derrames desde el lugar de la inyección o fugas al retirar la aguja.
  6. Tome nota de cualquier fuga, ya que afectará la expresión de los comportamientos ictales. Considere la posibilidad de inyectar inmediatamente 50 μL adicionales de la misma solución PTZ.
  7. Vuelva a colocar al animal en la arena durante 1 hora de grabación de vídeo continua.
  8. Una hora después de la inyección PTZ (o más), detenga las grabaciones y copie el archivo para su posprocesamiento (seguimiento de video y codificación de comportamiento).

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Figura 2: Configuración experimental y procedimiento de inyección. (A) Se utilizaron cuatro arenas cuadradas transparentes con cámaras de visión cenital colocadas sobre el centro para registrar comportamientos y rastrear las posiciones de los animales antes y después de la administración de la PTZ. (B) Instantánea de un video representativo obtenido con la configuración descrita en A. (C) Ejemplo de inyección subcutánea de PTZ. La aguja se coloca entre los omóplatos del animal en el espacio subcutáneo. (D) Representación esquemática de la adquisición y análisis de datos de comportamiento utilizados en el presente estudio. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

4. Bienestar animal

  1. Retirar y sacrificar a los animales si una convulsión dura más de 5 minutos para prevenir la muerte celular y el daño del tejido cerebral, especialmente durante los protocolos de inyecciones repetidas.
  2. Controlar diariamente el peso de los animales durante todo el periodo experimental.
  3. Controlar el estado general de los animales, incluida la ingesta de alimentos, la locomoción, la postura, el aseo y los signos de dolor o angustia.
  4. Administrar tratamiento antiinflamatorio (ibuprofeno, 5 mg/kg) y tratamiento del dolor según sea necesario. Proporcione alimentos suplementarios o agua si es necesario.
  5. Retirar a los animales si presentan una pérdida de peso superior al 20% que no pueda recuperarse dentro de los 2 días posteriores a la suplementación individual, lesiones epidérmicas o cualquier signo de dolor crónico o malestar que no responda al tratamiento farmacológico.
  6. Sacrificar a todos los animales de acuerdo con las directrices éticas internacionales e institucionales.

5. Instalación, configuración y uso del software

  1. Para el análisis descrito en este estudio, utilice MouseLabTrack19 y Solomon Coder. Descárguelos y siga el procedimiento de instalación (consulte el Archivo Complementario 1 y el Archivo Complementario 2).
    NOTA: Mientras que MouseLabTrack se ejecuta bajo el marco de MATLAB, Solomon Coder es un ejecutable para el sistema operativo Windows. Ambos programas son de código abierto.
  2. Haga clic en Solomon en el menú Inicio de Windows o busque Solomon Coder y abra el software.
    1. Si hay un archivo de configuración disponible (consulte el Archivo complementario 3), vaya a Archivo | Configuración de carga. La pantalla cargará los ajustes predefinidos.
    2. Si no hay ningún archivo de configuración disponible,
      1. Haga clic con el botón derecho en el área libre para crear un nuevo botón. Haga clic con el botón derecho en el botón recién creado para abrir la pantalla de configuración .
      2. En el campo Nombre del botón , cambie el nombre del botón para que represente el comportamiento deseado.
      3. En el campo Color de la cara del botón , seleccione un color.
      4. En el campo Categorías , cambie el nombre de Predeterminado a Comportamientos (este será el nombre de la columna).
      5. En el campo Tecla de acceso rápido , asigne una tecla del teclado para marcar el comportamiento durante el análisis de vídeo (por ejemplo, la tecla "1").
      6. (Opcional) Marque la casilla sobre la tecla de acceso rápido si el evento es instantáneo, lo que significa que registrará un solo evento cuando se presione y suelte la tecla. Si no está marcada, el comportamiento permanecerá registrado hasta que se suelte la clave.
    3. Para abrir un vídeo, ve a Archivo | Abre el vídeo.
    4. Presiona Reproducir para iniciar el video.
    5. A medida que se observan comportamientos, haga clic con el botón izquierdo del ratón o presione la tecla del teclado asignada para marcarlos.
    6. Para guardar los datos como un archivo de valores separados por comas (.csv), vaya a Analizar | Guarde la salida como. Para guardar la hoja de codificación de Solomon (.arch), vaya a Archivo | Guarde la hoja de codificación.
  3. Para abrir y cargar MouseLabTracker.
    1. Abra MATLAB, en la consola, escriba 'main()' y pulse Enter.
    2. Para cargar el video, haga clic en el botón Abrir. Después de cargar, la pantalla adyacente mostrará el video con un fondo verde y el animal en blanco.
    3. Especifique el intervalo de tiempo que se analizará en el vídeo. Haga clic en Iniciar para establecer el comienzo del análisis. Haga clic en Fin para establecer el final del análisis.
      NOTA: Si no se establece ningún intervalo, el software analiza todo el vídeo.
    4. Para configurar los ajustes de seguimiento, vaya a la pestaña Configuración de seguimiento .
      1. Seleccione Objetos oscuros / Fondo claro para indicar que el animal es más oscuro que el fondo.
      2. Para ajustar el número de animales, vaya a Sujetos y cambie el número a 1.
      3. Para ajustar los parámetros de detección, cambie la configuración del parámetro Umbral para que los valores de radio estén entre 30 y 40.
      4. Defina el color del animal haciendo clic en Color y seleccionando el color apropiado.
      5. Para definir la arena, haz clic en Definir arena, luego selecciona la esquina superior izquierda de la arena, luego selecciona la esquina inferior derecha de la arena.
    5. Para iniciar el proceso de seguimiento, haga clic en Rastrear. Espere hasta que la barra de progreso alcance el 100%.
    6. Una vez completado el seguimiento, guarde el archivo de salida del análisis haciendo clic en Guardar resultados.

