Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

Artículo de método

Modelo de resección tumoral relevante para traslacionalmente para modelos preclínicos de murino de carcinoma escamoso oral

733 vistas

⸱

DOI:

10.3791/68621

⸱

3 de abril de 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Katz Department of Oral and Maxillofacial Surgery, The University of Texas Health Science Center at Houston, School of Dentistry, 2Department of Head and Neck Surgery, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 3Department of Bioengineering, Rice University

En este artículo

Resumen

Aquí se muestra un método único para resecar quirúrgicamente tumores de carcinoma escamoso oral establecido en la cavidad oral.

Resumen

Actualmente, el tratamiento de primera línea para la forma más común de carcinoma escamoso de cabeza y cuello (HNSCC), el carcinoma escamoso de la cavidad oral (OSCC), es la resección quirúrgica, seguida de tratamientos adaptados al riesgo, como la quimiorradioterapia. Sin embargo, con el estándar actual de atención e incluso la aparición de nuevos tratamientos, como el bloqueo de puntos de control, la supervivencia global de enfermedades avanzadas y recurrentes sigue siendo alta, y se prevé que la prevalencia del cáncer de cabeza y cuello siga aumentando en los próximos años. Por tanto, es necesaria una investigación más profunda sobre las modalidades actuales de estándar de atención, además de terapias novedosas, para trasladar opciones de tratamiento potenciales y prometedoras a los pacientes con HNSCC. Se utilizan modelos preclínicos para evaluar la seguridad y eficacia de posibles intervenciones terapéuticas. Desafortunadamente, los modelos preclínicos actuales no logran reflejar plenamente el procedimiento quirúrgico que muchos pacientes reciben, ya que principalmente implican modalidades de tratamiento no quirúrgicas, como radioterapia, quimioterapia o inmunoterapia. Además, los modelos quirúrgicos existentes están limitados por reactivos adicionales necesarios para apoyar el establecimiento de tumores en sitios ortotópicos y la necesidad de microcirugía para la extirpación tumoral. Esto justifica la generación de modelos preclínicos mejorados y simplificados para investigar terapias y obtener información sobre la recurrencia tumoral locoregional y la resistencia al tratamiento. Este artículo describe un modelo novedoso de resección subtotal murina ortotópica y clínicamente relevante que recapitula el estándar de atención en OSCC. Este modelo simplifica los modelos existentes y resulta en recurrencia medible tras la resección quirúrgica de tumores mucosos bucales. El uso de este modelo puede aportar valiosos conocimientos sobre la recurrencia tumoral y la resistencia al tratamiento en pacientes con OSCC. El establecimiento de este modelo preclínico allana el camino para futuros trabajos que investiguen cómo responde la OSCC a las terapias adyuvantes post-resección, capturando el estado tumoral en la ventana clínicamente relevante en la que los pacientes generalmente comienzan dichos tratamientos posteriores.

Introducción

Las malignidades que se originan en laringe, faringe, hipofaringe, cavidad nasal, glándulas salivales y cavidad oral se clasifican como cánceres de cabeza y cuello. El carcinoma de células escamosas de cabeza y cuello (HNSCC), que representa más del 90% de estos casos, se desarrolla a partir de las células epiteliales escamosas que recubren estos sitiosanatómicos. Más concretamente, el carcinoma escamoso de la cavidad oral (OSCC) es una malignidad confinada a la región de la cavidad oral. En 2022, el cáncer de cabeza y cuello fue el sexto más prevalente a nivel mundial, con un estimado de 947.000 nuevos casos registrados en todo el mundo y 482.000 muertesanuales 2.

La resección quirúrgica suele ser la modalidad de tratamiento de primera línea para los cánceres de cabeza y cuello, incluyendo OSCC, seguida a menudo de quimiorradioterapia 1,3,4. Aunque estas terapias estándar de atención pueden ser curativas en casos localmente restringidos o en fase temprana, sigue existiendo una alta tasa de recurrencia locoregional y a distancia en pacientes con OSCC. De hecho, menos de dos tercios de los pacientes con OSCC sobreviven más de cinco años y sufren efectos secundarios significativos 5,6,7. Cada vez hay más evidencia de que el estrés traumático sufrido durante la cirugía desencadena los procesos fisiológicos implicados en el daño tisular y la cicatrización deheridas 8,9. Además, los estudios también han informado que la resección quirúrgica contribuye a una disfunción inmunológica que, a su vez, puede contribuir al potencial derecurrencia 10.

