Artículo de método

Modelo murino de oclusión del flujo venoso cerebral a través de la ligadura bilateral de las venas yugulares

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DOI:

10.3791/68626

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12 de septiembre de 2025

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1Institut du Cerveau-Paris Brain Institute-ICM, Hôpital de la Salpêtrière, INSERM, CNRS, Sorbonne Université, 2Inserm, UMRS-1144, Optimisation Thérapeutique en Neuropsychopharmacologie, Université Paris Cité, 3Department of Neurology, AP-HP, Hôpital Lariboisière, FHU NeuroVasc, 4Department of Neurology, Yale University School of Medicine, 5Department of Neuroradiology, AP-HP, Pitié-Salpêtrière Hospital

En este artículo

Resumen

Este protocolo detalla un método quirúrgico para inducir la oclusión del flujo venoso cerebral en ratones mediante la ligadura bilateral de las venas yugulares internas y externas.

Resumen

Los vasos linfáticos juegan un papel clave en el mantenimiento de la homeostasis de los líquidos y la vigilancia inmunológica dentro de los tejidos. En el borde del cerebro, las meninges durales contienen vasos linfáticos muy vecinos de los senos venosos. En humanos, la hipertensión intracraneal idiopática (HII) se asocia con estenosis de los senos venosos durales, lo que sugiere que las alteraciones del flujo de salida venoso pueden afectar la regulación del líquido cerebral y el drenaje linfático meníngeo. Para explorar esta relación en un entorno controlado, desarrollamos un modelo de ratón de oclusión del flujo de salida venosa cerebral a través de la ligadura bilateral de las venas yugulares internas y externas (JVL). Este protocolo quirúrgico es reproducible, no invasivo, y logra una alta tasa de éxito (98,4%) con signos postoperatorios esperados como tumefacción facial y cerebral, así como remodelación vascular extracraneal. La venografía de RM bidimensional de tiempo de vuelo (2D-TOF) seguida de una reconstrucción tridimensional (3D) confirmó la congestión venosa aguas arriba. Este modelo permite el estudio longitudinal de las consecuencias de la alteración del flujo venoso cerebral en la arquitectura cerebrovascular, la remodelación linfática y la depuración del líquido cerebral. Al manipular los vasos en el cuello, JVL permite la investigación de estos procesos sin dañar las estructuras intracraneales. A pesar de las diferencias anatómicas entre especies, JVL proporciona un enfoque sólido y accesible para diseccionar la interacción entre el flujo venoso, el drenaje linfático y la homeostasis del líquido en el cerebro.

Introducción

La duramadre es la capa más externa de las meninges que protege el cerebro y la médula espinal. La duramadre proporciona soporte estructural y funciona como una plataforma inmune caracterizada por redes vasculares especializadas y diversas poblaciones inmunes 1,2. Los senos venosos durales recogen sangre de todas las venas cerebrales y la dirigen a las venas yugulares 3,4,5. Los senos venosos durales son MLV estrechamente vecinos, con patrones conservados entre ratones y humanos 6,7,8,9,10. Los MLV contribuyen al drenaje de los fluidos cerebrales y aseguran el tráfico de antígenos, macromoléculas y células inmunitarias desde las meninges hasta los ganglios linfáticos cervicales 2,7,9,11,12.

El estrechamiento (estenosis) de los senos venosos durales da como resultado un deterioro del flujo venoso cerebral y se asocia con afecciones neurológicas como la hipertensión intracraneal idiopática (HII), una enfermedad que afecta predominantemente a mujeres jóvenes con sobrepeso y se caracteriza por una presión intracraneal elevada sin una causa subyacente clara13,14. Los pacientes con HII pueden ser tratados con stent endovascular, que restaura tanto el flujo venoso cerebral fisiológico como la presión intracraneal normal15.