6. Comportamientos de codificación

  1. Primero, etiquete la hora de administración de PTZ cuando el mouse reaparece en el cuadro de video después de ser colocado en el campo de observación. Este momento sirve como tiempo cero, sirviendo como referencia temporal para todos los demás comportamientos, incluidos los cálculos de latencia.
  2. Observar espasmos y mioclonías unos minutos después de la inyección de PTZ (Figura 3), seguidos de posibles convulsiones límbicas. Los espasmos son contracciones breves, transitorias y rápidas de los músculos axiales, que incluyen flexión bilateral de la oreja, contracción de los músculos de la espalda, elevación de la cola (cola de Straub) y, en raras ocasiones, una respuesta de salto de sobresalto (Figura 3A). Codificar los espasmos como eventos discretos, asociándolos a un solo fotograma de vídeo sin duración.
    NOTA: Cuantificar la diversidad y combinación de diferentes partes del cuerpo en la expresión de espasmos (ver sección de Resultados Representativos).
  3. Para codificar mioclonías, observe eventos de más de 200 ms; Se caracterizan por una sacudida mioclónica brusca y fuerte que afecta a la cabeza, el cuello y las patas. Puede asociarse con temblores y pérdida de la postura corporal (Figura 3B). La subclasificación incluye mioclonías con temblores o con pérdida de la postura hacia adelante, hacia la izquierda o hacia la derecha. La duración suele oscilar entre 1 y 2 s. Debido a su longitud, las mioclonías requieren codificación a través de múltiples unidades de tiempo para un solo evento.
  4. Para codificar las convulsiones límbicas, observe eventos que se asemejen al descrito por Racine y que se puedan codificar utilizando la escala de Racine. Por lo general, comienza con un paro conductual o un ataque de mirada fija, seguido de automatismos olfativos y gustativos, movimientos orofaciales, mioclonía de las extremidades anteriores y/o de la cabeza, crianza con o sin caídas, correr o saltar salvajemente y convulsiones tónicas con paro respiratorio. Utilice la escala de Racinemodificada 18 para subclasificar las convulsiones límbicas, que duran más de 10-15 s y se distinguen de los espasmos y las mioclonías.
  5. Incluir clases conductuales adicionales basadas en el protocolo experimental, lo que permite una evaluación más completa de las conductas.
  6. Marque el final de la sesión de grabación en un solo período de tiempo (1 h después de la inyección de PTZ). Si el animal muere después de una convulsión tónica, identifique la hora de la muerte con la marca final.
    NOTA: La hoja de codificación se puede guardar en cualquier momento durante el proceso de codificación y volver a abrirla dentro del software según sea necesario para continuar con la codificación o las modificaciones.

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Figura 3: Instantáneas de los comportamientos ictales observados después de la administración de PTZ. (A) Este es un ejemplo representativo de uno de los primeros espasmos observados después de la inyección de PTZ. Se muestran todos los fotogramas (muestreo a 30 fps). Nótese que el espasmo dura menos de 200 ms y se mueve en la dirección rostrocaudal. En este ejemplo, no se produjo ningún levantamiento de cola manifiesto. (B) Un ejemplo representativo de mioclonía asociada con la inclinación hacia adelante. En este ejemplo, la mioclonía duró más de 1 s, donde se produjeron múltiples clones de la cola y las extremidades anteriores. (C) Ejemplo representativo de una convulsión límbica. Antes de la etapa 1 de Racine, el ratón mostraba mioclonías sostenidas en las extremidades, incluida la pérdida de la postura corporal. La secuencia muestra las cinco etapas tradicionales de la escala convencional de Racine. En este caso, el ratón recibiría una puntuación de 5. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

