Artículo de método

Cuantificación de violaceína en Chromobacterium violaceum y su inhibición por compuestos bioactivos

DOI:

10.3791/68507

⸱

8 de agosto de 2025

 ,  ,  , 
1Food Research Center, Department of Food and Experimental Nutrition, Faculty of Pharmaceutical Sciences, University of São Paulo (USP)

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El objetivo de este protocolo es cuantificar la producción de violaceína por Chromobacterium violaceum ATCC 12472 como un proxy para evaluar la inhibición de la detección de quórum por compuestos bioactivos.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las bacterias se comunican a través de un sistema conocido como detección de quórum (QS), que les permite coordinar su comportamiento en respuesta a los cambios en la densidad celular. Este proceso implica la producción, secreción y detección de pequeñas moléculas de señalización extracelular, generalmente llamadas autoinductores (IA). QS regula una amplia gama de genes y funciones, incluida la formación y dispersión de biopelículas, la motilidad del enjambre, la producción de factores de virulencia, la resistencia a los antibióticos y la bioluminiscencia, entre otros. La inhibición de QS se ha convertido en una estrategia antivirulencia prometedora contra bacterias resistentes a los antibióticos, ya que ejerce una presión selectiva más baja en comparación con los antibióticos tradicionales. En la bacteria Chromobacterium violaceum ATCC 12472, las proteínas QS CviI / CviR, que son homólogas a las proteínas QS de tipo LuxI / LuxR de Aliivibrio fisheri, controlan muchos genes, incluidos los responsables de producir el pigmento púrpura violaceína. C. violaceum se ha utilizado ampliamente como cepa biosensora en estudios de inhibición de QS, particularmente en la inhibición de la producción de violaceína. Muchos compuestos tienen el potencial de inhibir QS al unirse a proteínas QS, ya sean homólogas LuxI o LuxR, interrumpiendo los circuitos QS. Este protocolo describe el método para cuantificar la violaceína producida por C. violaceum ATCC 12472 y su inhibición por compuestos bioactivos a concentraciones que no afectan el crecimiento bacteriano. El ensayo descrito aquí demuestra una reducción significativa en la producción de violaceína por parte de los compuestos probados. Este estudio destaca el potencial de usar este protocolo para seleccionar candidatos prometedores en la investigación de inhibición de QS.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las bacterias pueden comunicarse a través de un sistema conocido como QS, que permite la modulación coordinada de su comportamiento en respuesta a cambios en la densidad celular. Este proceso implica la producción, secreción y detección de pequeñas moléculas de señalización extracelular, también llamadas autoinductores, que permiten la comunicación tanto entre diferentes especies como dentro de la misma especie 1,2.

Esta comunicación es capaz de regular genes y funciones como la formación y dispersión de biopelículas, la motilidad y la adhesión, la proliferación celular, la síntesis de exoenzimas y sideróforos, la esporulación, la resistencia a los ácidos, la transferencia horizontal de genes, la resistencia a los antibióticos, la bioluminiscencia, la producción de exopolisacáridos, entre otros 3,4,5. Dada la relevancia de los fenotipos regulados por QS, existe un gran interés en desarrollar sistemas capaces de interferir en esta comunicación celular. La inhibición de la señalización de QS también se denomina extinción de quórum (QQ)6. QQ puede ocurrir de varias maneras, incluidos inhibidores de la síntesis de autoinductores, inactivación enzimática de estas señales y moléculas con un efecto antagónico sobre estas moléculas 4,7.

La creciente amenaza de la resistencia a los antibióticos ha impulsado la investigación de terapias alternativas, incluidos los inhibidores de detección de quórum (QSI), que interrumpen la comunicación bacteriana sin matar directamente a los patógenos. Estos compuestos pueden mostrar efectos sinérgicos cuando se combinan con antibióticos, lo que mejora la susceptibilidad bacteriana y permite reducir las dosis de antibióticos, lo cual es una estrategia clave para retrasar el desarrollo de resistencia. Por ejemplo, el resveratrol y la kanamicina juntos retrasan el crecimiento de Aeromonas hydrophila 8, mientras que la N-acetilcisteína se sinergiza con la tobramicina para interrumpir las biopelículas de Pseudomonas aeruginosa 5.

