Artículo de método

Análisis conductual de la disfunción locomotora en Drosophila melanogaster como lectura de la neurotoxicidad

DOI:

10.3791/68517

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18 de julio de 2025

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1Center of Biotechnology of Azores (CBA), University of the Azores, 2Mesosystem Investigação & Investimentos by Spinpark

En este artículo

Resumen

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El protocolo presenta un método rentable y de alto rendimiento para evaluar la neurotoxicidad en la mosca de la fruta a través de la cuantificación de la disfunción locomotora como alternativa a los modelos tradicionales de mamíferos. Su objetivo es evaluar los efectos neurotóxicos de compuestos farmacéuticos, agentes ambientales o modificaciones genéticas utilizando un modelo sensible, reproducible y éticamente favorable.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo presenta un método rentable y de alto rendimiento para evaluar la neurotoxicidad en la mosca de la fruta (Drosophila melanogaster) mediante la cuantificación de la disfunción locomotora. Los modelos tradicionales de mamíferos, si bien son eficaces, requieren muchos recursos y están limitados desde el punto de vista ético, lo que pone de manifiesto la necesidad de modelos alternativos in vivo . El enfoque actual integra el ensayo de escalada clásico con una plataforma de monitoreo en tiempo real para capturar las deficiencias motoras en moscas individuales. Este sistema combinado mejora la sensibilidad, la automatización y la reproducibilidad, proporcionando una estrategia escalable para el cribado neurotoxicológico. Los pasos críticos del procedimiento incluyen condiciones de cría estandarizadas, anestesia y manejo cuidadosos para minimizar la mortalidad de las moscas o alteraciones del comportamiento, y una calibración adecuada del sistema. La alimentación basada en microcapilares permite la integración opcional de la cuantificación de la ingesta, complementando el análisis locomotor y permitiendo la evaluación de la ingesta de compuestos cuando sea necesario. El método admite el monitoreo del comportamiento en tiempo real y a largo plazo, reduce el sesgo del observador y permite la evaluación diaria del progreso sin interrumpir el experimento. Las pruebas de preferencia lumínica pueden incorporarse mediante mediciones directas. La plataforma proporciona ventajas significativas en la resolución del comportamiento, el rendimiento y la coherencia de los datos. Aunque carece de las capacidades de fluorescencia en tiempo real que se encuentran en algunos sistemas alternativos, sigue siendo muy eficaz para el cribado conductual a gran escala. Este protocolo es particularmente valioso para los laboratorios que buscan evaluar los efectos neurotóxicos de compuestos farmacéuticos, agentes ambientales o modificaciones genéticas utilizando un modelo in vivo sensible, reproducible y éticamente favorable.

Introducción

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La evaluación de la neurotoxicidad es fundamental para evaluar los posibles efectos adversos de los compuestos ambientales y farmacéuticos en el sistema nervioso en desarrollo1. Las pruebas tradicionales de neurotoxicidad se basan en modelos de mamíferos, como los roedores, que son caros, requieren mucho tiempo y están limitados éticamente2. En consecuencia, son necesarios modelos alternativos que permitan un cribado rápido y de alto rendimiento de los neurotóxicos3. Los estudios destacan que la mosca de la fruta se ha convertido en un poderoso organismo modelo para el estudio de la neurotoxicidad debido a su genética bien caracterizada, vías de neurodesarrollo conservadas y un ciclo de vida corto 4,5. Entre los criterios de valoración conductuales, la disfunción motora sirve como un biomarcador sensible y cuantificable del deterioro del desarrollo neurológico, lo que permite la detección temprana de efectos neurotóxicos que pueden correlacionarse con trastornos neurológicos humanos6.