Para comprender mejor el papel del flujo de salida venoso en la homeostasis del líquido cerebral y la participación de los MLV en este proceso, desarrollamos un modelo de ratón de oclusión del flujo de salida venosa cerebral mediante ligadura bilateral de las venas yugulares externas e internas. Hasta el momento no se ha descrito ningún modelo murino de estenosis de los senos venosos durales, y los modelos que conducen a la oclusión del flujo venoso cerebral intracraneal dañaron las estructuras durales de interés 16,17,18. Además, los modelos JVL utilizados para estudiar la regulación de la presión intracraneal, el drenaje del líquido cerebral y la remodelación vascular dural se centraron principalmente en la ligadura de las venas yugulares externas solamente, lo que resultó en fenotipos leves sin resultados significativos19,20. Estudios previos demostraron la viabilidad de ligar las venas yugulares externas e internas; Sin embargo, los protocolos descritos implican la transección completa de los vasos después de la ligadura, un paso que aumenta la invasividad local y puede confundir la interpretación de los resultados fisiológicos, particularmente los relacionados con los circuitos linfáticos, dadas las estrechas relaciones anatómicas entre las venas yugulares internas y los ganglios linfáticos cervicales en el cuello21,22.

El presente artículo describe un protocolo quirúrgico refinado para que JVL induzca la oclusión del flujo de salida venosa cerebral en ratones adultos jóvenes hembra C57Bl6 / J de 6 a 8 semanas. Nuestro enfoque es original porque combina la ligadura de venas yugulares internas y externas con análisis sistemáticos en múltiples puntos de tiempo después de la cirugía, lo que nos permite definir con precisión las consecuencias de la hipertensión venosa en la remodelación vascular y la eliminación de líquido cerebral.

Protocolo

Todos los procedimientos in vivo cumplieron con las directrices y políticas institucionales del INSERM y del Comité de Cuidado y Uso de Animales del Instituto del Cerebro de París (APAFIS#34974-2022012017455126).

1. Transferencia y pretratamiento de animales

  1. Transferir ratones hembra C57Bl6/J de 6 a 8 semanas de edad y con un peso aproximado de 20 g a la sala experimental.
    1. Administre para cada ratón las siguientes inyecciones subcutáneas con agujas de insulina (30-31 G):
      Buprenorfina 0,1 mg/kg (12,5 μg/ml; 200 μl).
      Carprofeno 20 mg/kg (50 mg/ml, diluido 1:20 en NaCl estéril al 0,9 %; 200 μl).
      Cloruro de sodio al 0,9 % (200 μL) para hidratación preanestésica.
  2. Inducción y mantenimiento de anestesia
    1. Coloque el ratón en la cámara de anestesia con isoflurano e inicie la anestesia con isoflurano al 3-4% a una velocidad de flujo de aire de 400-500 ml / min.
    2. Mantener la anestesia al 1,5% con una tasa de flujo de aire de 140-250 mL/min, ajustando según la frecuencia respiratoria del ratón.
  3. Retire el pelaje del cuello del ratón en el sitio quirúrgico, preferiblemente con una crema depilatoria.
  4. Encienda el isoflurano en la máscara nasal anestésica (configuración 1.2.2).
  5. Aplicar gel oftálmico en los ojos para evitar la sequedad.
  6. Coloque el ratón en posición supina, con la espalda sobre cortinas estériles sobre una almohadilla térmica.
  7. Asegúrese de que la cabeza del mouse esté totalmente debajo de la máscara nasal anestésica.
  8. Extienda las patas aproximadamente a 90 ° del eje del cuerpo para facilitar la exposición adecuada de los vasos del cuello.
  9. Pegue con cinta adhesiva las patas traseras alineadas con el eje del cuerpo para garantizar un posicionamiento y estabilidad adecuados durante el procedimiento.
  10. Use cintas quirúrgicas para estabilizar las patas.
  11. Asegúrese de que la cabeza permanezca en extensión; Si es necesario, inserte un par de fórceps suavemente en la boca para ayudar a mantener esta posición.
  12. Verifique la profundidad de la anestesia pellizcando la cola o la pata.
  13. Controle la temperatura corporal con una sonda rectal y regule la almohadilla térmica para mantener 37 °C durante todo el procedimiento.
  14. Desinfecte el sitio quirúrgico.
    1. Aplique un exfoliante de povidona yodada en el sitio con un paño estéril.
    2. Enjuague con hisopos de algodón empapados en NaCl (tres pasadas).
    3. Seque el área y aplique una solución de povidona yodada.

2. Fase operativa

NOTA: Todo el procedimiento se realiza bajo una lupa binocular y una lámpara iluminadora. Todos los equipos e instrumentos quirúrgicos necesarios para el procedimiento se enumeran junto con los reactivos utilizados en la tabla de materiales y se muestran en la Figura 1.

