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Artículo de método

Examen de las características anatómicas de las células ganglionares de la retina bajo excitotoxicidad inducida por ácido N-metil-D-aspártico (NMDA)

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DOI:

10.3791/68537

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19 de septiembre de 2025

 ,  , 
1Ruiz Department of Ophthalmology and Visual Science, McGovern Medical School, University of Texas Health Science Center at Houston (UTHealth)

En este artículo

Resumen

Aquí, describimos el uso de un método de marcado de fosfatasa alcalina (AP) dirigido genéticamente para investigar las características anatómicas y los fenotipos de las retinas de ratón bajo excitotoxicidad inducida por NMDA. Junto con varias líneas reporteras específicas del subtipo de células ganglionares de la retina (RGC), descubrimos nuevos fenotipos en RGC moribundas a lo largo del proceso degenerativo.

Resumen

Las células ganglionares de la retina (RGC) son las neuronas de salida de la retina, responsables de transmitir información visual al cerebro. En la retina madura del ratón, se han identificado más de 40 tipos de RGC en función de las características genómicas, morfológicas y funcionales. La degeneración de RGC es un sello distintivo de varias enfermedades debilitantes de la retina, como el glaucoma y la neuropatía óptica traumática. Obtener una visión más profunda de los mecanismos celulares y moleculares que subyacen a la degeneración, la supervivencia y la resiliencia de las RGC en diferentes condiciones de enfermedad es crucial para desarrollar intervenciones terapéuticas efectivas. Para investigar la degeneración de RGC, adoptamos una técnica simple pero poderosa previamente utilizada ampliamente en estudios de desarrollo de la retina para morfologías de RGC y proyección central. Aquí, aplicamos este método para evaluar los fenotipos anatómicos de las RGC bajo excitotoxicidad inducida por NMDA. Este enfoque permite la visualización de un gran número de RGC degenerativas a lo largo del tiempo, lo que nos permite mapear la secuencia de eventos degenerativos, identificar fenotipos distintivos de RGC moribundas y distinguir RGC que son resistentes al daño inducido por NMDA.

Introducción

La lesión cerebral traumática (TBI) es una lesión repentina que causa daño neuronal al cerebro. En las formas graves de LCT, como las causadas por accidentes automovilísticos o colisiones deportivas y lesiones por explosión debido a explosiones, las fuerzas mecánicas pueden alterar la arquitectura celular, lo que provoca inflamación, estrés oxidativo, excitotoxicidad y, finalmente, muerte neuronal 1,2.

La retina, la parte más accesible del sistema nervioso central (SNC), ha servido como sistema modelo de TCE para estudiar los mecanismos moleculares subyacentes a la excitotoxicidad y desarrollar estrategias para la intervención terapéutica 3,4,5. Los modelos de retina más pertinentes para los estudios de TBI son el modelo de aplastamiento del nervio óptico y la excitotoxicidad de las retinas inducida por el ácido N-metil-D-aspártico (NMDA). En el modelo de retina de excitotoxicidad inducida por NMDA, las células ganglionares de la retina (RGC) se identificaron como el tipo más susceptible de neuronas de la retina porque las RGC utilizan glutamato como un neurotransmisor excitador principal y varios tipos de receptores de glutamato, incluidos los receptores AMPA (AMPAR), los receptores KAPA (KAPAR) y los receptores NMDA, para desencadenar el potencial axonal6. Además de las RGC, otras células de la retina y circuitos neuronales también podrían verse afectados por el tratamiento con NMDA 7,8,9. La aplicación intravítrea de NMDA provoca una apertura prolongada del receptor NMDA, lo que conduce a una entrada excesiva de calcio en las células, lo que provoca una actividad neuronal sobreexcitatoria y una homeostasis desequilibrada del calcio 10,11,12,13.