Los ensayos locomotores en moscas proporcionan una medida cuantificable de la neurotoxicidad y permiten evaluar la relación dosis-respuesta, lo que los hace relevantes para la reducción del riesgo de neurotoxicidad humana7. El ensayo de geotaxis negativa (escalada) es un enfoque ampliamente utilizado en el que las moscas trepan instintivamente después de ser golpeadas hasta el fondo de un vial, lo que refleja su nivel de desarrollo motor, coordinación y equilibrio 8,9. Si bien este método es simple, rentable y útil para evaluar anormalidades locomotoras graves y alteraciones manifiestas, solo proporciona una evaluación unidimensional del movimiento y puede carecer de sensibilidad para detectar deficiencias motoras sutiles, alteraciones refinadas y monitoreo conductual a largo plazo de los síntomas inducidos por neurotóxicos8. Para hacer frente a estas limitaciones, se han desarrollado tecnologías de seguimiento de movimiento más avanzadas, como el sistema Ethoscope10. Este sistema de grabación automatizado es un dispositivo de seguimiento de video de alto rendimiento diseñado específicamente para analizar el comportamiento de las moscas con alta precisión y reproducibilidad11. A diferencia de los ensayos locomotores convencionales, este sistema proporciona un monitoreo continuo y en tiempo real del movimiento, capturando sutiles anormalidades de comportamiento que los ensayos de escalada tradicionales pueden pasar por alto 11,12,13. La tecnología cuenta con seguimiento de video automatizado utilizando un sistema de cámara iluminado por infrarrojos que registra continuamente los movimientos de las moscas a alta resolución, eliminando el sesgo del observador y mejorando la reproducibilidad experimental13. Además, detecta micromovimientos, diferenciando la marcha, el reposo y los movimientos finos como el acicalamiento, la alimentación o los espasmos, proporcionando un análisis más detallado del comportamiento motor13. Es posible la monitorización conductual a largo plazo, lo que permite un seguimiento continuo durante períodos prolongados, lo que la hace ideal para evaluar los efectos neurotóxicos progresivos10. La escalabilidad y la capacidad de alto rendimiento del sistema de grabación de vídeo permiten el seguimiento paralelo de múltiples moscas, lo que facilita el cribado de múltiples compuestos neurotóxicos y enfermedades genéticas simultáneamente10. Además, el sistema integra software de código abierto, lo que permite a los investigadores personalizar las líneas de análisis en función de las necesidades experimentales, incluidos los ciclos de sueño-vigilia, los ritmos circadianos y las métricas locomotoras detalladas10,14. Los avances recientes, como la integración de Ethoscopy, un marco basado en Python, han mejorado el análisis de datos, mejorando la accesibilidad y la reproducibilidad en los estudios del comportamiento14. Este marco permite a los investigadores realizar análisis de locomoción más complejos al tiempo que reduce las barreras para los usuarios no expertos. El laboratorio de etoscopio, un entorno basado en Jupyter, facilita aún más el procesamiento de datos sin interrupciones, promoviendo la investigación colaborativa y garantizando la reproducibilidad experimental14.

Al aprovechar la plataforma de seguimiento de video de alto rendimiento junto con los ensayos de escalada tradicionales, este estudio proporciona una evaluación completa y sensible de la disfunción motora después de la exposición a neurotóxicos del desarrollo. La capacidad de analizar defectos locomotores a escala fina lo convierte en una poderosa herramienta para detectar compuestos que interrumpen el desarrollo neuronal y la coordinación motora. El uso de moscas de la fruta para el cribado de neurotoxicidad ofrece varias ventajas, entre ellas la rentabilidad y la capacidad de alto rendimiento, en comparación con los modelos de vertebrados, en los que los cribados a gran escala suelen ser limitados debido a las limitaciones de coste15. El modelo de mosca permite manipulaciones genéticas rápidas para imitar estados de enfermedad e identificar vías moleculares afectadas por neurotoxinas16. Si bien son más simples que los sistemas nerviosos de los mamíferos, las moscas conservan vías conservadas clave involucradas en el desarrollo neuronal y el control motor17. Los métodos de seguimiento de alta resolución, como el sistema de grabación de vídeo en tiempo real, mejoran la precisión y la reproducibilidad de los datos, lo que permite la detección temprana de los déficits motores causados por la exposición a tóxicos11.

La integración de la tecnología de seguimiento y los ensayos de escalada tradicionales permitió un monitoreo continuo del comportamiento de alta resolución, proporcionando un método robusto y escalable para detectar discapacidades locomotoras sutiles inducidas por la exposición a neurotóxicos. La combinación de herramientas genéticas, un ciclo de vida corto y un análisis de comportamiento avanzado posiciona a la mosca de la fruta como una poderosa alternativa a los modelos de vertebrados para la detección de neurotoxicidad, lo que en última instancia contribuye al desarrollo de fármacos más seguros y a una mejor evaluación de riesgos ambientales.

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Protocolo

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A modo de ejemplo, este protocolo se utilizó para evaluar el potencial neurotóxico de la fracción de veneno de Physalis physalis . El grupo de control solo recibió el tampón fisiológico y la solución de sacarosa sin el compuesto de ensayo. Todos los experimentos se realizaron con la cepa W118 . No se requiere autorización ética para los experimentos con Drosophila, ya que no están cubiertos por las regulaciones de cuidado animal.