  1. Exposición a la vena yugular
    1. Realice una incisión cutánea longitudinal, de aproximadamente 1,5 cm, con unas tijeras quirúrgicas pequeñas a lo largo de la línea media de la región ventrocervical, 5 mm por encima del manubrio esternal.
    2. Con dos pinzas finas, separe suavemente las glándulas submandibulares a lo largo de la línea media para acceder a los vasos subyacentes, luego proceda con una disección roma para liberar las capas superficiales y pretraqueales de la fascia cervical.
    3. Para mejorar la visibilidad del campo quirúrgico, desplace con cuidado los tejidos circundantes con pequeños retractores romos.
      NOTA: Comience diseccionando y ligando las venas yugulares externas, seguidas de las venas yugulares internas, como se describe en el plan a continuación. La ligadura de las venas yugulares externas primero aumenta el flujo a través de los IJV, lo que hace que se dilaten, lo que facilita su disección.
    4. Disección de la vena yugular externa
      1. Identificar las venas yugulares externas ubicadas justo encima de la caja torácica, lateralmente, donde se encuentran superficialmente.
      2. Diseccionar cuidadosamente cada vena comenzando desde su porción caudal justo por encima de la caja torácica y extendiéndose aproximadamente 1 cm cranealmente.
        NOTA: Para hacer esto, levante suavemente la vena con una pinza de punta roma agarrando la grasa circundante y diseccione alrededor de ella con una pinza ultrafina y puntiaguda.
    5. Disección de la vena yugular interna
      1. Diseccionar con pinzas finas la fascia que conecta los músculos sobre la tráquea con los músculos esternomastoideos y omohioideos.
      2. Use retractores para retraer suavemente el músculo esternocleidomastoideo lateralmente y los músculos pretraqueales medialmente.
        NOTA: La vena yugular interna será visible dentro de una vaina fascial que también contiene la arteria carótida interna, el nervio vago y los vasos linfáticos cervicales. La vena yugular interna se encuentra anterior a las otras estructuras dentro de la vaina fascial.
      3. Disecciona cuidadosamente la fascia pellizcándola y elevándola suavemente para separar la vena yugular interna de las estructuras circundantes, minimizando la manipulación del tejido.
        NOTA: Evite agarrar la vena directamente, ya que es extremadamente frágil, en su lugar, levántela por la fascia circundante. Preferiblemente, use unas pinzas de punta ultrafina para la disección y unas pinzas semi-romas para mantener la vena en su lugar.
  2. Ligadura de venas yugulares
    NOTA: Los siguientes pasos se aplican a los cuatro vasos, comenzando con las venas yugulares externas. Asegure la hidratación adecuada de los órganos durante todo el procedimiento aplicando gotas de NaCl en el sitio quirúrgico, particularmente antes de suturar la incisión de la piel.
    1. Una vez que se disecciona el vaso, deslice suavemente las pinzas ultrafinas debajo del vaso para aislarlo con cuidado y eliminar cualquier tejido conectivo restante.
    2. Sostenga la sutura trenzada 6.0 (sin aguja) con las puntas de las pinzas y pásela con cuidado por detrás de la vena yugular, mientras levanta suavemente la vena con una pinza semi-roma.
    3. Realice un nudo de cirujano cruzando los extremos del material de sutura uno sobre el otro, luego apriete para asegurar el vaso.
    4. Haz lanzamientos adicionales, dos o tres, para asegurarte de que el nudo esté firme.
      NOTA: Si hay incertidumbre con respecto a la integridad de la ligadura inicial, coloque una segunda ligadura en el mismo vaso como medida de precaución. Esta sutura secundaria debe colocarse unos milímetros por encima o por debajo del primer nudo, a lo largo del mismo eje. Tenga en cuenta que la distancia entre los dos nudos no está estrictamente estandarizada, ya que no afecta significativamente el resultado. Realice este paso solo cuando sea necesario para garantizar la oclusión completa del vaso, como se ilustra en la Figura 2.
  3. Cierre tisular
    1. Vuelva a colocar los tejidos disecados en su posición original.
    2. Con fórceps, agarre suavemente los bordes de la incisión de la piel para exponerlos claramente.
    3. Asegúrese de que ambos bordes de la incisión estén limpios, libres de escombros y alineados lo más cerca posible.
    4. Sujete el hilo de sutura con la aguja (polipropileno 5.0 no absorbible) con el portaagujas en la parte estampada de la aguja.
    5. Inserte la aguja en un extremo de la incisión, aproximadamente a 3-5 mm del borde. Utilice un ángulo de 90° con respecto a la superficie del tejido para una inserción suave.
    6. Mueva la aguja a través del tejido, asegurándose de que pase uniformemente a través de ambos lados de la incisión.
    7. Haz el primer nudo y apriétalo suavemente sin estrangular el tejido.
    8. Haz dos lanzamientos adicionales y asegúrate de que el nudo esté firme.
    9. Después de apretar, recorte los extremos de la sutura para dejar aproximadamente 1-2 mm de sutura más allá del nudo.
    10. Repita el procedimiento para cerrar completamente la incisión de la piel colocando seis suturas individuales, espaciadas uniformemente a intervalos de aproximadamente 0,25 cm.
      NOTA: Para establecer controles apropiados en el diseño experimental, se pueden incluir ratones operados de forma simulada. Estos animales se someten al procedimiento quirúrgico idéntico para la exposición de las venas pero sin ligadura (es decir, omitiendo el paso 2.2).