El receptor NMDA es un complejo heteromérico compuesto por tres subunidades: GluN1, GluN2 y GluN3 14,15,16,17,18. GluN1, codificado por Grin1, contiene ocho isoformas en ratones debido al empalme alternativo de Grin1. Hay cuatro subunidades diferentes de GluN2 (a-d), que están codificadas por cuatro genes separados: Grin2a-2d. Hay dos subunidades diferentes de GluN3 (a y b), que están codificadas por Grin3a y 3b. Según los datos de scRNA-seq19,20, Grin1 se expresa en gran medida en la mayoría de los subtipos de RGC (Figura 1A), así como en algunos subtipos de células amacrinas (AC) con niveles de expresión débiles a moderados (Figura 1B). Grin2a está enriquecido en menos subtipos de RGC y AC, mientras que Grin2b se expresa moderadamente en la mayoría de los subtipos de RGC y muchos subtipos de AC (Figura 1A, B). Los niveles de expresión de Grin2c, Grin2d y Grin3b en RGC y AC son extremadamente bajos (Figura 1A, B). La expresión de Grin3a se puede ver en algunos subtipos de RGC y débilmente en algunos AC (Figura 1A, B). Además del papel de los receptores NMDA, la excitotoxicidad desencadenada por la entrada de calcio a través de AMPAR permeables al calcio se ha descrito en múltiples modelos de enfermedad21. La expresión de las subunidades del receptor NMDA puede proporcionar pistas sobre por qué la excitotoxicidad inducida por NMDA se dirige principalmente a las RGC y a las CA 9,10,14,22,23.

Los métodos convencionales para evaluar los fenotipos retinianos macroscópicos inducidos por NMDA incluyen la tinción con hematoxilina y eosina (H&E) para detectar anomalías histológicas, el ensayo TUNEL para la muerte celular y la tinción inmunofluorescente (IF) utilizando un biomarcador específico del tipo de célula 8,10,24,25,26 . A nivel celular, se han utilizado técnicas de imágenes confocales y relleno de colorantes para investigar la secuencia de eventos en RGC moribundas en el modelo de retina inducido por NMDA. Estos métodos han proporcionado información valiosa sobre los compartimentos subcelulares de las RGC moribundas y han permitido la identificación de los tipos de RGC resistentes que sobreviven bajo la agresión NMDA27,28.

Aquí, empleamos tinción de fosfatasa alcalina (AP) activada genéticamente para investigar las características anatómicas y los fenotipos de las neuronas de la retina de ratón bajo excitotoxicidad inducida por NMDA 29,30,31. La razón para seleccionar este método se debe a su simplicidad, rentabilidad y capacidad para obtener una visión general completa de las características anatómicas de los subtipos neuronales en toda la retina, lo que lo hace muy adecuado para evaluaciones macroscópicas y análisis comparativos a gran escala. Este enfoque proporciona información novedosa sobre cómo las neuronas retinianas distintas y marcadas genéticamente responden a NMDA tanto a nivel macroscópico como subcelular. Anticipamos que esta estrategia será ampliamente aplicable para evaluar los cambios morfológicos en varios modelos de enfermedades que afectan la arquitectura neuronal y la organización sináptica 4,26,32,33.

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Protocolo

Todos los procedimientos con animales siguieron la Política del Servicio de Salud Pública de EE. UU. sobre el cuidado humanitario y el uso de animales de laboratorio y fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Facultad de Medicina McGovern de la Universidad de Texas en Houston. Las composiciones de las soluciones se enumeran en la Tabla de materiales.

1. Inyección de tamoxifeno

  1. Mezclar 30 mg de tamoxifeno con 30 μL de etanol. En agua subhirviendo, caliente 1 ml de aceite de semilla de girasol y la mezcla de tamoxifeno y etanol.
  2. Después de que el tamoxifeno se haya disuelto en el etanol, agregue rápidamente 1 ml de aceite de semilla de girasol calentado a la solución de tamoxifeno. Mezclar bien pipeteando.
  3. Se utilizaron ratones de ambos sexos a varias edades entre 2 y 6 meses. Inyecte la solución de tamoxifeno a una dosis de 100 μg/g de peso corporal por vía intraperitoneal con una jeringa de insulina. Determine el número de inyecciones de tamoxifeno según la línea del ratón. En este protocolo, el tamoxifeno se administró una vez al día durante cuatro días consecutivos.
    NOTA: Dado que la solución de tamoxifeno se mezcla con aceite denso, es difícil de manipular con una jeringa que tenga una aguja desmontable. Por lo tanto, se prefiere una jeringa de insulina con una aguja adjunta para la inyección de tamoxifeno.
  4. Aloja al ratón en grupos de no más de 5 en jaulas ventiladas individualmente. hasta la inyección de NMDA.