1. Reactivos y preparación de muestras

  1. Prepare un tampón biológico como PBS (10 mM, pH 7,0) o HEPES (10 mM, pH 7,0), en función de los requisitos del ensayo específico, y una solución madre de sacarosa 10 M. Calcule el volumen de la muestra en función del número de réplicas y la duración del experimento.
  2. Diluir la muestra hasta la concentración deseada utilizando un tampón biológico, suplementado con solución de sacarosa hasta una concentración final de 1 M. Si la muestra es transparente, puede agregar un colorante alimentario adecuado (por ejemplo, 0,1 mg/ml de colorante azul o rojo) para evaluar visualmente el comportamiento alimentario. En el presente estudio, la fracción de veneno de Physalia physalis se diluyó utilizando PBS hasta una concentración final de 10 μg/μL y se complementó con solución de sacarosa y colorante alimentario.
  3. Prepare una solución de control negativo que contenga solo el tampón y complemente la solución con sacarosa hasta una concentración final de 1 M y colorante alimentario. En el presente estudio, se utilizó PBS suplementado con sacarosa y colorante alimentario como solución de control negativo.
  4. Para los medios de comunicación contra la mosca de la fruta, siga el protocolo proporcionado en18.

2. Mantenimiento del material biológico

  1. Transfiera las moscas adultas sanas y sexualmente maduras a una botella que contenga un medio alimenticio recién preparado. Para continuar, golpee las moscas hasta el fondo de la botella, ábrala y transfiéralas por inversión de la botella a una nueva botella que contenga medio para moscas. Coloque el frasco en una incubadora a 25 °C con un ciclo de luz/oscuridad de 12 h y 50% de humedad. Deje que las moscas pongan huevos durante la noche (aproximadamente 16-22 h) para recolectar suficientes huevos sincronizados.
  2. Después de la puesta de huevos, use una botella nueva que contenga un 70% de etanol para desechar las moscas adultas. Esto evita la puesta adicional de huevos y asegura la sincronización en la edad, que es crucial para obtener una cohorte de adultos con una variación de edad mínima.
  3. Para favorecer un desarrollo uniforme, mantenga las botellas en las mismas condiciones controladas (25 °C, ciclo de luz/oscuridad de 12 h, 50% de humedad). Los adultos comienzan a emerger alrededor del día 9 o 10. El seguimiento del progreso del desarrollo puede ayudar a anticipar el momento de la aparición de los adultos.
  4. Mantener las moscas recolectadas en las mismas condiciones controladas hasta que alcancen la edad deseada para el ensayo. Utilícelos dentro de las 24-48 h posteriores a la emergencia. Este proceso de envejecimiento controlado garantiza la minimización de la variabilidad y la mejora de la fiabilidad de los resultados experimentales.

3. Ensayo de geotaxis negativa

NOTA: En la Figura Suplementaria 1 se presenta una representación esquemática del ensayo de geotaxis negativo.