Con el uso excesivo de antibióticos y el estancamiento del desarrollo de fármacos, los enfoques antivirulenciales como la inhibición de QS ofrecen un cambio de paradigma9. En lugar de apuntar a la viabilidad, se dirigen a los factores de virulencia, lo que hace que las bacterias sean menos dañinas y más vulnerables a la inmunidad del huésped o a los antibióticos5. Esta estrategia impone una presión selectiva más débil en comparación con los antibióticos tradicionales, minimizando la resistencia y preservando la microbiota beneficiosa10,11. A pesar de los prometedores resultados de laboratorio, la validación en el mundo real a través de ensayos clínicos sigue siendo poco explorada12. La inhibición de QS representa un complemento prometedor para los antibióticos, pero su traducción a la práctica requiere más evidencia de eficacia y seguridad en entornos biológicos complejos.

C. violaceum es una proteobacteria beta que forma colonias violetas con una superficie lisa y brillante. Son bacilos anaerobios facultativos y no forman esporas13. El mecanismo de QS en C. violaceum implica un bucle de retroalimentación positiva basado en el sistema génico análogo al modelo lux de Aliivibrio fisheri, que contiene proteínas CviI (homólogas a LuxI) y CviR (homólogas a LuxR; Figura 1). La violaceína exhibe actividad biocida contra varios organismos, incluidos hongos, bacterias, nematodos y virus, particularmente durante la fase de crecimiento estacionario microbiano, cuando la densidad de población es extremadamente alta y los nutrientes están casi agotados. En consecuencia, la producción de violaceína puede considerarse como una estrategia competitiva para prolongar la supervivencia de la colonia microbiana14.

Las plantas producen compuestos que se originan en el metabolismo secundario, que juegan un papel crucial en el aumento de su capacidad de adaptación a entornos desfavorables. Estos metabolitos, como alcaloides, fenoles, flavonoides, quinonas, taninos, terpenos y lectinas, son ampliamente reconocidos como mecanismos de defensa contra herbívoros y microorganismos15. El potencial de los compuestos derivados de plantas como QSI ha atraído especial atención debido a las interacciones dinámicas entre plantas y microorganismos. Los estudios sobre las interacciones planta-patógeno en la rizosfera han demostrado que las plantas pueden responder a los autoinductores bacterianos secretando compuestos bioactivos capaces de actuar como inhibidores contra los patógenos16.

En este estudio, describimos un método práctico dirigido a cuantificar la producción de violaceína por C. violaceum, centrándonos en su inhibición por compuestos bioactivos. Este método sirve como una herramienta de detección inicial para seleccionar compuestos con posibles actividades de QSI. Proporciona un enfoque rápido y práctico para el desarrollo terapéutico futuro contra bacterias patógenas gramnegativas. Este protocolo estandarizado será útil porque proporciona una descripción detallada que no se ha hecho en estudios anteriores y facilitará la comparación entre diferentes estudios en el futuro 17,18,19.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Preparación del cultivo (Figura 2)

  1. Cultivar en un tubo de ensayo un cultivo de 5 mL de C. violaceum ATCC 12472 en caldo Luria Bertani (LB: triptona 10 g/L, extracto de levadura 5 g/L, 5g/L NaCl) a 30 °C en una incubadora agitadora (220 rpm) durante 24 h.
  2. Ajustar el cultivo a un DO595 de 0,1 en caldo LB, correspondiente a aproximadamente 1 x 108 UFC/mL.

2. Preparación del compuesto

  1. En una placa de fondo plano de 96 pocillos, agregue el caldo LB y el compuesto bioactivo de acuerdo con un cálculo de dilución en serie, siguiendo la descripción a continuación. Dependiendo de su solubilidad, los compuestos bioactivos generalmente se diluyen en una solución de DMSO puro o DMSO: agua (1: 1).
    NOTA: En las metodologías que evalúan el QSI, es crucial asegurarse de que las concentraciones utilizadas estén por debajo de la concentración inhibitoria mínima (sub-CIM), lo que significa que no afectan el crecimiento bacteriano. Por lo tanto, se recomienda realizar ensayos de curva de crecimiento a diferentes concentraciones para confirmar que el compuesto inhibe específicamente la comunicación de célula a célula en lugar de la viabilidad microbiana. Consulte la Figura complementaria 1 para ver los ensayos de la curva de crecimiento de los compuestos bioactivos probados utilizados en este protocolo.
  2. Para calcular la concentración de compuestos bioactivos en el pocillo, considerando una solución madre de farnesol y linalool a 20 mg/mL y una concentración objetivo de 200 μg/mL en el pocillo, así como resveratrol a 2,5 mg/mL en la solución madre y 25 μg/mL en el pocillo, realice el cálculo de la siguiente manera:
    C1V1 = C2V2
    20.000 μg/ml x V1 = 200 μg/ml x 200 μl
    V1 = 40.000/20.000 μl
    V1 = 2 μL
    donde C1 = concentración de la solución madre (20 mg/ml, que equivale a 20.000 μg/ml); V1 = volumen de la solución madre que debe añadirse; C2 = concentración final deseada (200 μg/ml); V2 = volumen final en el pocillo (200 μL).