2. Inyección de solución NMDA en los ojos del ratón

  1. Prepare 20 mM de solución NMDA en PBS estéril 1x. Lave el nanoinyector con una aguja de 35G conectada con etanol 100% 20x, luego lave con agua ultrapura estéril 20 veces más. Llene el nanoinyector con 1 μl de solución NMDA.
  2. Anestesiar al ratón mediante inyección intraperitoneal de una mezcla de ketamina/xilacina en una mezcla de solución de PBS 1X (80/10 mg por kg de peso corporal). Evaluar la inconsciencia mediante la respuesta de abstinencia refleja al pellizco de la cola y los dedos de los pies.
  3. Coloque el ratón anestesiado en un microscopio estereoscópico. Coloque el mouse con el ojo derecho hacia arriba y la nariz apuntando hacia el lado derecho. Aplique una gota de solución de clorhidrato de proparacaína al 0,5% en el globo ocular derecho para anestesia local.
  4. Use una aguja de inyección estéril de 30G para perforar el limbo en la posición de las 7 en punto, creando un pequeño agujero. Monitoree la ubicación y dirección de la aguja bajo el microscopio estereoscópico. Asegúrese de que el tamaño de la aguja de inyección sea ligeramente mayor que el de la aguja de nanoinyección para permitir una fácil inserción.
  5. Retire con cuidado la aguja de inyección del globo ocular y deséchela adecuadamente. Utilice el microscopio estereoscópico como guía, inserte la aguja de nanoinyección en el vítreo a través del limbo en un ángulo de 45°.
  6. Inyecte lentamente 1 μL de solución NMDA en el vítreo. Después de la inyección, mantenga la aguja de nanoinyección en el vítreo durante aproximadamente 10 s para evitar la salida de la solución inyectada.
  7. Retire con cuidado y lentamente la aguja de nanoinyección del ojo. Aplique ungüento oftálmico de eritromicina al 0,5% en la córnea del ojo inyectado.
  8. Coloque el ratón en una jaula sobre una almohadilla térmica. Controle al ratón cada 15 minutos hasta que se haya recuperado por completo de la anestesia. Aloja al ratón durante una o dos semanas hasta la recolección de tejido.