A pesar de que la mayoría de los pacientes se someten a una resección quirúrgica como terapia de primera línea para la OSCC, actualmente sigue existiendo la necesidad de modelos relevantes de resección ortotópica preclínica para la OSCC que estandaricen el establecimiento de tumores y la resección subtotal y preserven los mecanismos inmunológicos asociados a la recurrencia tumoral para proporcionar un contexto crítico para la investigación en estaárea 11. 12,13. Estudios previos que han informado modelos de resección en animales incluyen un modelo de resección de tumor mamario 4T1 que se ha utilizado para estudiar los efectos inmunosupresores de la cirugía14. En estudios en OSCC, se ha reportado el uso de un modelo heterotópico de resección subtotal tumoral MOC1-OVA en el flancomurino 15. En sitios ortotópicos, el uso de la línea celular orofaríngea del SCC mEERL95 del VPH se ha empleado para establecer tumores submentales para modelado de resección y recurrencia, mientras se transfieren quirúrgicamente ganglios linfáticos drenantes a ratones naïfes para estudiosposteriores 16. También se han reportado estudios ortotópicos relevantes que investigan recurrencia en ratonesinmunodeficientes 13.

Aquí se presenta un protocolo recién establecido para un modelo preclínico inmunocompetente, singénico y ortotópico del OSCC, de cirugía estándar de supervivencia y recurrencia de resección tumoral, observado dentro de una semana tras la resección. Este procedimiento simplifica aún más los modelos existentes al realizar la extirpación de tumores sin microcirugía y utilizando la línea celular de tumores de cáncer oral murino (MOC2), que no requiere la adición de matriz de membrana celular o basal para establecer tumores.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

El siguiente procedimiento, así como la vivienda y el mantenimiento de animales, se llevó a cabo en el Centro de Medicina y Cuidado de Animales de Laboratorio del Centro de Ciencias de la Salud de la Universidad de Texas en Houston (UTHealth), en coordinación con el Comité de Bienestar Animal institucional. El protocolo asociado fue aprobado por el Comité de Cuidado y Uso Institucional de Animales (IACUC) y está en conformidad con los principios y directrices éticas establecidos en la política del Servicio de Salud Pública de EE. UU. sobre el cuidado y uso humanitario de animales de laboratorio. Por favor, asegúrese de cumplir todas las políticas establecidas por la IACUC local y que exista un protocolo de uso animal aprobado por la IACUC (o equivalente) antes de proceder con las siguientes secciones. Los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Establecimiento ortotópico de tumores bucales mucosos orales

NOTA: Para este protocolo específico, se utilizaron células MOC2 para establecer los tumores17. Sin embargo, también pueden utilizarse otras líneas o tipos celulares. La cantidad de células tumorales necesarias para establecer tumores in vivo depende de la línea celular y debe optimizarse antes de la inoculación para la cirugía.