3. Dilución en serie20 y preparación de la placa (Figura 3)

NOTA: La dilución en serie se utiliza para evaluar rápidamente un rango de concentraciones de un compuesto probado. En este proceso, el compuesto se diluye sucesivamente en una proporción constante, en este caso 1:2. Cada dilución reduce la concentración del compuesto a la mitad en comparación con la concentración anterior, lo que da lugar a un rango de concentraciones decrecientes20.

  1. En la primera columna de la dilución en serie, agregue 196 μL de caldo LB (en nuestro ejemplo, columnas 3, 5 y 7). En los siguientes pocillos de la dilución en serie, agregue 100 μL de caldo LB (en nuestro caso, columnas 4, 6 y 8).
  2. Luego, agregue 2 veces la cantidad de compuesto bioactivo calculada en el paso anterior (2.2) para realizar la dilución en serie. El cálculo dio como resultado 2 μL de cada compuesto probado para lograr la concentración final en el primer pocillo, así que agregue 4 μL del compuesto (columnas 3, 5 y 7).
  3. Transfiera la mitad del volumen total del pocillo (100 μL) a la siguiente columna (en nuestro caso, columnas 4, 6 y 8), y así sucesivamente hasta la última concentración deseada, si realiza una dilución en serie. Recuerde mezclar bien el contenido antes de la transferencia.
    NOTA: En esta configuración experimental, solo hemos utilizado dos concentraciones para simplificar y todos los compuestos caben en una sola placa.
  4. Realice el experimento en al menos triplicado por concentración de cada compuesto. También se recomiendan tres réplicas biológicas. Cambie la punta y repita el procedimiento hasta la última concentración deseada. En la última columna (en nuestro caso, 4, 6 y 8), tome 100 μL y deséchela.
  5. Agregue 80 μL de caldo LB a todos los pocillos, totalizando 180 μL (filas B a D). Luego, agregue 20 μL del cultivo de C. violaceum estandarizado en el paso 1.2, asegurando un volumen final de 200 μL por pocillo (filas B a D). Asegúrese de cambiar las puntas de la pipeta cada vez que cambie los pocillos para evitar el arrastre de concentraciones más altas entre los pocillos o la contaminación.
  6. Si el compuesto se disuelve en cualquier tipo de solvente, asegúrese de preparar el control con ese solvente. Usamos DMSO. En este caso, prepare un control de disolvente, que será el control no tratado - UC (sin compuesto bioactivo; columna 9). Agregue 2 μL de DMSO por pocillo de control. Esto da una concentración máxima de 1% de DMSO en la prueba.
    NOTA: El DMSO al 1% no afecta el crecimiento bacteriano21,22.
  7. Prepare el espacio en blanco, o control de color si usa compuestos pigmentados, sin bacterias. Después de agregar 80 μL de caldo LB a todos los pocillos, totalizando 180 μL (filas B a D, como se describió anteriormente), agregue 20 μL de caldo LB a los pocillos en blanco correspondientes, totalizando 200 μL (filas E a G). Esto se hace porque hay algunas tinciones de fondo de violeta cristalino que deben restarse de las lecturas de OD, como se describirá en el paso 5 de este protocolo.
  8. Si alguna columna permanece vacía, llénela con 200 μL de caldo LB o agua destilada estéril (columnas 1, 2, 10, 11 y 12). Este paso es importante para evitar el secado excesivo del medio en la incubadora.

4. Incubación y extracción de violaceína

  1. Cubra la placa con una tapa o una película de sellado (como se especifica en la Tabla de materiales) para evitar la evaporación, según el espectrofotómetro utilizado.
  2. Incubar la placa a 30 °C con agitación a 130 rpm durante 24 h. A continuación, retirar la placa de la incubadora, colocarla en una incubadora de secado a 60 °C, retirar la tapa y dejar que la placa se seque completamente (aproximadamente 8 h).
  3. Una vez que la placa se haya secado, retírela de la incubadora y agregue 200 μL de DMSO puro a cada pocillo, luego cúbrala. Coloque la placa en una incubadora a 25 ° C mientras agita a 130 rpm durante 30 min para disolver el pigmento de violaceína.
  4. Pasado este tiempo, retirar la placa de la incubadora y transferir 100 μL a otra microplaca, evitando el contacto entre la punta y las paredes del pocillo.