3. Recolección de tejido y tinción de fosfatasa alcalina (AP)

  1. Eutanasia al ratón con asfixia por CO2, seguida de luxación cervical. Corte con cuidado los músculos que se conectan al globo ocular y al nervio óptico con unas tijeras Vanna.
  2. Luego, el globo ocular se recogió con fórceps y se transfirió a tubos separados etiquetados de 2.0 ml.
  3. Fije los globos oculares en formalina tamponada neutra al 10% durante 10 minutos a temperatura ambiente. Monte las retinas en un filtro de membrana de nitrato de celulosa como se describe a continuación.
    1. Transfiera los globos oculares a placas de Petri de 10 cm que contengan 1x PBS. Sostenga cualquier tejido muscular adherido al globo ocular con fórceps. Cree un agujero en el limbo con una aguja de inyección de 30G. Inserte la punta de las tijeras Vanna en el orificio y corte alrededor de la ora serrata. Retire el cristalino del ocular con fórceps.
    2. Haga 3-4 cortes en el ocular y use fórceps para sostener el EPR y retire suavemente el EPR de la retina.
    3. Corta un pequeño trozo de filtro de membrana de nitrato de celulosa y sumérgelo en 1x PBS. Coloque la retina aislada en el filtro. Empuje suavemente un área periférica de la retina con la punta de un pincel fino para unir el borde de la retina al filtro.
    4. Sostenga el borde del filtro y sáquelo lentamente del PBS 1x, asegurándose de que la retina permanezca adherida y se aplane sobre el filtro. Coloque la retina / filtro sobre una toalla de papel durante 1 minuto para ayudar a asegurar la retina adherida al filtro.
    5. Transfiera la retina/filtro de nuevo a una placa de Petri con 1x PBS. Retire con cuidado cualquier residuo, cabello y vítreo de la retina con fórceps y / o un pincel fino, tanto como sea posible. Para distinguir las retinas inyectadas y no inyectadas, recorte los filtros en diferentes formas.
  4. Transfiera la retina / filtro nuevamente a una placa de Petri. Fije la retina en formalina tamponada neutra al 10% durante 5 min a temperatura ambiente con agitación suave.
  5. Preparar un baño de agua a 65 °C. Precaliente 30 ml de 1x PBS en un vaso de precipitados de vidrio de 50 ml. Transfiera la retina/filtros directamente al PBS 1x precalentado. Incubar las retinas a 65°C durante 30 min.
    NOTA: El tratamiento térmico inactiva la actividad AP endógena, lo que provoca tinción de fondo en la retina. Es crucial tratar la retina en la solución caliente para eliminar eficazmente este fondo.
  6. Después del tratamiento térmico, transfiera las retinas a una placa de Petri de 30 mm que contenga tampón AP (100 mM Tris, pH 9,5, 100 mM NaCl, 50 mM MgCl2).
  7. Incube las retinas en el tampón AP a temperatura ambiente durante 5 min con agitación suave.
    NOTA: Este paso cambia el tampón en la retina de 1x PBS a tampón AP, evitando la precipitación química durante el desarrollo del color.
  8. Reemplace el tampón AP con una solución de tinción (30 μl de 10 mg/ml de BCIP y 60 μl de 10 mg/ml de NBP en 10 ml de tampón AP).
  9. Coloque la placa de Petri en una caja que excluya la luz. Desarrolle la reacción AP a temperatura ambiente durante 1 a 2 días con agitación suave hasta que la intensidad de la tinción AP sea satisfactoria para la obtención de imágenes.
  10. Detenga la reacción lavando las retinas con 1x PBS durante 5 min, 2x, a temperatura ambiente con agitación suave.
  11. Postfije las retinas con formalina tamponada neutra al 10% durante 10 min a temperatura ambiente con agitación suave.
  12. Lave las retinas con 1x PBS durante 5 min, 3x, a temperatura ambiente con agitación suave. Deshidrate las retinas incubándolas en etanol al 30%, seguido de etanol al 50% durante 30 min cada una a temperatura ambiente con agitación suave.
  13. Usa un pincel fino para quitar suavemente las retinas del papel de filtro. Deshidratar las retinas sin filtro en etanol al 70% durante 30 min, seguido de dos incubaciones de 30 min en etanol al 100% a temperatura ambiente con agitación suave.
  14. Limpie las retinas en una placa de Petri de vidrio con una solución de limpieza de benzato de bencilo / alcohol bencílico (2: 1, v / v) durante 30 min a 2 h a temperatura ambiente con agitación suave.
    NOTA: Este procedimiento de aclarado no debe realizarse durante la noche, ya que la incubación prolongada a menudo puede provocar la pérdida de la tinción AP. La solución de limpieza puede derretir el plástico, por lo que el procedimiento debe realizarse en un recipiente de vidrio.
  15. Para montar las retinas en un portaobjetos de vidrio, aplique cinta adhesiva de doble cara al portaobjetos para crear una plataforma para el cubreobjetos y la retina. Coloque las retinas en el portaobjetos, llene el espacio con una solución aclarante, aplique el cubreobjetos y selle el portaobjetos con esmalte de uñas para asegurar la retina y el cubreobjetos.
  16. Obtén imágenes de las retinas teñidas con AP con un microscopio Zeiss Apotome.

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Resultados

La aplicación de NMDA en el vítreo induce la muerte de RGC, que se ha detectado convencionalmente mediante tinción histológica o tinción de inmunofluorescencia (IF) con marcadores RGC. En nuestro entorno experimental, mediante el uso de la estrategia IF convencional con un marcador pan-RGC RBPMS, confirmamos que el número de RGC disminuyó en aproximadamente un 65%, 1 semana después de la inyección de NMDA (Figura 2E-G). Estudios anteriores han descubierto que las RGC que exp...