  1. Cuando el cultivo de células tumorales alcanza aproximadamente el 80% de confluencia, se extraen las células aspirando y desechando el medio de cultivo.
  2. Para eliminar el suero restante, lava las células con solución fisiológica tamponada con fosfato (PBS) sin magnesio ni calcio, suficiente volumen para cubrir completamente la superficie del vaso (por ejemplo, un matraz) con las células unidas.
  3. Añade 0,05% de tripsina al matraz de cultivo para cubrir suficientemente el fondo. Incubar las células a 37 °C con 5% de CO2 durante aproximadamente 5 minutos para el desprendimiento celular.
    NOTA: El periodo de incubación requerido (2-15 minutos) para desprender las células puede variar según las células (es decir, la línea celular) utilizadas. Sin embargo, la exposición prolongada a tripsina puede ser dañina para las células. Si se necesita tiempo adicional para un desprendimiento celular adecuado, monitoriza periódicamente y de cerca.
  4. Tras observar el desprendimiento celular, templar con al menos el doble de volumen de tripsina utilizado con medios completos (por ejemplo, para 5 mL de tripsina, templar con al menos 10 mL de medio completo).
  5. Centrifuga la suspensión de la celda a 350 x g durante 5 minutos a temperatura ambiente y aspira el sobrenadante.
  6. Resuspende en PBS frío y toma una alicuota para contar. Repite los pasos 1.5-1.6 para un lavado adicional que elimine cualquier material residual.
  7. Utilizando PBS adicional, ajusta a la concentración optimizada de células para la inoculación (es decir, 3 x 10 celdasde 4 MOC2 por volumen de 30 μL). Mantén la suspensión de las celdas sobre hielo hasta que esté lista para usar.
  8. Anestesiar al ratón usando isoflurano al 1%-3%, suplementado con 1,5 L/min de oxígeno en una cámara para animales pequeños.
    NOTA: No es necesario depilar, pero se recomienda en esta etapa para ayudar a visualizar el lugar de la inoculación y mejorar la consistencia de la inoculación. Si lo retiras en esta fase, sigue las instrucciones de los pasos 3.3-3.5.
  9. Mezcla bien la suspensión celular para asegurar una distribución uniforme y recóllela en una jeringuilla de insulina de 0,3 mL.
  10. Sujeta al ratón sedado sujetando la parte posterior del cuello con una mano para que el lado anterior del murino mire hacia el manejador y la cabeza hacia arriba para que la boca esté abierta y accesible.
  11. Inserta cuidadosamente la jeringuilla en la boca abierta, en un ángulo descendente hacia el vestíbulo mandibular inferior izquierdo. Sigue introduciendo la aguja a través de la mucosa bucal inferior.
  12. Administra 30 μL de suspensión celular en esta región y retira cuidadosamente la jeringuilla, mantén esta posición durante 5 segundos, luego retira lentamente la jeringuilla para evitar que se produzca suspensión adicional al retirarla.
  13. Asegúrate de que el ratón esté en condiciones físicas y conductuales normales tras la inoculación.
  14. Monitoriza el peso del ratón y el crecimiento tumoral con una balanza y un calibrador digital, respectivamente. Monitoriza el desarrollo tumoral regularmente, dos veces por semana o según el protocolo especificado.

2. Montaje de materiales para la cirugía

NOTA: Se recomienda encarecidamente que al menos otro cirujano o asistente quirúrgico esté presente para ayudar en la configuración y organización durante todo el procedimiento y así garantizar el mantenimiento de la esterilidad.

  1. Elige una sala de procedimientos limpia, con puerta cerrable y tráfico limitado.
  2. Precalenta una jaula nueva, que contenga ropa de cama limpia y seca y un nido de papel de cocina, colocándola parcialmente sobre un calentador eléctrico.
  3. Calienta un esterilizador de esferas hasta la temperatura de funcionamiento (250-265 °C).
  4. Instala la cámara de inducción de isoflurano y el dispositivo portátil de anestesia, con el cono nadal adecuado, y conéctalo al isoflurano, osígeno y al sistema de recuperación correspondiente.
    NOTA: Al usar la cámara de inducción, anestesiar a los ratones con una configuración de aproximadamente un 3% de isoflurano. Al usar el cono nasal, anestesiar a los ratones con isoflurano al 1%-2%.
  5. Enciende la almohadilla quirúrgica calentada con agua a 38,9 °C y asegura la fuente de isoflurano en la cabeza de la almohadilla.
  6. Desinfecta la superficie de trabajo y la almohadilla quirúrgica previstas con un desinfectante y cubre el espacio de trabajo con una almohadilla limpia para el banco.

figure-protocol-1
Figura 1: Instrumentos y materiales quirúrgicos seleccionados para la resección tumoral. (1) Guantes quirúrgicos, (2) paneado, (3) gasa, (4) jeringa de insulina de 0,3 mL, (5) pantalón con toalla, (6) almohadilla de alcohol isopropílico, (7) bisturí, (8) bisturí sin cuchilla, (9) hemostático Hartman, (10) pinzas hemostáticas de mosquitos, (11) tijeras microdisecadoras, (12) pinzas microdisecadoras, (13) pinzas Brown-Adson, (14) pinzas microdisecadoras, (15) aplicadores de punta de algodón, (16) recortadora, (17) sutura de vicryl recubierta 4-0, (18) bupivacaína al 0,25% y (19) ungüento lubricante para los ojos. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