7. Análisis y visualización de datos

  1. Calcule la latencia de la primera ocurrencia de cada una de las categorías de comportamiento (por ejemplo, espasmo, mioclonía, convulsiones, etc.) restando el tiempo de inyección de PTZ de su tiempo registrado en la hoja de codificación.
  2. Calcule la duración de cada mioclonía y evento convulsivo, luego súmelos para obtener la duración total de cada categoría.
  3. Calcule la tasa de ocurrencia de cada comportamiento dividiendo el número total de eventos por la duración de la grabación.
  4. Calcule el intervalo entre eventos para cada comportamiento encontrando la diferencia de tiempo entre eventos consecutivos.
  5. Definir episodios de acuerdo con la distribución temporal de las conductas ictales en cada sesión de grabación cuando corresponda. Calcule los parámetros anteriores para cada episodio.
    NOTA: El final de las convulsiones conduce a un período de supresión postictal, que marca la conclusión de un episodio para este protocolo. La reaparición de las conductas ictales marca el inicio de un nuevo episodio.
    NOTA: En ausencia de convulsiones, clasifique la sesión de grabación en función de la distribución temporal de los espasmos y las mioclonías.
  6. Pruebe la normalidad utilizando la prueba de Shapiro-Wilk para cada grupo.
  7. Para comparaciones paramétricas entre varios grupos, utilice la prueba de análisis de varianza unidireccional (ANOVA). En el caso de los datos emparejados, utilice una prueba t emparejada o un ANOVA de medidas repetidas, en función de la estructura de datos.
  8. Establezca la significación estadística en un valor p de < 0,05. Además, redondee los valores p por debajo de 0,0001 e infórmelos como <0,0001.

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Resultados

Para evaluar la estrategia de codificación y su capacidad para detallar los comportamientos ictales durante las convulsiones inducidas por PTZ, primero se probaron tres dosis de PTZ y se observaron sus efectos en ratones C57BL/6 (40, 60 y 80 mg/kg, N = 7, 5 y 5, respectivamente). Los resultados conductuales observados con tres dosis de PTZ revelaron claras diferencias dependientes de la dosis después de una sola inyección. Los animales tratados con 40 mg/kg de PTZ mostraron espasmos, pero no convulsiones límbicas ni mioc...

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Discusión

Este estudio empleó una categorización de comportamientos basada en las expresiones motoras para proporcionar un marco más completo para analizar la dinámica de las convulsiones. Este enfoque permite cuantificar parámetros clave, como la latencia, la duración y la frecuencia de los espasmos, las mioclonías y las convulsiones límbicas. Los resultados de las inyecciones semanales de PTZ demostraron que la exposición repetida altera significativamente el momento y la frecuencia de las convu...

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Divulgaciones

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado en parte por el Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq, subvenciones números 308110/2020-0 y 316441/2023-6), la Fundação de Amparo e Promoção da Ciência, Tecnologia e Inovação do Rio Grande de Norte (FAPERN, subvención número 042/2022) y la Fundação Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES, subvención número #385/2019) y Propesq-UFRN (subvención número PVP18039-2020).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Solución de cloruro de sodio al 0,9%Fresenius Kabi Brasil Ltda74MK3168Sistema cerrado para uso intravenoso; solución inyectable, 250 mL.
Báscula analíticaShimadzuATY224Capacidad máxima: 220 g, Capacidad mínima: 10 mg, Legibilidad: 0,1 mg. Número de serie: 1311070096
CámaraJortanJortan-8816AHDCámara CCD IR, sistema NTSC, resolución de 2.0 MP, lente de 3.6 mm, fuente de alimentación DC 12 V.
Luxómetro digitalMinipaMLM-1011Mide la intensidad de la luz en unidades lux.
Aguja hipodérmicaDescarpack353101Tamaño 26,5 g.
Ratón--Macho de ratones de tipo salvaje C57BL/6. Dos o tres meses de edad.
PentilenetetrazolSigma-Aldrich (Merck)P6500-25GPolvo, estimulante del SNC. Comprado: 25 g. Almacenamiento: -25 °C.
Software: MouseLabTracker  Giuliano Vilela-Software de código abierto, documento de referencia: DOI: 10.1016/j.jneumeth.2006.04.005.
Sitio: https://neuro.ufrn.br/softwares/mouselabtracker
Software: Solomon CoderAndrá s Pé Ter-Software de código abierto, v.19.08.02.
Sitio:  https://solomon.andraspeter.com/
TermohigrómetroHikariHK-T240Mide la temperatura y la humedad.

Referencias

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