3. Cuidados postoperatorios

  1. Después de la cirugía, coloque al animal en una cámara de recuperación con calefacción.
  2. Monitorizar la respiración del animal mediante observación visual durante 2 min cada 5 min hasta la recuperación total de la conciencia.
  3. Asegúrese de que el animal tenga suficiente calor.
  4. Verifique si hay signos de dolor como: espalda arqueada, letargo, ausencia de movimiento cuando se abre la jaula.
  5. Administrar buprenorfina por vía subcutánea (0,1 mg/kg; 12,5 μg/mL; 200 μL) cada 8-12 h durante 2 días después de la cirugía.
    NOTA: Si la buprenorfina es insuficiente, se puede agregar una inyección subcutánea de carprofeno (5 mg / kg, diluido 1:80, 200 μL) cada 12 h a partir del primer día después de la cirugía.
  6. Solo una vez despierto y completamente recuperado, devuelva al animal a su jaula de alojamiento junto con sus compañeros de camada.
    NOTA: En esta etapa, y durante una duración de 48 h, se colocan alimentos y agua estándar en forma de gel directamente en la jaula en lugar de en las rejillas de la jaula, lo que permite a los ratones comer y beber cómodamente sin necesidad de estirar el cuello.
  7. Controlar el bienestar animal diariamente durante las primeras 48 h después de la cirugía, luego cada 2 días hasta el día 7, y una vez a la semana a partir de entonces.
    NOTA: El monitoreo incluye la apariencia, el comportamiento natural y provocado, el peso corporal y el sitio quirúrgico, lo que permite la detección de dolor, estrés o deterioro clínico. Con base en estas observaciones, se deben tomar las medidas apropiadas, incluida la analgesia, los cuidados de apoyo o la eutanasia si es necesario.

Resultados

Inmediatamente después de la ligadura de venas, el segmento del vaso aguas arriba del sitio de ligadura se agranda visiblemente, mientras que el segmento aguas abajo colapsa, apareciendo plano y pálido debido a la interrupción del flujo sanguíneo (Figura 2). La redirección del flujo sanguíneo después de la primera ligadura hace que las otras tres venas yugulares se expandan ligeramente de manera pulsátil.

El procedimiento quirúrgico requiere aproximadamente 20 min cuando lo realiza un operador capacitado, con una tasa de supervivencia postoperatoria del 98,4% (128/130 ratones). Sin embargo, durante la implementación inicial, la tasa de éxito puede ser menor, aproximadamente 93,8% (122/130), principalmente debido a la compresión del nervio vago (5/130) o hemorragia vascular (3/130).

Entre los ratones que se sometieron a cirugías JVL exitosas y fueron monitoreados a largo plazo, el 77,5% (86/111) desarrolló hinchazón difusa de la cara y la cabeza, evidente tan pronto como un día después de la cirugía (Figura 3). El edema disminuyó gradualmente, con resolución parcial observada en el 15,3% de los ratones (17/111) al séptimo día y resolución completa en todos los animales al decimocuarto día (0/111).