3. Preparación del animal para la cirugía

  1. Pesa al ratón 24 horas antes del procedimiento para determinar la dosis adecuada de anestesia y analgésico, según el protocolo especificado.
  2. Anestesiar al ratón en la cámara de inducción durante aproximadamente 2 minutos y luego administrar analgésicos al menos 30 minutos antes de la cirugía. Este debe inyectarse subcutáneamente en la nuca del cuello murino.
  3. Si no se ha hecho previamente en el momento de la inoculación o si el cabello ya ha comenzado a crecer de nuevo, añade una pequeña cantidad de crema depilatoria utilizando un aplicador de punta de algodón directamente sobre el vello en el lugar de la resección tumoral, con márgenes suficientes para evitar que el vello entre en el espacio de la incisión durante el procedimiento.
  4. Deja reposar la crema durante aproximadamente 10 segundos y limpia el pelo con gasas secas y limpias.
  5. Retira cualquier crema restante del lugar con gasa humedecida con suero o agua, y luego seca la zona con gasas secas y limpias.
    NOTA: La depilación con un recortador electrónico es un método alternativo aceptable pero menos preferido, ya que la piel alrededor de la cabeza y el cuello puede ser fina y delicada. Si usas una recortadora, asegúrate de evitar zonas sensibles, como los ojos, y mantén la piel flácida tensa para evitar lesiones no deseadas al ratón.
  6. Administrar analgésico sistémico por vía subcutánea y analgésico local en la zona de la incisión.
  7. Coloca al ratón anestesiado sobre la almohadilla térmica, tumbado boca arriba con la parte anterior hacia arriba. Su nariz debería estar justo dentro de la cubierta del cono nasal.
  8. Aplique una pequeña cantidad (es decir, suficiente para cubrir el ojo) de ungüento lubricante estéril en cada ojo del ratón para evitar que los ojos se sequen durante el procedimiento.
  9. Usando un aplicador limpio de punta de algodón, haz un hisopo en el lugar de la resección con alcohol isopropílico al 70% seguido de yodo al 10% tres veces, asegurándote de eliminar el yodo tras la última pasada con alcohol isopropílico al 70%.
  10. Con guantes estériles y el equipo de protección personal adecuado (bata, cubrebocas), preparar el campo estéril de al menos 18"" de ancho x 26"de largo y colocar todas las herramientas y materiales apropiados (gasa de algodón estéril, bastoncillos estériles, solución fisiológica estéril, aplicadores de alcohol isopropílico, herramientas quirúrgicas) (Figura 1).
  11. Cubre al ratón con una cortina estéril y corta un agujero de acceso justo encima del lugar de la resección usando tijeras estériles.

4. Resección quirúrgica de tumores orales establecidos

NOTA: Durante todo el procedimiento, el cirujano o asistente debe comprobar la respiración y el reflejo del ratón para asegurar una oxigenación adecuada mientras está bajo anestesia. Ajustar el isoflurano conforme a las directrices veterinarias y la política institucional según sea necesario.

  1. Utilizando un nuevo bisturí quirúrgico, crea una incisión submandibular, justo debajo del tumor y a lo largo de la mandíbula izquierda, ocupando toda la longitud del tumor (Figura 2A,B).
  2. Utiliza cuidadosamente los hemostáticos de Hartman para ensanchar la abertura hacia el tumor. Si es necesario, aplica gasas estériles a cualquier sangre.
  3. Localiza el tumor y utiliza pinzas para mantenerlo en su lugar (Figura 2B).
    NOTA: En este punto, un asistente puede ayudar a usar fórceps para mantener el acceso al sitio tumoral (es decir, retirar la piel).
  4. Con tijeras quirúrgicas, corta alrededor de la base del tumor para resecar todas las partes visibles (Figura 2C). Reposiciona la piel sobre el sitio tumoral resecado y cierra la incisión con cuatro a seis suturas interrumpidas, utilizando suturas de vicryl 4-0 de larga duración (Figura 2D).
    NOTA: Ten cuidado de no sujetar las suturas demasiado fuerte para preservar la piel sin dañar más a los ratones, así como para evitar posibles lesiones en la retirada posterior.
  5. Para continuar con cirugías adicionales, limpia las superficies de los instrumentos quirúrgicos con alcohol isopropílico al 70% y colócalos en el esterilizador de perlas calefactadas durante 10-15 segundos antes de cada uso adicional. El mismo conjunto de herramientas puede utilizarse para realizar cirugías en hasta 5 ratones o, según lo especificado por las directrices y prácticas institucionales.
    NOTA: Los tumores resecados pueden descartarse o tomarse para su procesamiento y análisis posterior (es decir, fijación para histología e imagen; disociación tisular y tinción inmune para el análisis fenotipado de citometría de flujo, según los planes experimentales específicosdel estudio de investigación 18,19 (Figura 2E).