5. Cuantificación de la producción de violaceína

  1. Cuantifique la cantidad de producción de violaceína midiendo la absorbancia a 595 nm utilizando un espectrofotómetro de placas apropiado (Tabla de materiales). La inhibición del pigmento de violaceína es proporcional a lecturas de absorbancia más bajas.
  2. Cuantifique la producción de violaceína utilizando un control negativo (control no tratado) como referencia para la producción de violaceína al 100% (Tabla 1). Primero, reste el valor de absorbancia del blanco de cada réplica de tratamiento para obtener la absorbancia correspondiente únicamente al pigmento de violaceína (excluyendo la interferencia del caldo o el color del compuesto). Luego, calcule el porcentaje de producción de violaceína para cada tratamiento, utilizando la siguiente ecuación.
    % de producción de violaceína = (DO del compuesto bioactivo / DO del control no tratado) x 100
  3. Calcule los análisis estadísticos en tres réplicas. Los resultados se pueden enviar a ANOVA, seguidos de la prueba de Tukey utilizando el software GraphPad Prism 8.0. El valor de p <0,05 se consideró estadísticamente significativo.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Para los resultados que aquí se muestran, se utilizaron tres compuestos bioactivos previamente estudiados por nuestro grupode investigación 8, resveratrol, farnesol y linalool. Cada compuesto fue probado por su capacidad para inhibir la producción de violaceína en C. violaceum ATCC 12472, un fenotipo regulado por el sistema QS sobre el operón vioABCDE 23.

Los resultados validan la eficacia de nuestro protocolo para cuantificar l...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El primer método para extraer y caracterizar la violaceína de C. violaceum surgió en la década de 1990, centrándose en la identificación de fuentes de carbono adecuadas para la síntesis de pigmentos. En este proceso, la violaceína, junto con las células y el medio de cultivo, se secó, se resuspendió en etanol y luego se separó mediante extracción de sobrenadante. La violaceína, ahora disuelta en etanol, se secó posteriormente de nuevo, produciendo una forma pura y seca del pigme...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Queremos agradecer al Consejo Nacional de Desarrollo Científico (CNPQ) a través de las becas #403661/2023-4 y #444794/2024-7 y la beca #306685/2022-1, y a la Fundación de Apoyo a la Investigación de São Paulo (FAPESP) por las becas #2024/05158-6 y 2023/17090-4 y el apoyo financiero al Centro de Investigación Alimentaria (FoRC) #2013/07914-8.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
DMSO Sintetizador
FarnesolSigma-AldrichF20395%
LinaloolSigma-AldrichL260297%
Luria-Bertani MedioDifco244620
Película adhesiva ópticaTermo Fisher4311971Microamplificador
ResveratrolSigma-AldrichReferencia R5010≥ 99% (HPLC)
Lector multimodo Synergy HTXBiotek
Placas de cultivo de tejidos de 96 pocillosKasviK12-096