La comparación de la venografía de RM bidimensional de tiempo de vuelo (2D-TOF) realizada antes y dos días después de la cirugía JVL, seguida de un posprocesamiento 3D, demuestra un agrandamiento venoso de las venas faciales extracraneales aguas arriba de los sitios de ligadura, lo que indica una cirugía exitosa (Figura 4). La metodología completa, junto con resultados detallados y análisis cuantitativos, está disponible en El Kamouh et al.23.

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Figura 1: Instrumentos y reactivos utilizados para la cirugía. (A) Tijeras Noyes (rectas), (B) Tijeras de iris (rectas), (C) Pinzas para mosquitos (rectas), (D) Pinzas curvas, (E) Pinzas curvas finas, (F) Pinzas rectas finas, (G) Retractores. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 2: Resultado quirúrgico directo: Cambios morfológicos en la vena yugular. (A,B) Imágenes representativas de una vena yugular externa (EJV) antes (A) y después (B) de la ligadura, con el vaso delineado en un recuadro negro. Después de la ligadura, el segmento del vaso aguas arriba del sitio de ligadura está congestionado (flecha blanca), mientras que el segmento aguas abajo parece incoloro y colapsado (flecha negra) debido a la interrupción del flujo de sangre. Barra de escala = 2 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 3: Curso temporal de la hinchazón facial después de la cirugía JVL. (A) Imágenes representativas que ilustran la hinchazón facial postoperatoria en ratones JVL, resaltadas por la flecha roja (panel izquierdo), que muestran una hinchazón que excede el ancho facial normal indicado por las flechas blancas. (B) La incidencia de hinchazón facial difusa se evaluó longitudinalmente en múltiples puntos de tiempo después de la cirugía JVL. La frecuencia de hinchazón alcanzó un máximo del 77,5% a las 2 h después de la cirugía, seguida de una disminución pronunciada al 15,3% en el día 7 (dps 7) y una resolución completa en el día 14 (dps 14). Los datos representan observaciones longitudinales de 111 ratones sometidos a una cirugía JVL exitosa. Barra de escala = 1 cm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 4: La resonancia magnética de ratones revela un agrandamiento de las venas faciales extracraneales después de la ligadura. (A, B) Vista lateral del cerebro y las venas craneales/extracraneales antes (A) y 2 días después de la cirugía JVL (B). La reconstrucción 3D se generó con 3D-Slicer (https://www.slicer.org) y se realizó mediante el posprocesamiento 3D de imágenes de secuencia de eco multigradiente (MGE) y tiempo de vuelo (TOF) adquiridas con un escáner de 11,7 T. Tenga en cuenta el agrandamiento después de la cirugía de las venas extracraneales, incluida la vena facial posterior (pfv), la vena facial anterior (afv) y la vena maxilar (mv) que se unen a la vena facial común (cfv). Senos venosos meníngeos: sigmoides (SVS). Barra de escala = 2 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

Este artículo metodológico describe el procedimiento quirúrgico para inducir la oclusión del flujo venoso cerebral en ratones a través de la ligadura bilateral de las venas yugulares internas y externas. Se seleccionaron ratones hembra para reflejar el perfil de género y edad de los pacientes típicamente afectados por la HII. Este modelo induce eficazmente características clínicas clave de la HII, como la hipertensión intracraneal y la retención de líquido cerebral, destacando el deterioro del flujo de salida venosa cerebral como una característica fisiopatológica central de la enfermedad y apoyando la relevancia de este modelo23. Sin embargo, debido a la remodelación vascular compensatoria, estas características son solo transitorias. Por lo tanto, los ratones con JVL no imitan la fisiopatología de la HII y no reproducen las consecuencias a largo plazo de los trastornos venosos crónicos. Sin embargo, proporcionan un modelo interesante para investigar los procesos de remodelación inducidos en la sangre y la vasculatura linfática para restaurar el flujo sanguíneo normal y el drenaje del LCR después de la alteración del flujo venoso cerebral. Los cambios dinámicos en el fenotipo vascular observados durante varias semanas después de la cirugía hacen de los ratones JVL un modelo adecuado para estudiar los mecanismos de remodelación vascular cerebral y su impacto en la depuración de líquidos y la vigilancia inmune23. El presente protocolo paso a paso garantiza un alto nivel de consistencia entre los experimentos, especialmente cuando son realizados por profesionales calificados, lo que lo convierte en un enfoque eficaz para estudiar la fisiopatología de las alteraciones del flujo de salida venoso. Además, este modelo brinda oportunidades de estudio longitudinal, lo que permite a los investigadores evaluar la progresión y resolución de la congestión venosa.