figure-protocol-2
Figura 2: Los tumores orales, establecidos transoralmente a través de la mucosa bucal inferior, pueden ser resecados mediante un enfoque submandibular sin complicaciones de cicatrización. (A) Tumor establecido (flecha roja) en la cavidad oral. (B) Incisión submandibular que expone el tumor. (C) El tumor resecado. (D) Cierre de herida con múltiples suturas de vicryl interrumpidas. (E) Tumor extirpado. (F) Esquema resumen para la inoculación transoral. Imagen creada en BioRender. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

5. Cuidados post-resección

  1. Después de cerrar la incisión, cierra el flujo de anestesia al 0% y continúa soloO2 a 1,5 L/min hasta que el ratón empiece a recuperar la conciencia (menos de 5 minutos). Si el ratón permanece inmóvil e inmóvil tras varios minutos, consulte las políticas institucionales sobre intervención veterinaria.
  2. Transfiere suavemente al ratón a la jaula ya calentada. Seguir monitorizando al ratón para detectar la conciencia y movilidad postoperatoria. Debería recuperar la conciencia y movilidad completas en 10 minutos.
  3. Realizar monitorización postoperatoria diaria de acuerdo con el protocolo aprobado y las políticas institucionales.
  4. Inmediatamente después de la cirugía, proporciona comida "blanda" para el ratón colocando los pellets remojados en agua en un recipiente accesible (es decir, un pesador de plástico) directamente en la jaula. Si no surgen complicaciones, el ratón puede volver a comer alimentos sólidos normales en la siguiente toma rutinaria.
  5. Monitoriza los ratones dos veces al día durante las primeras 48 horas (2 días) y una vez al día durante un mínimo de 96 horas (4 días) tras la operación. Posteriormente, reanuda un horario normal de monitorización (es decir, 2 veces por semana).
  6. Al día 7 tras la cirugía, retira las suturas bajo anestesia, teniendo cuidado de no cortar ni dañar a los ratones.
  7. Seguir monitorizando a los ratones y, una vez que alcancen su objetivo humano, eutanasiar a los animales de forma humana conforme a los criterios aprobados de eutanasia y a la Asociación Americana de Medicina Veterinaria.
    NOTA: El análisis estadístico de la cinética del crecimiento tumoral y la supervivencia animal son métricas relevantes para esta metodología. Para las curvas de supervivencia de Kaplan-Meier, se realizaron análisis estadísticos utilizando la prueba logarítmica de rango/ Mantel-Cox mediante software de análisis estadístico. Para las curvas de crecimiento tumoral, se utilizó la prueba de comparaciones múltiples de Šídák mediante un análisis ANOVA bidireccional para comparar tamaños tumorales entre grupos no resecados y resecados. Se consideraron significativos valores p inferiores a 0,05.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

Observaciones de la mucosa bucal murina MOC2
Utilizando la línea celular MOC2, se establecieron tumores en la mucosa bucal murina de la cavidad oral (Figura 2A-F). Los tumores primarios establecidos fueron resecados con un tamaño tumoral de 25-36mm2. Tras la resección, los ratones normalmente recuperaban la movilidad total en 5-10 minutos. Posteriormente, se monitorizó a los ratones para la ate...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

En este artículo, este artículo describe un procedimiento sencillo para el establecimiento y resección subtotal de tumores en la mucosa bucal de la cavidad oral en ratones. Estudios previos han demostrado de manera similar la viabilidad de establecer tumores mediante la lengua murina, la mucosa bucal o el suelo bucal para el análisis posterior de tumores resecados, así como para investigar recurrencia local posterior y metástasis regional y distante, cada una con sus propias