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Discusión

En este estudio, utilizamos un sistema de etiquetado AP disperso dirigido genéticamente junto con una serie de líneas de ratones manipuladas genéticamente para examinar eventos degenerativos inducidos por NMDA en varios subtipos de RGC y AC y descubrimos varios fenotipos distintivos 29,31,39. El fenotipo más notable es la reducción significativa de RGC y AC en las retinas inyectadas con NMDA (

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Divulgaciones

Los autores declaran que no tienen intereses contrapuestos.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por subvenciones de los Institutos Nacionales de Salud-Instituto Nacional del Ojo a C.A.M. (EY024376) y en parte por el Instituto Nacional del Ojo Vision Core Grants P30EY028102 (UTHealth). También reconocemos el apoyo financiero de Stephen Lasher Endowment (UTHealth) y Raye White Endowment (UTHealth).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Ungüento oftálmico de eritromicina al 0,5% Bausch+Lomb24208-910-55
Clorhidrato de proparacaína al 0,5%Bausch+Lomb24208-730-06
10% de formalina tamponada neutraVWR89370-094
Petridish de 10 cmCorning430167
10x PBSFisher ScientificBP399Diluir en agua para crear 1x PBS y autoclave.
Tubo de 2,0 mlVWR525-1136
Aguja de inyección de calibre 30EXELINT Internacional26437
Placa de Petris de 30 mmHalcón35208
Alcohol de benciloAcros Organics447000010
Benchato de benciloAcros Organics105860010
Filtro de membrana de nitrato de celulosaCytiva7188-002
CubreobjetosCiencias de la microscopía electrónica72204-01
Cinta adhesiva de doble caraEscocés597020
EtanolLaboratorios de descontaminación2716Evite los biorreactivos Fisher (Cat#: BP2818) para la deshidtración después de la tinción AP. Este reactivo distorsiona las retinas.
FórcepsTED PELLA505
Almohadilla térmicaMás bien710298-001
Jeringa de insulinaBD329424
KetaminaDechra17033010110
MicroscopioZeissAxio Imager 2
EsmalteCiencias de la microscopía electrónica72180
Inyector de nanofilInstrumentos de precisión del mundoNANOFIL
Aguja NanofilInstrumentos de precisión del mundoNF25BL
Kit de reactivos NBT/BICPInvitrogenN6547
NMDASigma-AldrichM3262
PincelArte rey6650
Vidrio deslizanteFisher Scientific12-550-15
Microscopio estereoscópicoMovimientoDM143
Aceite de semilla de girasolSigma-AldrichS5007
TamoxifenoSigma-AldrichT5648Almacene la solución de tamoxifeno a 4 &°; C en una caja hermética. Use la solución de tamoxifeno dentro de una semana.
Tijeras Vanna Herramientas de ciencia fina15000-00
Baño de aguaLínea de laboratorio18052
XilacinaDechra17033-0099-05Nombre del producto: Rompun