  1. El día del experimento, transfiera suavemente las moscas a una botella vacía.
  2. Las moscas necesitan ser anestesiadas brevemente en el hielo antes de la transferencia para minimizar el movimiento y el estrés de manipulación. Para ello, coloque la botella que contiene las moscas dentro de una caja de hielo, cubriendo toda la botella.
  3. Después de 1 minuto, golpee suavemente el frasco para verificar que todas las moscas estén anestesiadas. Manténgalos en hielo durante 1 minuto más para asegurar una anestesia completa sin inducir estrés ni afectar su capacidad de escalada.
    NOTA: Tenga en cuenta que ciertos anestésicos, como el CO2, pueden afectar los comportamientos posteriores, incluido el deterioro del comportamiento de escalada, y afectar los resultados del ensayo de geotaxis negativo.
  4. Mientras las moscas están anestesiadas, prepare un recipiente más pequeño lleno de hielo y coloque una placa de Petri o una superficie plana y limpia sobre el hielo para crear una plataforma fría. Esta configuración ayuda a mantener la anestesia durante la clasificación y minimiza el movimiento de la mosca tras la recuperación.
  5. Evalúe la anestesia confirmando la inmovilización completa de las moscas después de 2 min en hielo. Una vez que esté completamente anestesiado, transfiera suavemente las moscas invirtiendo el tubo sobre una placa de Petri fría y golpeándolas suavemente para liberarlas. La superficie fría ayudará a mantener las moscas inmovilizadas durante la manipulación.
  6. Usando un pincel fino y bajo un microscopio estereoscópico (con aumentos de 10x y 20x, si está disponible), separe suavemente las moscas macho y hembra en función de las características distintivas, como el tamaño y los patrones de pigmentación. Los machos son generalmente más pequeños con bandas negras anchas, mientras que las hembras son más grandes con abdómenes más ligeros y alargados. Realice este paso lo más rápido posible para minimizar el efecto de la anestesia en las moscas.
    NOTA: Si la diferenciación por sexo no es necesaria para el experimento, omita el paso de segregación. Minimice el tiempo de exposición y manipule las moscas con cuidado para reducir el estrés y las posibles alteraciones de comportamiento.
  7. Transfiera con cuidado las moscas clasificadas a viales vacíos con la asignación adecuada. Permita que se recuperen de la anestesia durante aproximadamente 30 minutos en un entorno controlado (25 °C, ciclo de luz/oscuridad de 12 h/12 h, 50% de humedad) antes de continuar con el ensayo.
  8. Para la preparación de la alimentación microcapilar, utilice una pipeta para cargar manualmente 10 μL de la solución de prueba en cada tubo microcapilar. Asegúrese de que el volumen sea consistente en todas las muestras para estandarizar las condiciones de alimentación.
  9. Con una pipeta, agregue 3-5 μL de aceite mineral en el extremo abierto del microcapilar. Esto evita que la muestra se evapore y se filtre durante el experimento.
  10. Inserte los microcapilares precargados a través de los orificios de los tapones de los viales de algodón, asegurándose de que estén colocados de forma segura. Si es necesario, utilice las puntas previamente cortadas para que el algodón quede bien ajustado sin obstruir el flujo de aire.
  11. Coloque los viales que contienen las moscas en una incubadora ajustada a 25 °C con un ciclo de luz/oscuridad de 12 h/12 h. Déjelos durante el experimento y reemplace manualmente los microcapilares con alimentos recién preparados diariamente para garantizar una exposición constante. El período de exposición depende de la toxicidad y la naturaleza de la muestra y, por lo general, se extiende entre 2 y 7 días.
  12. A intervalos de 12 h, transfiera las moscas a un vial limpio y vacío para evaluar la actividad locomotora.
  13. Mida y marque una línea a 7 cm del fondo del vial con un rotulador permanente. Esta altura servirá como objetivo de escalada.
  14. Coloque una cámara o un teléfono en un lugar estable para registrar el comportamiento de escalada. Asegure una iluminación adecuada y un fondo transparente para el análisis. Confirme que la configuración experimental es compatible con el campo de visión de la cámara.
  15. Golpee suavemente el frasco para llevar las moscas al fondo, luego comience a grabar de inmediato. Evite la fuerza excesiva que pueda herir o desorientar a las moscas.
  16. Revise las grabaciones y mida el tiempo que tarda cada mosca en llegar a la línea de 7 cm marcada. Establezca un límite de tiempo máximo (por ejemplo, 30 s); Asigne este tiempo a cualquier mosca que no logre alcanzar la línea.
  17. Preste mucha atención a cualquier comportamiento anormal, como movimientos descoordinados, retraso en el inicio de la escalada o patrones de escalada irregulares. Estos signos pueden indicar los efectos neurotóxicos del compuesto analizado.
    NOTA: Para obtener instrucciones detalladas sobre la preparación del alimentador, consulte el protocolo de ensayo del alimentador capilar (CAFE)19. Este método proporciona pautas precisas para preparar fuentes de alimento líquido para moscas de la fruta, asegurando una cuantificación precisa de la ingesta de alimentos y minimizando la variabilidad en los experimentos de alimentación.

4. Ensayos de monitorización en tiempo real

NOTA: Para la configuración, incluida la representación esquemática de los componentes del sistema de seguimiento y el protocolo de calibración, siga las publicaciones anteriores11,12. En la Figura 2 se presenta una visión general de los experimentos.