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Agradecimientos

Este trabajo fue financiado por 1R21DE034543 (NIH-NIDCR). También agradecemos al personal administrativo, veterinario y de mantenimiento del Centro UTHealth para la Medicina y Cuidado de Animales de Laboratorio por su apoyo y atención.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
0,05% tripsinaCorning25-052-Cl0,53 mM EDTA, 1 x [-] bicarbonato sódico  
Inyección de bupivacaína HCl al 0,25%McKesson10772802,5 mg/kg-1 mg/kg, DI/SC 20-30 μL
0,9% cloruro sódico, USPMcKesson1617365 mL/kg, SC, IV 1,5 mL
Aguja de 23 gBecton, Dickinson y Compañía [McKesson]402
Vicryl Recubierto 4-0McKesson100700
Tubos cónicos de 50 mLTermo Científica33965
Almohadillas absorbentes para bancadaVWR115-0684
Hisopo de alcohol Alcohol isopropílico 70%Becton, Dickinson y Compañía [VWR]326895
Bolsa de autoclave autosellante 5 & frac14; ” x 10"  McKesson960944
EquilibrioOhaus [VWR]30253019
Bioclave MiniBenchmark ScientificB4000-M
Pinzas Brown-AdsonROBOZ [VWR]RS-5231
Aplicador con punta de algodón estéril de 6 pulgadasMcKesson999736
Solución salina amortiguada / modificada de Dulbecco's PhophateCytivaSH30028.02[-] calcio, magnesio
Ethiqa XRÒ*Saludo Animal FidelisNDC 86084-100-303,25 mg/kg SC
Cortina de uso generalMcKesson68107
Esterilizador de cuentas de vidrioVWR75999-324
Cuentas de vidrioVWR75999-332
Hartman HemostatsHerramientas Científicas Fines [VWR]13003-10
Dispositivo de anestesia portátil de alta calidadVeterinaria Patterson07-8915662
Isoflurane, USPMcKesson8032504-5% Inducción, 1-3% Mantenimiento
MedLED y Ograve; Chrome (Faro)KLS MartinML-MC7-HT-HK-X21
Pinzas microdisecadorasROBOZ [VWR]RS-5174
Tijeras MicrodisecadorasROBOZ [VWR]RS-5914
Jeringas de insulina monoyectoSalud Cardenal [McKesson]8881600145
Pinzas hemostáticas de mosquitosROBOZ [VWR]RS-7100
Crema Depiladora Nair Body CreamIglesia y Dwight Co., Inc.
PortaagujasROBOZ [VWR]RS-7154
Solución de preparación PVP 10% de yodo de povidonaMcKesson911740
BisturíROBOZ [VWR]RS-9843
Cuchillas de bisturí Acero al Carbono Nº 10McKesson862685
Almohadilla calefactante para pequeños animalesK& H Pet Products [Amazon]9 x 12in 20W
Cámara Pequeña para RatonesVeterinaria Patterson07-893338
Cono de nariz pequeñoVeterinaria Patterson78909681
Steri-DrapeMcKesson5713
Almohadillas de gasa estériles de 2" x2" – 12 PLYDukal Corporation [Amazon]REF: 1212
Ungüento para ojos con lubricante estérilMcKesson730979
Guantes quirúrgicosMcKesson20-2070N
Jeringuilla 1ccMcKesson1065984
Pinzas digitales de fibra de carbono trazablesMarca Fischer15-077-957
Kit de recortadoresWAHL [Amazon]BravMini