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mukherjee, S., Bassler, B. L. Bacterial quorum sensing in complex and dynamically changing environments. Nat Rev Microbiol. 17 (6), 371(2019).
  2. Lima, E. M. F., Winans, S. C., Pinto, U. M. Quorum sensing interference by phenolic compounds - A matter of bacterial misunderstanding. Heliyon. 9 (7), (2023).
  3. Papenfort, K., Bassler, B. L. Quorum sensing signal-response systems in Gram-negative bacteria. Nat Rev Microbiol. 14 (9), 576-588 (2016).
  4. Grandclément, C., Tannières, M., Moréra, S., Dessaux, Y., Faure, D. Quorum quenching: role in nature and applied developments. FEMS Microbiol Rev. 40 (1), 86-116 (2016).
  5. Lima, E. M. F., de Almeida, F. A., Sircili, M. P., Bueris, V., Pinto, U. M. N-acetylcysteine (NAC) attenuates quorum sensing regulated phenotypes in Pseudomonas aeruginosa PAO1. Heliyon. 9 (3), (2023).
  6. Allen, R. C., Popat, R., Diggle, S. P., Brown, S. P. Targeting virulence: can we make evolution-proof drugs. Nat Rev Microbiol. 12 (4), 300-308 (2014).
  7. Kalia, V. C., Patel, S. K. S., Kang, Y. C., Lee, J. K. Quorum sensing inhibitors as antipathogens: biotechnological applications. Biotechnol Adv. 37 (1), 68-90 (2019).
  8. Santos, C. A., Lima, E. M. F., Franco, B. D. G. deM., Pinto, U. M. Exploring phenolic compounds as quorum sensing inhibitors in foodborne bacteria. Front Microbiol. 12, 735931(2021).
  9. Ahmed, S. A. K. S., et al. Natural quorum sensing inhibitors effectively downregulate gene expression of Pseudomonas aeruginosa virulence factors. Appl Microbiol Biotechnol. 103 (8), 3521-3535 (2019).
  10. Yang, Q., Defoirdt, T. Weak selection for resistance to quorum sensing inhibition during multiple host infection cycles. ISME J. 18 (1), 251(2024).
  11. Defoirdt, T. Specific antivirulence activity, A new concept for reliable screening of virulence inhibitors. Trends Biotechnol. 34 (7), (2016).
  12. Defoirdt, T. Quorum-sensing systems as targets for antivirulence therapy. Trends Microbiol. 26 (4), 313-328 (2018).
  13. Mahendrarajan, V., Easwaran, N. Quorum quenching effects of linoleic and stearic acids on outer membrane vesicle-mediated virulence in Chromobacterium violaceum. Biofouling. , 1-11 (2024).
  14. Durán, N., et al. Advances in Chromobacterium violaceum and properties of violacein-Its main secondary metabolite: A review. Biotechnol Adv. 34 (5), 1030-1045 (2016).
  15. Nazir, N., et al. Characterization of phenolic compounds in two novel lines of Pisum sativum L. along with their in vitro antioxidant potential. Env Sci Pollut Res Int. 27 (7), 7639(2020).
  16. Majdura, J., Jankiewicz, U., Gałązka, A., Orzechowski, S. The role of quorum sensing molecules in bacterial-plant interactions. Metabolites. 13 (1), (2023).
  17. Çevikbaş, H., Ulusoy, S., Kaya Kinaytürk,, N, Exploring rose absolute and phenylethyl alcohol as novel quorum sensing inhibitors in Pseudomonas aeruginosa and Chromobacterium violaceum. Sci Rep. 14 (1), 15666(2024).
  18. Choi, S. Y., Lim, S., Yoon, K. H., Lee, J. I., Mitchell, R. J. Biotechnological activities and applications of bacterial pigments violacein and prodigiosin. J Biol Eng. 15 (1), (2021).
  19. Moradi, F., Hadi, N., Bazargani, A. Evaluation of quorum-sensing inhibitory effects of extracts of three traditional medicine plants with known antibacterial properties. New Microb New Infect. 38 (100769), 100769(2020).
  20. Wiegand, I., Hilpert, K., Hancock, R. E. Agar and broth dilution methods to determine the minimal inhibitory concentration (MIC) of antimicrobial substances. Nat Protoc. 3 (2), 163-175 (2008).
  21. Scardino, A., et al. Cinnamaldehyde effectively disrupts Desulfovibrio vulgaris biofilms: potential implication to mitigate microbiologically influenced corrosion. Appl Env Microbiol. 91 (5), (2025).
  22. Summer, K., Browne, J., Hollanders, M., Benkendorff, K. Out of control: The need for standardised solvent approaches and data reporting in antibiofilm assays incorporating dimethyl-sulfoxide (DMSO). Biofilm. 4, 100081(2022).
  23. Ravichandran, V., et al. Virtual screening and biomolecular interactions of CviR-based quorum sensing inhibitors against Chromobacterium violaceum. Front Cell Infect Microbiol. 8, (2018).
  24. Lima, E. M. F., de Almeida, F. A., Pinto, U. M. Exploring the antivirulence potential of phenolic compounds to inhibit quorum sensing in Pseudomonas aeruginosa. World J Microbiol Biotechnol. 41 (2), (2025).