Referencias

  1. Blennow, K., et al. Traumatic brain injuries. Nat Rev Dis Primers. 2, 16084(2016).
  2. Zetterberg, H., Blennow, K. Fluid biomarkers for mild traumatic brain injury and related conditions. Nat Rev Neurol. 12 (10), 563-574 (2016).
  3. Mohan, K., Kecova, H., Hernandez-Merino, E., Kardon, R. H., Harper, M. M. Retinal ganglion cell damage in an experimental rodent model of blast-mediated traumatic brain injury. Invest Ophthalmol Vis Sci. 54 (5), 3440-3450 (2013).
  4. Lund, B. J., Rule, G. T. Pressure wave dosimetry for "Retinal ganglion cell damage in an experimental rodent model of blast-mediated traumatic brain injury". Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (3), 1348-1349 (2014).
  5. Peterson, S. L., et al. Retinal Ganglion Cell Axon Regeneration Requires Complement and Myeloid Cell Activity within the Optic Nerve. J Neurosci. 41 (41), 8508-8531 (2021).
  6. Boccuni, I., Fairless, R. Retinal Glutamate Neurotransmission: From Physiology to Pathophysiological Mechanisms of Retinal Ganglion Cell Degeneration. Life. 12 (5), 638(2022).
  7. Shen, Y., Luo, X., Liu, S., Nawy, S. Rod bipolar cells dysfunction occurs before ganglion cells loss in excitotoxin-damaged mouse retina. Cell Death Dis. 10 (12), 905(2019).
  8. Lambuk, L., et al. Dose-dependent effects of NMDA on retinal and optic nerve morphology in rats. Int J Ophthalmol. 12 (5), 746-753 (2019).
  9. Asami, Y., et al. Age-dependent changes in the severity of capillary degeneration in rat retina following N-methyl-D-aspartate-induced neurotoxicity. Curr Eye Res. 40 (5), 549-553 (2015).
  10. Siliprandi, R., et al. N-methyl-D-aspartate-induced neurotoxicity in the adult rat retina. Vis Neurosci. 8 (6), 567-573 (1992).
  11. Chidlow, G., Osborne, N. N. Rat retinal ganglion cell loss caused by kainate, NMDA and ischemia correlates with a reduction in mRNA and protein of Thy-1 and neurofilament light. Brain Res. 963 (1-2), 298-306 (2003).
  12. Shi, J. M., Jiang, Y. Q., Liu, X. Y. Morphological changes of retina after N-methyl-D-aspartate induced damage in rats. Zhong Nan Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 29 (3), 287-291 (2004).
  13. Nakazawa, T. Mechanism of N-methyl-D-aspartate-induced retinal ganglion cell death. Nippon Ganka Gakkai Zasshi. 113 (11), 1060-1070 (2009).
  14. Shen, Y., Liu, X. L., Yang, X. L. N-methyl-D-aspartate receptors in the retina. Mol Neurobiol. 34 (3), 163-179 (2006).
  15. Bai, N., et al. NMDA receptor subunits have different roles in NMDA-induced neurotoxicity in the retina. Mol Brain. 6, 34(2013).
  16. Cull-Candy, S., Brickley, S., Farrant, M. NMDA receptor subunits: diversity, development and disease. Curr Opin Neurobiol. 11 (3), 327-335 (2001).
  17. Wang, J. X., Furukawa, H. Dissecting diverse functions of NMDA receptors by structural biology. Curr Opin Struct Biol. 54, 34-42 (2019).
  18. Chou, T. H., Kang, H., Simorowski, N., Traynelis, S. F., Furukawa, H. Structural insights into assembly and function of GluN1-2C, GluN1-2A-2C, and GluN1-2D NMDARs. Mol Cell. 82 (23), 4548-4563.e4 (2022).
  19. Tran, N. M., et al. Single-Cell Profiles of Retinal Ganglion Cells Differing in Resilience to Injury Reveal Neuroprotective Genes. Neuron. 104 (6), 1039-1055.e12 (2019).
  20. Yan, W., et al. Mouse Retinal Cell Atlas: Molecular Identification of over Sixty Amacrine Cell Types. J Neurosci. 40 (27), 5177-5195 (2020).
  21. Guo, C., Ma, Y. Y. Calcium Permeable-AMPA Receptors and Excitotoxicity in Neurological Disorders. Front Neural Circuits. 15, 711564(2021).
  22. Lucas, D. R., Newhouse, J. P. The toxic effect of sodium L-glutamate on the inner layers of the retina. AMA Arch Ophthalmol. 58 (2), 193-201 (1957).
  23. Karl, M. O., et al. Stimulation of neural regeneration in the mouse retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (49), 19508-19513 (2008).
  24. DeParis, S., Caprara, C., Grimm, C. Intrinsically photosensitive retinal ganglion cells are resistant to N-methyl-D-aspartic acid excitotoxicity. Mol Vis. 18, 2814-2827 (2012).
  25. Fogo, G. M., Shuboni-Mulligan, D. D., Gall, A. J. Melanopsin-Containing ipRGCs Are Resistant to Excitotoxic Injury and Maintain Functional Non-Image Forming Behaviors After Insult in a Diurnal Rodent Model. Neuroscience. 412, 105-115 (2019).