La principal ventaja y novedad del procedimiento quirúrgico JVL radica en su capacidad para inducir la oclusión del flujo venoso cerebral al tiempo que preserva la integridad de las estructuras vasculares durales. A diferencia de los abordajes intracraneales 16,17,18, esta técnica evita el daño directo a la duramadre y los vasos meníngeos asociados, lo que permite un análisis confiable de los cambios en el aclaramiento vascular y de líquidos aguas abajo. En comparación con otras técnicas cervicales que involucran coagulación o doble ligadura seguida de transección de vasos21,22, este método es menos invasivo y minimiza la manipulación de tejidos. Al evitar la cauterización o las manipulaciones excesivas del vaso, reduce el riesgo de dañar los vasos linfáticos cervicales adyacentes, estructuras que son cada vez más reconocidas por su papel en el drenaje del líquido cerebral y la vigilancia inmunológica.

Sin embargo, la cirugía sigue siendo técnicamente exigente y requiere un estrecho seguimiento postoperatorio, especialmente durante las primeras 48 h. Uno de los principales desafíos es la necesidad de una alta precisión quirúrgica. El procedimiento implica una disección y ligadura cuidadosas de las venas yugulares internas y externas, evitando lesiones en las estructuras críticas adyacentes. La posición adecuada del animal es esencial: el ratón debe estar asegurado de manera estable, con las extremidades anteriores extendidas en ángulo recto con el cuerpo y la cabeza mantenida en extensión para optimizar la exposición cervical. La vena yugular interna es particularmente delicada de aislar debido a su proximidad a la arteria carótida, el nervio vago y los vasos linfáticos cervicales. Se requiere una disección meticulosa para evitar lesiones potencialmente mortales. La compresión o el daño al nervio vago pueden provocar una muerte súbita debido a trastornos autonómicos graves, y un sangrado significativo, especialmente por la perforación del vaso, puede provocar un rápido deterioro y la muerte si no se controla rápidamente. La anestesia debe controlarse cuidadosamente durante todo el procedimiento, con el nivel de isoflurano ajustado a la frecuencia respiratoria y la temperatura corporal mantenida a través de una almohadilla térmica. La hidratación adecuada también es fundamental, especialmente en caso de sangrado intraoperatorio. No se recomienda el uso de ketamina, ya que su perfil anestésico es inestable y su duración de acción no se adapta bien a la duración y las exigencias del procedimiento.

Además, se deben reconocer varias limitaciones. Este modelo solo se ha validado en ratones jóvenes hembra C57BL / 6J, y los resultados pueden variar según el sexo, la edad o los antecedentes genéticos. Además, la oclusión venosa en este modelo es extracraneal, mientras que la HII en humanos implica estenosis del seno dural intracraneal. La hinchazón facial observada en este modelo, como resultado de la hipertensión venosa extracraneal, no ocurre en pacientes con HII y puede limitar la relevancia traslacional de ciertas características periféricas. Las diferencias anatómicas entre especies restringen aún más la extrapolación directa a la fisiología humana. Por ejemplo, en ratones, las venas yugulares externas contribuyen más sustancialmente al drenaje venoso cerebral que las venas yugulares internas en humanos23. Además, las venas vertebrales juegan un papel más importante en ratones que en humanos 24,25. Por último, el drenaje venoso cerebral en humanos depende en gran medida de la gravedad en posición vertical, lo que influye en el retorno venoso. En ratones, el tamaño más pequeño del cerebro y la postura horizontal reducen el papel de la gravedad, lo que afecta menos la eficiencia y el mecanismo del retorno de sangre venosa desde el cerebro26.