  25. Blosser, R. S., Gray, K. M. Extraction of violacein from Chromobacterium violaceum provides a new quantitative bioassay for N-acyl homoserine lactone autoinducers. J Microbiol Methods. 40 (1), 47-55 (2000).
  26. Zhu, H., He, C. C., Chu, Q. H. Inhibition of quorum sensing in Chromobacterium violaceum by pigments extracted from Auricularia auricular. Lett Appl Microbiol. 52 (3), 269-274 (2011).
  27. Durán, N., Antonio, R. V., Haun, M., Pilli, R. A. Biosynthesis of a trypanocide by Chromobacterium violaceum. World J Microbiol Biotechnol. 10 (6), 686(1994).
  28. Rettori, D., Production Durán, N. extraction and purification of violacein: an antibiotic pigment produced by Chromobacterium violaceum. World J Microbiol Biotechnol. 14 (5), 685(1998).
  29. Cheng, K. -C., Hsiao, H. -C., Hou, Y. -C., Hsieh, C. -W., Hsu, H. -Y., Chen, H. -Y., Lin, S. -P. Improvement in violacein production by utilizing formic acid to induce quorum sensing in Chromobacterium violaceum. Antiox. 11 (5), 849(2022).
  30. Defoirdt, T., Brackman, G., Coenye, T. Quorum sensing inhibitors: how strong is the evidence. Trends Microbiol. 21 (12), 619-624 (2013).
  31. Alyousef, A. A., et al. Myrtus communis and its bioactive phytoconstituent, linalool, interferes with Quorum sensing regulated virulence functions and biofilm of uropathogenic bacteria: In vitro and in silico insights. J King Saud Univ Sci. 33 (7), 101588(2021).
  32. Kanekar, S., Devasya, R. P. Growth-phase specific regulation of cviI/R based quorum sensing associated virulence factors in Chromobacterium violaceum by linalool, a monoterpenoid. World J Microbiol Biotechnol. 38 (2), (2022).
  33. Dias, J. P., Domingues, F. C., Ferreira, S. Linalool reduces virulence and tolerance to adverse conditions of listeria monocytogenes. Antibiotics. 13 (6), 474(2024).
  34. Rodrigues, C. F., Černáková, L. Farnesol and tyrosol: Secondary metabolites with a crucial quorum-sensing role in Candida biofilm development. Genes. 11 (4), (2020).
  35. Hacioglu, M., Yilmaz, F. N., Yetke, H. I., Haciosmanoglu-Aldogan, E. Synergistic effects of quorum-sensing molecules and antimicrobials against Candida albicans and Pseudomonas aeruginosa biofilms: in vitro and in vivo studies. J Antimicrob Chemother. 79 (11), 2828(2024).
  36. Bhattacharyya, S., Agrawal, A., Knabe, C. Sol-gel silica controlled release thin films for the inhibition of methicillin resistant Staphylococcus aureus. Biomater. 35, 509-517 (2014).
  37. Qu, Y., Zou, Y., Wang, G., Zhang, Y., Yu, Q. Disruption of communication: Recent advances in antibiofilm materials with anti-quorum sensing properties. ACS Appl Mater Interfaces. 16 (11), 13353-13383 (2024).
  38. Li, B., et al. Effects of Rhapontigenin as a Novel Quorum-Sensing Inhibitor on Exoenzymes and Biofilm Formation of Pectobacterium carotovorum subsp. carotovorum and Its Application in Vegetables. Molecules. 27 (24), (2022).
  39. Mattio, L. M., Catinella, G., Pinto, A., Dallavalle, S. Natural and nature-inspired stilbenoids as antiviral agents. Eur J Med Chem. 202 (112541), 112541(2020).
  40. Duarte, A., Alves, A. C., Ferreira, S., Silva, F., Domingues, F. C. Resveratrol inclusion complexes: Antibacterial and anti-biofilm activity against Campylobacter spp. and Arcobacter butzleri. Food Res Int. 77, 244-250 (2015).
  41. Martinelli, D., Grossmann, G., Séquin, U., Brandl, H., Bachofen, R. Effects of natural and chemically synthesized furanones on quorum sensing in Chromobacterium violaceum. BMC Microbiol. 4 (1), (2004).
  42. Tan, L. Y., Yin, W. F., Piper Chan, K. G. nigrum, Piper betle and Gnetum gnemon-natural food sources with anti-quorum sensing properties. Sensors. 13 (3), 3975-3985 (2013).
  43. Tan, L. Y., Yin, W. F., Chan, K. G. Silencing quorum sensing through extracts of Melicope lunu-ankenda. Sensors. 12 (4), 4339-4351 (2012).
  44. Oliveira, B. D., et al. Antioxidant, antimicrobial and anti-quorum sensing activities of Rubus rosaefolius phenolic extract. Ind Crops Prod. 84, 59-66 (2016).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este artículo de JoVE

Solicitar permiso

Etiquetas

Detecci n del qu rumcuantificaci n de la violace nainhibici n de la detecci n del qu rumdiluci n seriadaensayo en microplacadensidad pticaresistencia a los antibi ticosfactores de virulencia

Artículos relacionados