  1. Ensayo de locomoción en tiempo real (ensayo de seguimiento)
    1. Repita los pasos 3.8-3.9 para preparar los microcapilares de alimentación con la muestra y el sello de aceite mineral.
    2. Prepare cámaras de locomoción individuales con pajitas de plástico transparente, cada una de aproximadamente 6 cm de largo. Estas pajitas sirven como recintos rentables y transparentes adecuados para las grabaciones. Los tubos deben ser compatibles con el sleep arena11, que tiene capacidad para 20 tubos para estudios de comportamiento de alto rendimiento.
    3. Selle un extremo de cada pajita con una película transparente, asegurando un cierre hermético. Cerca del extremo sellado, cree un pequeño orificio para acomodar la inserción del microcapilar de alimentación. Asegúrese de que el orificio sea lo suficientemente grande como para sujetar de forma segura el microcapilar sin causar fugas ni movimientos durante el ensayo.
    4. Repita los pasos 3.1-3.6 para anestesiar, opcionalmente separar, y coloque suavemente una mosca anestesiada en cada tubo con un pincel fino. Selle el extremo abierto de cada tubo con una película transparente o un tapón de algodón, asegurando el flujo de aire y la contención de moscas.
    5. Coloque los tubos ensamblados en la arena, asegurándose de que cada microcapilar permanezca accesible al exterior para el reemplazo diario. Inserte un microcapilar precargado en cada tubo. Deje que las moscas se recuperen y se aclimaten durante aproximadamente 30 minutos antes de comenzar el ensayo.
    6. Coloque el dispositivo en una cámara con condiciones ambientales controladas (por ejemplo, 25 °C, ciclo de luz/oscuridad de 12 h/12 h, 50% de humedad). Conecte el dispositivo a la red o al sistema de seguimiento local.
    7. Accede a la plataforma y localiza el dispositivo asignado al experimento. Asegúrese de que el sistema rastree con precisión cada mosca, según lo indicado por los marcadores. Introduzca todos los metadatos experimentales relevantes y comience a registrar el ensayo. Para el análisis de datos avanzado, utilice el marco rethomics, un paquete de R diseñado para el análisis de datos de comportamiento de alto rendimiento11,12.
    8. Reemplace los alimentos en los microcapilares diariamente con soluciones recién preparadas. Inspeccione visualmente cada mosca diariamente para garantizar la supervivencia y el comportamiento adecuado durante todo el período experimental que generalmente se extiende entre 3 y 5 días.
  2. Evaluación del ritmo circadiano
    1. Para investigar el ritmo circadiano de las moscas y sus posibles alteraciones, asegúrese de que el experimento comience sincronizado con un ciclo de luz/oscuridad definido. Mantener un fotoperiodo de 12 h claro/12 h oscuro durante toda la fase de registro para evitar interrupciones de los ritmos endógenos. Una vez establecidas las condiciones, repita los pasos 4.1.1 a 4.1.8, asegurándose de que todos los procedimientos se realicen de forma coherente en las fases de luz/oscuridad.
  3. Evaluación del comportamiento de preferencia por la luz/oscuridad
    1. Repita los pasos 3.1-3.11 para preparar moscas y alimentar microcapilares.
    2. Una vez que los viales de alimentación estén preparados, colóquelos en la incubadora para permitir que las moscas se alimenten de la muestra de prueba durante 2 h (u otro período determinado por los datos de actividad locomotora anteriores).
    3. Para evaluar el comportamiento de preferencia por la luz, prepare cámaras de locomoción individuales que cubran el 50% de cada tubo con papel de aluminio para crear un área oscura definida. Garantice una cobertura uniforme en todos los tubos para permitir una comparación estandarizada.
    4. Repita los pasos 4.1.2-4.1.4 para transferir las moscas individualmente a las cámaras de locomoción, omitiendo la inserción de microcapilares.
    5. Coloque los tubos preparados en la arena y deje que las moscas se aclimaten durante aproximadamente 30 minutos.
    6. Repita los pasos 4.1.6-4.1.7 y registre el comportamiento de las moscas durante 60 minutos. Los tubos en los que se registra un movimiento reducido pueden indicar una preferencia oscura, ya que el sistema de seguimiento no detecta las moscas ubicadas en la región cubierta de papel de aluminio para señalar la obstrucción.