  26. Cui, Q., Ren, C., Sollars, P. J., Pickard, G. E., So, K. F. The injury resistant ability of melanopsin-expressing intrinsically photosensitive retinal ganglion cells. Neuroscience. 284, 845-853 (2015).
  27. Christensen, I., et al. The Susceptibility of Retinal Ganglion Cells to Glutamatergic Excitotoxicity Is Type-Specific. Front Neurosci. 13, 219(2019).
  28. Yang, N., Young, B. K., Wang, P., Tian, N. The Susceptibility of Retinal Ganglion Cells to Optic Nerve Injury is Type Specific. Cells. 9 (3), 677(2020).
  29. Badea, T. C., Nathans, J. Quantitative analysis of neuronal morphologies in the mouse retina visualized by using a genetically directed reporter. J Comp Neurol. 480 (4), 331-351 (2004).
  30. Badea, T. C., Nathans, J. Morphologies of mouse retinal ganglion cells expressing transcription factors Brn3a, Brn3b, and Brn3c: analysis of wild type and mutant cells using genetically-directed sparse labeling. Vision Res. 51 (2), 269-279 (2011).
  31. Jamal, L., Kiyama, T., Mao, C. A. Genetically Directed Sparse Labeling System for Anatomical Studies of Retinal Ganglion Cells. Methods Mol Biol. 2092, 187-194 (2020).
  32. Hinds, J. W., Hinds, P. L. Early ganglion cell differentiation in the mouse retina: an electron microscopic analysis utilizing serial sections. Dev Biol. 37 (2), 381-416 (1974).
  33. Sappington, R. M., Carlson, B. J., Crish, S. D., Calkins, D. J. The microbead occlusion model: a paradigm for induced ocular hypertension in rats and mice. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (1), 207-216 (2010).
  34. Mao, C. A., et al. T-box transcription regulator Tbr2 is essential for the formation and maintenance of Opn4/melanopsin-expressing intrinsically photosensitive retinal ganglion cells. J Neurosci. 34 (39), 13083-13095 (2014).
  35. Chen, C. K., et al. Characterization of Tbr2-expressing retinal ganglion cells. J Comp Neurol. 529 (15), 3513-3532 (2021).
  36. Zhang, X. M., et al. Highly restricted expression of Cre recombinase in cerebellar Purkinje cells. Genesis. 40 (1), 45-51 (2004).
  37. Kiyama, T., et al. Essential Roles of Tbr1 in the Formation and Maintenance of the Orientation-Selective J-RGCs and a Group of OFF-Sustained RGCs in Mouse. Cell Rep. 27 (3), 900-915.e5 (2019).
  38. Kiyama, T., Chen, C. K., Zhang, A., Mao, C. A. Differential Susceptibility of Retinal Neurons to the Loss of Mitochondrial Biogenesis Factor Nrf1. Cells. 11 (14), 2203(2022).
  39. Badea, T. C., Wang, Y., Nathans, J. A noninvasive genetic/pharmacologic strategy for visualizing cell morphology and clonal relationships in the mouse. J Neurosci. 23 (6), 2314-2322 (2003).
  40. Mao, C. A., et al. Eomesodermin, a target gene of Pou4f2, is required for retinal ganglion cell and optic nerve development in the mouse. Development. 135 (2), 271-280 (2008).
  41. Shi, M., et al. Genetic interactions between Brn3 transcription factors in retinal ganglion cell type specification. PLoS One. 8 (10), e76347(2013).
  42. Muzyka, V. V., Brooks, M., Badea, T. C. Postnatal developmental dynamics of cell type specification genes in Brn3a/Pou4f1 Retinal Ganglion Cells. Neural Dev. 13 (1), 15(2018).
  43. Liu, S., Aldinger, K. A., Cheng, C. V., Kiyama, T., Dave, M., McNamara, H. K., Zhao, W., Stafford, J. M., Descostes, N., Lee, P., et al. NRF1 association with AUTS2-Polycomb mediates specific gene activation in the brain. Mol Cell. 81 (22), 4663-4676.e8 (2021).
  44. Kiyama, T., Altay, H. Y., Badea, T. C., Mao, C. A. Pou4f1-Tbr1 transcriptional cascade controls the formation of Jam2-expressing retinal ganglion cells. Front Ophthalmol. 3, 1175568(2023).
  45. Park, K. K., et al. Promoting axon regeneration in the adult CNS by modulation of the PTEN/mTOR pathway. Science. 322 (5903), 963-966 (2008).

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Excitotoxicidad por NMDAdegeneración de las RGCretina de ratónmorfología celularsupervivencia celularresiliencia celularenfermedades retinianasfenotipos anatómicosmarcaje celular
Examen de las características anatómicas de las células ganglionares de la retina bajo excitotoxicidad inducida por ácido N-metil-D-aspártico (NMDA)
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