Referencias

  1. Klein, J. D., Grandis, J. R. The molecular pathogenesis of head and neck cancer. Cancer Biol Ther. 9 (1), 1-7 (2010).
  2. Lee, A. M., Weaver, A. N., Acosta, P., Harris, L., Bowles, D. W. Review of current and future medical treatments in head and neck squamous cell carcinoma. Cancers (Basel). 16 (20), 3488(2024).
  3. Liu, Y., Zhang, N., Wen, Y., Wen, J. Head and neck cancer: Pathogenesis and targeted therapy. MedComm (Beijing). 5 (9), e702(2024).
  4. Qiao, X., et al. The evolving landscape of PD-1/PD-L1 pathway in head and neck cancer. Front Immunol. 11, 1721(2020).
  5. Bakos, O., Lawson, C., Rouleau, S., Tai, L. -H. Combining surgery and immunotherapy: turning an immunosuppressive effect into a therapeutic opportunity. J Immunother Cancer. 6 (1), 86(2018).
  6. Chaves, P., et al. Preclinical models in head and neck squamous cell carcinoma. Br J Cancer. 128 (10), 1819-1827 (2023).
  7. International Agency for Research on Cancer. Estimated number of new cases from 2022 to 2050, both sexes, age [0-85+]. Globocan. , World Health Organization. (2022).
  8. Bonomi, M., Patsias, A., Posner, M., Sikora, A. The role of inflammation in head and neck cancer. Adv Exp Med Biol. 816, 107-127 (2014).
  9. Tang, F., Tie, Y., Tu, C., Wei, X. Surgical trauma-induced immunosuppression in cancer: recent advances and the potential therapies. Clin Transl Med. 10 (1), 199-223 (2020).
  10. Tai, L. -H., et al. A mouse tumor model of surgical stress to explore the mechanisms of post-operative immunosuppression and evaluate novel perioperative immunotherapies. J Vis Exp. (85), e51253(2014).
  11. Kansal, V., Kinney, B. L. C., Schmitt, N. C. Characterization of the tumor microenvironment in the mouse oral cancer (MOC1) model after orthotopic implantation in the buccal mucosa. Head Neck. 46 (5), 1056-1062 (2024).
  12. Oweida, A. J., et al. Intramucosal inoculation of squamous cell carcinoma cells in mice for tumor immune profiling and treatment response assessment. J Vis Exp. (146), e59195(2019).
  13. Behren, A., et al. Development of an oral cancer recurrence mouse model after surgical resection. Int J Oncol. 36 (4), 849-855 (2010).
  14. Tai, L. -H., et al. Preventing post-operative metastatic disease by inhibiting surgery-induced dysfunction in natural killer cells. Cancer Res. 73 (1), 97-107 (2013).
  15. Sharon, S., et al. A platform for locoregional T-cell immunotherapy to control HNSCC recurrence following tumor resection. Oncotarget. 12 (13), 1201-1213 (2021).
  16. Mermod, M., et al. Mouse model of postsurgical primary tumor recurrence and regional lymph node metastasis progression in HPV-related head and neck cancer. Int J Cancer. 142 (12), 2518-2528 (2018).
  17. Judd, N. P., Allen, C. T., Winkler, A. E., Uppaluri, R. Comparative analysis of tumor-infiltrating lymphocytes in a syngeneic mouse model of oral cancer. Otolaryngol Head Neck Surg. 147 (3), 493-500 (2012).
  18. Cossarizza, A., et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (third edition). Eur J Immunol. 51 (12), 2708-3145 (2021).
  19. Gurina, T. S., Simms, L. Histology, staining. , StatPearls Publishing. (2025).
  20. Cognetti, D. M., Weber, R. S., Lai, S. Y. Head and neck cancer: An evolving treatment paradigm. Cancer. 113 (7 Suppl), 1911-1932 (2008).
  21. Anderson, G., et al. An updated review on head and neck cancer treatment with radiation therapy. Cancers (Basel). 13 (19), 4912(2021).
  22. Johnson, D. E., et al. Head and neck squamous cell carcinoma. Nat Rev Dis Primers. 6 (1), 92(2020).
  23. Friedman, J., et al. Neoadjuvant PD-1 immune checkpoint blockade reverses functional immunodominance among tumor antigen-specific T cells. Clin Cancer Res. 26 (3), 679-689 (2020).
  24. Zhou, S., et al. Neoadjuvant and adjuvant immunotherapy in the treatment of oral squamous cell carcinoma. J Biochem Mol Toxicol. 39 (3), e70199(2025).
  25. Shibata, H., Saito, S., Uppaluri, R. Immunotherapy for head and neck cancer: a paradigm shift from induction chemotherapy to neoadjuvant immunotherapy. Front Oncol. 11, 727433(2021).
  26. Saddawi-Konefka, R., et al. Lymphatic-preserving treatment sequencing with immune checkpoint inhibition unleashes cDC1-dependent antitumor immunity in HNSCC. Nat Commun. 13 (1), 4298(2022).
  27. Darragh, L. B., et al. Elective nodal irradiation mitigates local and systemic immunity generated by combination radiation and immunotherapy in head and neck tumors. Nat Commun. 13 (1), 7015(2022).
  28. Saddawi-Konefka, R., et al. Defining the role of immunotherapy in the curative treatment of locoregionally advanced head and neck cancer: Promises, challenges, and opportunities. Front Oncol. 11, 738262(2021).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

Resecci n tumoral ortot picaRecurrencia tumoralResecci n quir rgicaInoculaci n tumoralTumores de la mucosa bucalCitometr a de flujoInmunohistoqu mica
Modelo de resección tumoral relevante para traslacionalmente para modelos preclínicos de murino de carcinoma escamoso oral
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.