5. Análisis de datos

  1. Prepare la plantilla de metadatos incluyendo toda la información necesaria, como la identificación, el tratamiento, los detalles del compuesto, la duración del ensayo y otras variables relevantes. En la Tabla complementaria 1 se incluye un ejemplo de plantilla y la canalización de procesamiento de datos correspondiente.
  2. Guarde el archivo de metadatos completado en formato CSV. Para garantizar la compatibilidad, abra el archivo CSV en un editor de texto para comprobar que no contiene caracteres innecesarios ni problemas de formato. Elimine los caracteres superfluos si están presentes.
  3. Antes de continuar con el análisis de datos, cree una copia de seguridad de los datos. Abra una terminal y ejecute el siguiente comando: sudo python backup_tool.py. Este paso protege los datos contra posibles pérdidas o daños durante el análisis.
  4. Identifique y anote la ubicación de los archivos de datos correspondientes al experimento. Asegúrese de que estos archivos sean accesibles para su análisis.
  5. Analice los datos con Rethomics. Abra RStudio y cargue los paquetes de Rethomics necesarios para el análisis de datos de comportamiento. Las instrucciones detalladas y los tutoriales están disponibles en el sitio web de Rethomics: https://rethomics.github.io/scopr.html

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Resultados

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A modo de ejemplo, este protocolo se utilizó para evaluar el potencial neurotóxico de la fracción de veneno de Physalis physalis . El grupo tratado consistió en moscas alimentadas con un tampón fisiológico suplementado con solución de sacarosa (hasta una concentración final de 1 M) y la fracción de veneno de prueba. El grupo de control solo recibió el tampón fisiológico y la solución de sacarosa sin el compuesto de ensayo. Todos los experimentos se realizaron con la cepa W118 .

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Discusión

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Principalmente, el establecimiento de una dosis no letal (subletal) es un paso inicial crítico para llevar a cabo los experimentos de neurotoxicidad. Esto asegura que las moscas permanezcan viables durante todo el estudio, lo que permite observar los efectos conductuales y locomotores sin el factor de confusión de la mortalidad. En nuestro estudio, se determinó que la dosis subletal de la fracción de veneno de Physalia physalis fue de 10 μg/μL. Para garantizar resultados sólidos...

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Divulgaciones

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La autora Zuzanna Tomkielska fue empleada de Mesosystem S.A., y la autora Ana Casas también está afiliada a Mesosystem S.A. El resto de los autores declaran que la investigación se llevó a cabo en ausencia de relaciones comerciales o financieras que pudieran interpretarse como un potencial conflicto de intereses.

Agradecimientos

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Esta investigación fue financiada por el proyecto MOD de las Subvenciones de la AEMA. PN. FRM.059.PT.V03 – Physalia physalis: una fuente innovadora y no explotada de productos cosméticos de alto valor añadido; por el "Pacto da Bioeconomía Azul" (Proyecto Nº C644915664-00000026) dentro del WP5 – Algae Vertical, financiado por el Fondo Europeo Next Generation EU y el Plan de Recuperación y Resiliencia (PRR) de Portugal); y por la Fundação para a Ciência e a Tecnologia (FCT) a través del CBA (UIDB/05292/2020 y UIDP/05292/2020).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Papel de aluminio --
Tinte azul   RAYNER-Rayners tinte azul 28ml
Módulo de cámara 2 NoIRFrambuesa Pi 096-4062Suministrado en Mauser.pt
Mecha de algodónSigma-AldrichBR28205
Frascos de caldo de DrosophilaVWRVWRI734-1249Mosca de botella redonda 60Z
Frascos de DrosophilaVWRWRI734-2255
Placa de Petri de vidrioSigma-AldrichBR455701
Micro hematocrito capilarSigma-AldrichBR749321
Tarjeta MicroSD--El productor recomienda usar una tarjeta SD con al menos 32 GB de almacenamiento para las instalaciones del sistema operativo Raspberry Pi
Fuente de alimentación micro-USBFrambuesa Pi 096-4585Suministrado en Mauser.pt
Aceite mineral BIO-RAD#1632129
Pincel--
Fosfato tamponado con salina (PBS)componentes procedentes de diversas empresas-Tampón utilizado para preparar alimentos para el grupo de control y utilizado para la dilución de muestras; 10 mM pH 7
Tapones para viales y frascos de DrosophilaVWRVWRI734-2875
Tapones para viales y frascos de DrosophilaVWRVWRI734-2673
Película de selladoSigma-AldrichHS234526C
Ordenador de placa única  (3 Modelo B)Frambuesa Pi 096-5700Suministrado en Mauser.pt
SucroseSigma-AldrichS9378
Pajita de plástico transparente--Cualquiera que sea compatible con el campo del sueño etoscópico (6,5 cm x 0,5 cm)

Referencias

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Neurotoxicidad en Drosophilaensayo de escaladacribado conductualmonitorizaci n en tiempo realgeotaxis negativaalimentaci n por microcapilardeterioro motorseguimiento de la actividadpreferencia lum nica

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