Sin embargo, este modelo ofrece una plataforma sólida y única para investigar cómo la alteración del flujo venoso cerebral impulsa la remodelación de los vasos sanguíneos cerebro-meníngeos y los linfáticos meníngeos, así como los cambios en la dinámica del fluido cerebral a lo largo del tiempo. A pesar de sus limitaciones para imitar los aspectos crónicos y anatómicos de los trastornos venosos humanos, el modelo JVL es fácil de implementar y altamente reproducible, lo que lo convierte en una herramienta valiosa para estudiar los mecanismos clave involucrados en la regulación del flujo sanguíneo cerebral y la eliminación del líquido cerebral.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por Venolymphatic (BBT.1300), NEIMO (FRN, Fond de Recherche Neurosciences), BrainWash (ANR-17-CE14-0005), Lymbrain (ANR-20-CE16-0027-01). Los autores están financiados por las siguientes fuentes: M.-R. El Kamouh, ANR-Lymbrain; M. Spajer, BBT.1300 Venolymphatic e INCA (Institut National du Cancer); Anne-Laure Joly Marolany: NEIMO (FRN) y ANR-11-INBS-0006; R. Singabahu: BBT.1300 Venolymphatic, INCA (Institut National du Cancer); S. Lenck: Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale y Assistance Publique des Hôpitaux de Paris CIHU-2021.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Jeringa de 1 ml Omnifix 100 SoloB. BraunReferencia 91611708VSe utiliza para hidratación/dilución
Balanza KERN 400-45NKERN & SOHN400-45NSe utiliza para rastrear el peso de los animales
Microscopio estereotáxico binocular (Leica S6E)Leica BIOSYSTEMS Leica S6E
Hilo trenzadoFST18020-60Se utiliza para la ligadura de venas
Buprenorfina (Buprecare), 0,3 mg/mlCentravetBUP002Utilizado para la analgesia
Cartucho para Inventor 2010 Scavenger (anestesia)PHYMEP8438025Utilizado para anestesia
Medicomp de telaHartmann411029Se utiliza para mantener condiciones asépticas
Bastoncillos de algodónCentravetCOT010Se utiliza para mantener condiciones asépticas
Pinzas curvas (patrón estrecho curvado dentado)PHYMEPN° 11003-20
Eutasol, 400 mg/mlCentravetEUT003Utilizado para la eutanasia
Pinzas curvas finas (pinzas McPherson) PHYMEPN° 11063-07
Tijeras de iris finas rectasPHYMEPNº 22002-10 o Nº 14094-11
Pinzas rectas finas (Dumont Inox Medbio Forceps)PHYMEPN° 11254-20
Cámara de calentamiento VET-TECHPHYMEPHE011Se utiliza para mantener la temperatura corporal a 37 ° C
Sistema de monitorización homeotérmica Thermostar RWD PHYMEP69027Se utiliza para controlar la temperatura corporal
Jeringa de insulina 0,5 ml U-100 (0,33 mm (29 G) x 12,7 mmBD Microfine TM+Referencia 324892 Utilizado para la analgesia
Isoflurano (Iso-vet), 1000 mg/gCentravetNorma ISO005Utilizado para anestesia
Pinzas para mosquitos rectasPHYMEPN° 13010-12
Sutura de polipropeno 5.0 no absorbible (Dafilon 5.0)CentravetDAF003Se utiliza para la sutura de la piel
Tijeras Noyes rectas PHYMEPN° 15012-12
Gel fotovoltaico (Ocrygel)CentravetOCR002Se utiliza para proteger los ojos de la irritación y la sequedad
Solución de povidum yodado (Vetedine), 75 mg/mlCentravetVET001Se utiliza para mantener condiciones asépticas
Exfoliante Povidum 4% (jabón)CentravetPOV008Se utiliza para mantener condiciones asépticas
Retractores (Guthrie)PHYMEPNº 17021-13
Rimadyl (Carprofeno), 50 mg/mlCentravetRIM012Utilizado para la analgesia
Afeitadora MOSER AlemaniaBiosebBIO-1556Se utiliza para el afeitado de pieles
Inducción de caja de anestesia pequeñaPHYMEPpas de ré fé Rence
Solución de cloruro de sodio al 0,9% B.BRAUNCentravetCHL050Se utiliza para hidratación/dilución
Montura estereotáxica KOPF PHYMEP963076ASe utiliza para colocar al animal
Lámpara de cirugía (ré f: KL 1500 LED)LEICA BIOSYSTEMS KL 1500 LED
Cinta quirúrgicaCentravetCOL427Se utiliza para asegurar las extremidades superiores e inferiores
TERUMO AGANI Agujas 26 G x (0,45 x 13 mm) Bisel regular 11°Terumo AN*2613R1Utilizado para la analgesia
Xilacina (Paxman), 20 mg/mlCentravet221631Utilizado para la analgesia

Referencias

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